המחברים מבקשים להודות לבני זוג. Wenjun לי ודניאל קרייסל (בית הספר לרפואה של אוניברסיטת וושינגטון בסנט לואיס) על עזרתם באימון ניתוח. RYL נתמך על ידי המכון הלאומי לבריאות גרנט R01 DK068057 וקרן המחקר של נשיא אוניברסיטת סנט לואיס.

1. הכנת תא הערות: 1) מתכון מלא RPMI 1640 מבוסס תרבות תקשורת (500 מ&quot;ל) כולל 435 מ&quot;ל 1640 RPMI, 50 מיליליטר FBS מומת חום, 5 חומצות אמינו לא חיוני מ&quot;ל, פירובט נתרן 5 מ&quot;ל, 5 מיליליטר האנטיביוטיקה antimycotic, 2) מקום matrigel ב 4 ° C יום לפני קציר תא אחד. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שורת תאים האנושית ATC-11T THJ 8 גדלים ב6 צלחות תרבות היטב ונקטפו ברגע 80-90% ומחוברות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גלולה תאים על ידי צנטריפוגה ב XG 200 במשך 4 דקות בטמפרטורת חדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב תקשורת ותאי resuspend בתקשורת 1640 RPMI [צלחת גם 2 מ&quot;ל / 6]. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את נפח קטן של ההשעיה התא, להוסיף אותו לכרך אחד של 0.4% trypan כחול צבע ולקבוע צפיפות תאים באמצעות TC10 נגד תא אוטומטי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב נפח של השעיה תא צריכה לקבל 5 פי 10 5 תאים / עכבר x עכברי מספר הזרקה. </li></ol> הערה: כדי להבטיח שמודעה<html> להשוות את ההשעיה תא להזרקה, להכין תאים כאילו אתה הזרקה כפולה מספר העכברים (למשל, אם הזרקת 5 עכברים, ולאחר מכן להכין את ההשעיה תא כאילו היית הזרקת 10 עכברים). <ol start="6" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הנפח דרוש של השעיה תא לתוך צינור חרוטי 15 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גלולה תאים על ידי צנטריפוגה ב XG 200 במשך 4 דקות בטמפרטורת חדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב תקשורת ותאי resuspend בתקשורת להשלים RPMI 1640. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת תאי צינור מ&quot;ל 1.6, להוסיף נפח של 1 matrigel ומערבבים בעדינות על ידי pipetting לאט פנימה והחוצה. </li></ol> הערה: כל עכבר יקבל 10 μl של קוקטייל ההשעיה / matrigel התא. מאז 5 x 10 5 תאים מרחפים בנפח 10 זריקות μl היו בשימוש בהצלחה בלימודי ATC orthotopic 9-10 הקודמים, השתמשנו בפרמטרים האלה בדוח זה. <ol start="10" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח השעיה תא על קרח עד מוכן לשימוש. </li></ol>_title &quot;&gt; 2. הכנת עכבר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את אזור הניתוח, הכולל את היקף הניתוחים ואזור שמסביב, על ידי ניגוב כל המשטחים עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל מנורות חימום / כריות שבו בעלי החיים יהיו מתאוששים מניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל 0.1 מ&quot;ל קטמין / xylazine (קוקטייל תרופות בהיקף של 9 קטמין מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​ו xylazine 1mg/ml) לintraperitoneally משקל הגוף גרם 10 באמצעות 1 מ&quot;ל, 27G ½ &quot;מזרק טוברקולין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר הכנה לניתוח: 1) לגלח את אזור צוואר של עכבר (מקו הלסת העליון של עצם חזה ולהחוצה לזרועות), 2) לשפשף אזור ניתוח שלוש פעמים עם ריבועי גזה ספוגים chorhexadine, 3) לשפשף סופי נעשה עם גזה ספוגה בטאדין, 4 ) בעדינות להחיל משחה העין כדי למנוע את העיניים מהתייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו דוושת רפלקס כדי להבטיח עכבר מסומם במידה מספקת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח חיה שכיבה על גב מכשול שדה סטרילי הפנוי מתחת למשטח הביתור ולאבטח את החיה במקום עם סרט בד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידי ו-F פילינגingernails ואז לשים את כפפות כירורגיות סטריליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצורה סטרילית, ניתוח פתוח לארוז ולארגן את המכשירים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח וילון סטרילי על בעלי חיים, עוזב את האתר ניתוחי בלבד חשוף. </li></ol> 3. גישה ניתוחית לבלוטת התריס והזרקת תאים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש סטרילי, אזמל חד פעמי, לעשות חתך אורכי 1 ל 1.5 ס&quot;מ לאורך קו האמצע של הגרון. </li></ol> הערה: סטייה מקו האמצע עמוק יותר מסבכת חיתוך כדי לגשת לקנה הנשימה. די חתך קו האמצע מדויק מאפשר לך להקניט ולחתוך את הרקמה הקרומית מחזיקה בלוטות רוק ימנית ושמאליות יחד ומפחית את הסיכוי לסחב או ניתוק עורקים גדולים. <ol start="2" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך שני לתוך שרירי הרצועה המקיפים את קנה הנשימה ואז למשוך את הצד של השריר חרות הזכות לצד לחשוף את בלוטת התריס הימנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Hemostats יכול לשמש בשלב זה לקיים את שכבת השרירחלק לגישה קלה לבלוטת התריס (איור 1). </li></ol> הערה: לחלופין, אם הליך מבוצע על ידי שני אנשי צוות הכירורגי, שכבת השריר ניתן פשוט התאפקה עם מלקחיים תוך מזרק מוכן להזרקה הוא להתמנות למנתח על ידי צוות הסיוע. <ol start="4" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להזריק 10 μl של השעיה תא לתוך בלוטת התריס הנכונה באמצעות מזרק אינסולין 31G 5/16 &quot;ואז בעדינות להסיר את המחט. </li></ol> 4. סגירתו של אתר כירורגית ושחזור מאוס <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שכבת שריר תפר עם חומר 6.0 תפירה או באמצעות סגנון תפירה רציף או קטוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר העור באותו אופן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למרוח שכבה של משחה אנטיביוטית משולשת ישירות מעל אתר חתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר לבעלי חיים כדי לשחזר שכיבה על גב כרית חימום חם. ברגע שבעלי חיים יכולים להשיג עינת חזה ללא סיוע, ניתן למקם אותו בחזרה עם עכברים אחרים. </li></ol> &lt;כיתת p = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. מעקב לאחר ניתוח ואיסוף רקמות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדקו את אתר חתך ועל בריאות כללית של החיה ביום למשך שבוע לאחר ניתוח, ולאחר מכן לבדוק פעם בשבוע. אם התפרים הם עדיין שלמים אחרי 14 ימים, שהם יוסרו. </li></ol> הערה: בעלי חיים מציגים סימנים של ירידה בבריאות (למשל אובדן משמעותי במשקל, שיער מוזנח, נשימה מאומצת) צריכים להיות מורדמים ורקמות שנאספו. <ol start="2" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שעכברים הגיעו לנקודה זמן שלאחר ניתוח שנקבעה מראש, לנהל קטמין / xylazine כמו לתאר לעיל כדי להרדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Perfuse חיה intracardially וקציר בלוטת התריס / קנה הנשימה וברקמות אחרות של עניין (אינו מתוארת בפירוט כאן). </li></ol>

<ol>
	<li>Bibby, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+models+of+cancer+for+preclinical+drug+evaluation:+advantages+and+disadvantages.">Orthotopic models of cancer for preclinical drug evaluation: advantages and disadvantages.</a> Eur. J. Cancer. 40, 852-857 (2004).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+metastatic+mouse+models+for+anticancer+drug+discovery+and+evaluation:+a+bridge+to+the+clinic.">Orthotopic metastatic mouse models for anticancer drug discovery and evaluation: a bridge to the clinic.</a> Invest. New Drugs. 17, 343-359 (1999).</li><li>Killion, J. J., Radinsky, R., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+models+are+necessary+to+predict+therapy+of+transplantable+tumors+in+mice.">Orthotopic models are necessary to predict therapy of transplantable tumors in mice.</a> Cancer Metastasis Rev. 17, 279-284 (1998).</li><li>Kim, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+model+of+anaplastic+thyroid+carcinoma+in+athymic+nude+mice.">An orthotopic model of anaplastic thyroid carcinoma in athymic nude mice.</a> Clin. Cancer Res. 11, 1713-1721 (2005).</li><li>Nucera, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+orthotopic+mouse+model+of+human+anaplastic+thyroid+carcinoma.">A novel orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid carcinoma.</a> Thyroid. 19, 1077-1084 (2009).</li><li>Todaro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumorigenic+and+metastatic+activity+of+human+thyroid+cancer+stem+cells.">Tumorigenic and metastatic activity of human thyroid cancer stem cells.</a> Cancer Res. 70, 8874-8885 (2010).</li><li>Tran Cao, H. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+tumor+progression+in+a+fluorescent+orthotopic+mouse+model+of+thyroid+cancer.">Real-time imaging of tumor progression in a fluorescent orthotopic mouse model of thyroid cancer.</a> Anticancer Res. 30, 4415-4422 (2010).</li><li>Marlow, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detailed+molecular+fingerprinting+of+four+new+anaplastic+thyroid+carcinoma+cell+lines+and+their+use+for+verification+of+RhoB+as+a+molecular+therapeutic+target.">Detailed molecular fingerprinting of four new anaplastic thyroid carcinoma cell lines and their use for verification of RhoB as a molecular therapeutic target.</a> J. Clin. Endocrinol. Metab. 95, 5338-5347 (2010).</li><li>Nehs, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Late+Intervention+with+anti-BRAF+(V600E)+therapy+induces+tumor+regression+in+an+orthotopic+mouse+model+of+human+anaplastic+thyroid+cancer.">Late Intervention with anti-BRAF (V600E) therapy induces tumor regression in an orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid cancer.</a> Endocrinology. 153, 985-994 (2012).</li><li>Nucera, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+BRAFV600E+with+PLX4720+displays+potent+antimigratory+and+anti-invasive+activity+in+preclinical+models+of+human+thyroid+cancer.">Targeting BRAFV600E with PLX4720 displays potent antimigratory and anti-invasive activity in preclinical models of human thyroid cancer.</a> Oncologist. 16, 296-309 (2011).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

<html> במודל שלנו, בעלי החיים הדגימו גרורות בלוטת התריס גידולים ומחלות הקשורות מצוקה ותשישות כרונית בדרכי הנשימה על ידי 4 שבועות לאחר ההזרקה. כמו ברוב הדגמים אחרים orthotopic ניצול מסירת זריקות של השעיה תא, זריקה לתוך רקמות הסובבות וזליגה לאחר ההזרקה שמתפשטת מעבר ליעד אפשרי. עם זאת נאמר, לא ידוע אחד לזיהוי פוטנציאל המיוצר על ידי הליך זה הוא ההשפעה של חשיפה ליעד את גרורות שאינן קשורות למחלה או לסיבוכים. זוהי דאגה כללית עם רוב השתלות xenographic, ללא קשר למחלה נחקרת. עם זאת, השלכות לא מכוונות מגרורות עשויים להיות ממוזערת באופן משמעותי על ידי הבטחת כל השיפוע של קצה המחט חדרה את הקרום בנוחות כיסה את בלוטת התריס וגירוש ההשעיה הסלולרית לאט. אם דליפה הוא ציין במהלך או לאחר ההזרקה, בעלי החיים אלה עשויים להיות מושמטים מהמחקר. ילדה = &quot;jove_content&quot;&gt; זה חיוני כי בעלי החיים הם perfused לפני קצירת בלוטת התריס / קנה הנשימה וברקמות אחרות. היתרונות הם כפול, 1) תאי דם אדומים הם מטוהרים ולא יפריעו לי דגימות היסטולוגית ו -2) מורפולוגיה רקמות ויושרה נשמרות. יתר על כן, בלוטת התריס / קנה נשימה שיש לי resected או מסת tumorous המצורפת או קבור בתוכו יש לחתוך בצורה שניתן לזהות אתרים אנטומיים לפני שמוטבעים להכנה היסטולוגית. זה יפחית את הזמן באופן דרמטי הכנת דגימה. בדו&quot;ח זה אנו מתארים צמיחה מקומית ופלישה של גידול בבלוטת תריס מתקדם בעקבות הזרקת תאי orthotopic של ATC. ATC גרורות עשויות להיחקר על ידי ניתוח הכנות היסטולוגית של רקמות אחרות באמצעות כתמים היסטולוגית סטנדרטיים, כגון hematoxylin ו eosin, או על ידי ניצול אימונוהיסטוכימיה תא או סמנים רלוונטיים פתולוגיה. מערכת זו יכולה להיות מפותחת יותר על ידי Genetically שינוי תאי סרטן בבלוטת התריס עם כתבי הקרינה כך שהדמית חיה ניתן להשתמש כדי לפקח על גרורות ואת היעילות של טיפולים רפואיים.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RPMI 1640 cell culture media</td>
 <td>Mediatech</td>
 <td>10-041-CV</td>
 <td>Media and additives used depend on cell line</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TC10 Automated Cell Counter</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>145-0001</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Matrigel</td>
 <td>Becton, Dickinson and Company</td>
 <td>354234</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graefe Forceps, Serrated; Slight Curve, 4"</td>
 <td>Roboz</td>
 <td>RS-5135</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Disposable scalpel, No. 15</td>
 <td>Feather</td>
 <td>2975#15</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Olsen Hegar Needle Holder - 4 &frac12;" delicate serrated</td>
 <td>gSource</td>
 <td>gS 21.5400</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>6-0 nylon black monofilament suture</td>
 <td>Surgical Specialties Corporation</td>
 <td>1279B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heating Pad, reusable, 8" x 12"</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Cloth tape, 1" X 10 yds</td>
 <td>Medline</td>
 <td>MIINON260101</td>
 <td>For restraining anesthetized mouse</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Peanut Clipper/Trimmer</td>
 <td>Wahl</td>
 <td>8655</td>
 <td>For removing hair from surgical site</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ChlorHex-Q SCRUB 2%</td>
 <td>Penn Veterinary Supply</td>
 <td>VED1222</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Betadine</td>
 <td>Henry Schein Company</td>
 <td>6906727</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petrolatum ophthalmic ointment</td>
 <td>Dechra Veterinary Products</td>
 <td>17033-211-38</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>2 x 2 gauze, 12-ply</td>
 <td>Butler Animal Health Supply</td>
 <td>6936</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sterile Field, Barrier, 18" x 26"</td>
 <td>Busse</td>
 <td>696</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drapes (CSR Wrap)</td>
 <td>Cardinal Health</td>
 <td>AT 21 412</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>27G &frac12;" needle</td>
 <td>Becton, Dickinson and Company</td>
 <td>309623</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>31G 5/16" needle</td>
 <td>Becton, Dickinson and Company</td>
 <td>328438</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ketamine (9 mg/ml) / xylazine (1 mg/ml) solution</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Triple antibiotic ointment</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

an orthotopic mouse model of anaplastic thyroid carcinoma

מספר סוגים של מודלים של בעלי חיים של קרצינומה של בלוטת התריס אדם כבר הוקמו, ובכלל זה תת עורי וxenograft השתלת orthotopic של תאים סרטניים לעכברים immunodeficient. המודלים xenograft תת עורי היו יקרים להקרנה והערכה של טיפולים פרה טיפוליים חדשים. ישנם מספר היתרונות לשימוש במודל תת עורית; 1) מהיר, 2) לשחזור, ו3) הקמת גידול, צמיחה, ותגובה לסוכנים טיפוליים עשויים להיות במעקב על ידי בדיקה חזותית. עם זאת, ראיות משמעותיות יש לשפוך אור על בואם קצר של דגמי xenograft תת עורי 1-3. לדוגמה, טיפולים רפואיים הממחישים תכונות המרפאות במודלי xenograft תת עורי לעתים קרובות אין להם השפעה ניכרת על המחלה האנושית. Microenvironment של האתר של השתלת xenographic או הזרקה טמון בלבו של שוני זה. מודלים xenograft סרטניים Orthotopic לספק biolo יותרהקשר רלוונטי gically שבו ללמוד את המחלה. היתרונות של השתלת תאים חולים או רקמות למקבילת המקור האנטומי שלהם בתוך חיה מארחת כוללים אתר מתאים לאינטראקציות גידול מארחות, התפתחות של גרורות הקשורים למחלה ואת היכולת לבחון את השפעת האתר ספציפית על תרופות טיפוליות ניסיוניות. לכן, מודלים xenograft orthotopic נמל ערך הרבה יותר קליני כי הם מתרבים מחלה אנושית באופן הדוק. מסיבות אלה, מספר הקבוצות ניצלו את מודל סרטן בלוטת התריס orthotopic ככלי מחקר 4-7. כאן, אנו מתארים את הגישה שקובעת מודל orthotopic לחקר סרטן בלוטת התריס אנפלסטית (ATC), שהוא פולשני מאוד, מתנגד לטיפול, וכמעט קטלני בכל החולים שאובחנו. תאים בתרבית ATC ערוכים להשעיה סלולרית מנותקת בתמיסה המכילה מטריצת קרום במרתף. נפח קטן הוא לאט injected לבלוטת התריס הנכונה. מראה כללי ובריאות של העכברים מנוטרים על מנת להבטיח סיבוכים שלאחר ניתוח מינימאליים וכדי לאמוד penetrance פתולוגית של הסרטן. עכברים הם הקריבו ב4 שבועות, ורקמות שנאספו לניתוח היסטולוגית. בעלי חיים עשויים להילקח בזמן מאוחר יותר לבחון את נקודות יותר מראש את התקדמות המחלה. ייצור של מודל עכבר orthotopic זו יוצר פלטפורמה שמשיגה שתי מטרות: 1) עוד יותר את ההבנה שלנו של ATC פתולוגיה, ו2) מסך סוכנים טיפוליים עכשוויים ועתידיים ליעילות במאבק ATC.

גילינו 19 גידולים בבלוטת התריס פולשניים מתוך סך של 20 עכברים הוזרקו תאי ATC לאחר 4 שבועות. בדוגמא שמוצגת באיור 2 א, עכברים שקבלו זריקת orthotopic של 5 תאי ATC 5x10 גדלו בתנאים מצורפים, תערוכת חדירה משמעותית של תאים סרטניים בבלוטת התריס על ידי 4 שבועות לאחר ההזרקה. אופיים של התאים הפולשים ATC עם תאים אופייניים מוארכים ותאים בינוניים עד ענק בגודל עם eosinophilic ציטופלסמה וגרעינים גדולים אומת על ידי hematoxylin ו eosin (H &amp; E) מכתים. לשם השוואה, בלוטת התריס וקנה הנשימה מחית שליטה שאינה המוזרקת מוצג באיור 2. זקיקים של החיה uninjected להציג קרובה, עדיין רופפת, ויש לי בעצם עמותת מורפולוגיה סיבוב. בשל גודלו הקטן של בלוטת התריס ושימוש במשלוח זריקות, תוצאות לא מכוונות שעלולות להתעורר. איור 3 א ממחישציינתי הנפוץ ביותר, שהוא הפיתוח של מסת גידול מחוץ, אבל לא מקיף, בלוטת התריס. זה יותר סביר להניח שעקב חדירת המחט דרך ומעבר לבלוטת התריס כאשר תאים גורשו. לפעמים, עכברים עם הצגה אין צמיחת גידול, הן גסות והיסטולוגיה, מזוהים כפי שמוצגים באיור 3. היעדר התפתחות גידול זיהוי יכול להיגרם על ידי גירוש של ההשעיה התא מאתר ההזרקה וההפצה לרקמות וחללים שכנות. <img src="/files/ftp_upload/50097/50097fig1.jpg" alt="איור 1"/> איור 1. חשיפה של בלוטת התריס. תוויות מצביעות על בלוטת תריס ימין ושמאל משני צדי קנה נשימה. <img src="/files/ftp_upload/50097/50097fig2.jpg" alt="איור 2"/> איור 2. בדיקה היסטולוגית של גידול ובדגימות רקמת vasion לאחר הזרקת בלוטת התריס מוצלחת. נותחו במישור העטרה.) תמונה שצולמה ב200X של עכבר מציג גידול משמעותי בתאים אופייניים מוארכים ותאים בינוניים עד ענק בגודל עם eosinophilic ציטופלסמה וגרעינים גדולים בhematoxylin ו eosin ( H &amp; E) כתם ט&quot;ו מציין את הנגע הראשוני שממנו התאים סרטניים לפלוש לבלוטת התריס ב &#39;) קנה נשימה ובלוטת תריס מבעלי החיים שליטה (תמונה נלקחה ב100X) ט&quot;ו, גידולים;... S, שריר חלק; Tr, קנה נשימה; Thy, בלוטת תריס. <img src="/files/ftp_upload/50097/50097fig3.jpg" alt="איור 3"/> איור 3. תוצאות לא מכוונות של הזרקת orthotopic. דגימות רקמה נותחו במישור העטרה. גידול היקפי) ללא צמיחה ניכרה בthyroiחוסר גילוי גידול על ברוטו (לא מוצג) או בדיקה היסטולוגית ד (חץ שחור, תמונה שצולמה ב100X). ב) (תמונה צולמה ב50X). Thy, בלוטת תריס.

Watch this Scientific Journal Video about An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma at JoVE.com

An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma

הדור של מודל עכבר orthotopic של קרצינומה של בלוטת התריס אנפלסטית מתואר כאן. טכניקה זו מעסיקה מיקום כירורגית של תאי סרטן בבלוטת התריס anaplastic אדם לבלוטת התריס של עכברי immunodeficient, ובכך ליצור אווירה יותר רלוונטית מבחינה קלינית ללמוד התקדמות מחלה, כמו גם התערבויות טיפוליות חדשניות מסך.

מודל עכבר orthotopic של קרצינומה של בלוטת התריס אנפלסטית

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer ...

an-orthotopic-mouse-model-of-anaplastic-thyroid-carcinoma

Research

JoVE Journal

Medicine

20.9K Views.  Saint Louis University School of Medicine. הדור של מודל עכבר orthotopic של קרצינומה של בלוטת התריס אנפלסטית מתואר כאן. טכניקה זו מעסיקה מיקום כירורגית של תאי סרטן בבלוטת התריס anaplastic אדם לבלוטת התריס של עכברי immunodeficient, ובכך ליצור אווירה יותר רלוונטית מבחינה קלינית ללמוד התקדמות מחלה, כמו גם התערבויות טיפוליות ...

Video: An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

דגם orthotopic של סרטן שלפוחית ​​השתן Murine

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Multi-פוטון הדמיה של הפלישה תאים סרטניים במודל עכבר orthotopic של קרצינומה של תאים קשקשיים אוראלי

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

שילוב הקרנות של מודל העכבר Orthotopic המוח גידול

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

שלפוחית ​​השתן Orthotopic גידול דגם ואת הערכת טיפול סרנה השלפוחית

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

סרטן שלפוחית ​​השתן לדגם orthotopic ג&#39;ין משלוח לימודים

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

דגם orthotopic bioluminescent של התקדמות סרטן הלבלב

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

מודל Murine orthotopic של אדם סרטן ערמונית גרורה

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Glioblastoma עכבר דגם orthotopic שמירה על אילוצי המוח של רקמת ריאה, פיסיים ומתאים לשני פוטונים במיקרוסקופ Intravital

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane (CAM) Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and highly vascularized, making it an ideal system for tumor implantation. Furthermore, the CAM contains extracellular matrix proteins such as fibronectin, laminin, collagen, integrin alpha(v)beta3, and MMP-2, making it an attractive model to study tumor invasion and metastasis. Scientists have long taken advantage of the physiology of the CAM by using it as a model of angiogenesis. More recently, the CAM assay has been modified to work as an in vivo xenograft model system for various cancers that bridges the gap between basic in vitro work and more complex animal cancer models. The CAM assay allows for the study of tumor growth, anti-tumor therapies, and pro-tumor molecular pathways in a biologically relevant system that is both cost- and time-effective. Here, we describe the development of CAM xenograft model of hepatocellular carcinoma (HCC) with embryonic survival rates of up to 93% and reliable tumor take leading to growth of three-dimensional, vascularized tumors.

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane CAM Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) is immunodeficient and highly vascularized, making it a natural in vivo model of tumor growth and angiogenesis. In this protocol, we describe a reliable method of growing three-dimensional, vascularized hepatocellular carcinoma (HCC) tumors using the CAM assay.

<em&gt; באוב</emAssay&gt; אפרוח chorioallantoic ממברנה (CAM) כמודל xenograft יעיל של Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.