We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. Assay CAFE הערה: assay מורכב משלושה רכיבים: בקבוקון ניסיוני, מכסה ספציפית ונימים מיקרו. קופסת פלסטיק עם מכסה משמש להובלת בקבוקונים מוכנים וכדי לשלוט לחות בצורה יעילה יותר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקבוקון פלסטיק תרבות תסיסנית (גובה אופציונלי 8 ס&quot;מ, 3.3 ס&quot;מ קוטר) כמו צינור עבור assay. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הבקבוקון עם מכסה פרספקס מיוצרים המכיל טבעת O (איורים 1 א, 1B). טען זבובים על ידי הקשה או עם רובה הנשיפה דרך הפתח המרכזי של המכסה (0.9 ס&quot;מ קוטר), אשר מאפשר גם עבור זרימת אוויר ואספקת מים, ולסגור את החור עם פקק ספוג. שישה פתחים חרוטי קטן (0.4 ס&quot;מ קוטר עליון, 0.3 ס&quot;מ קוטר פנימי) המקיפים את החור המרכזי ולהשתלב הטיפים פיפטה של ​​2 - 20 נפח μL להחזיק הנימים במקום. (ראה דמויות הנוספת פרטים טכניים של המכסה.) הערה: השימוששל פקק ספוג עם פתחים עבור הנימים במקום המכסה מחוייט המשמש כתב היד שלנו אפשרי. המכסה האישית שלנו מאפשרת טיפול בטוח של הבקבוקונים המוכנים ימזערו את הסיכון כרוך נימים נופלות למטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על מנת להציג את המזון הנוזלי, השתמש 5 microcapillaries μL עם 1 סימני μL. מקם את נימי הפתחים חרוטי במכסה ידי ניתוק העליון של 2 - קצה פיפטה μL 20 והחדרת הקצה לתוך החור (איור 1B, מסומנות קצה אדום). כדי למנוע זבובים לברוח, להכניס נימול 2 - קצה פיפטה 20 μL לאותו הפתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להתמודד עם בקבוקונים מוכנים מרובות בבטחה, ולהכניס אותם לתוך קופסת פלסטיק עם (איור 2 א) שיבוץ gridded. </li></ol> 2. הכנת זבובים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור זבובים על מזון רגיל של 25 מעלות צלזיוס, 60% לחות יחסית מחזור 12 שעות / 12 שעות-כהה אור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשלוט תנאי גידול, להציג 35 נקבות בתולהד 15 זכרים לכל קבוצת הניסוי לתוך בקבוקון פלסטיק תרבות (גובה 9.8 ס&quot;מ, 4.8 ס&quot;מ קוטר) המכיל 50 מ&quot;ל לעוף מזון. אפשר זבובים להטיל ביצים 3 הימים הראשונים, ולאחר מכן להעביר זבובים בוגרים כדי צלוחיות מזון טריות ולתת להם להטיל ביצים במשך ימים נוספים. אחרי זה, חזרו על העברה שוב. מבוגר מחק זבובים לאחר 2 ימים נוספים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו צריכת מזון תלויה בגודל זבוב, לקבוע את המשקל של קבוצת 100 זבובים ידי בהרדמת 2 עד 3 ימים בת מבוגר זבובים באמצעות כרית זבוב CO 2 ולאסוף אותם לתוך צינור פלסטיק 1.5 מיליליטר והמדידה עם תקן בקנה מידה מעבדתי. קבע את המשקל הרטוב של לפחות ארבע קבוצות לטוס עצמאיות מסודרות לפי מין (טבלה 1); להשתמש במשקל כדי לחשב את צריכת המזון μL לכל זבוב מ&quot;ג. השתמש ערך כדי לקבוע את כמות המזון כי זבוב בודד הזנות לכל ניסוי ולהתאים את מספר הנימים מלאות מזון בהתאם כדי למנוע ריקון של נימים על ידי האכלה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור assay ג 3, שימוש20 זבובים ושני נימים מלאים. לצורך ניסוי לטווח ארוך (&gt; 3 שעות ועד 9 ימים), השתמש קבוצה של שמונה זבובים עם אספקה ​​של ארבעה נימים מלאים (תוצאות אמינות לא ניתן להשיג עם פחות משמונה זבובים בתנאים שתוארו). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובים נפרדים לקבוצות (8 או 20 זבובים) לאחר מדידת משקל תחת חשיפת CO 2. מעביר את הקבוצה כדי בקבוקון מזון חדש (המכיל 15 מיליליטר מזון רגיל) כדי לאפשר התאוששות מן ההרגעה 2 CO במשך 48 שעות לפני הניסוי. השתמש 4 עד זבובים בן 6 ימים עבור assay CAFE. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו זבובים wild-type שאינם מורעבים להאכיל באופן שולי בלבד 19, 21, מראש להרעיב טס למשך 3 שעות ניסויים האכלה. אין צום נדרש כאשר צריכת מזון מנוטרת על פני כמה ימים. לקבלת צום, העברת זבובים 16 עד 20 שעות לפני הבדיקה על ידי הקשה עליהם בעדינות לתוך בקבוקון המכיל רק נייר סינון מקופל בקוטר 45 מ&quot;מ טבולה ~ 0.5 מ&quot;ל DDH2 O (פעמיים מים מזוקקים), וקרוב עם מכסה assay CAFE פקוק. </li></ol> 3. הכנת מזון נוזלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 3 M (10%, w / v) פתרון המניות סוכרוז על ידי מילוי 102.6 סוכרוז g (C 12 H 22 O 11) עד 100 מ&quot;ל DDH 2 O. פיפטה 3 μL, 33 μL, 333 μL, 3.3 מ&quot;ל ו 6.6 מ&quot;ל של פתרון המניות לתוך צינור פלסטיק 15 מ&quot;ל; להוסיף 2 מ&quot;ל של צבע מזון (עבור אדום: זהורית [E124]; עבור כחול: ארגמן אינדיגו [E132]) ולמלא עד 10 מ&quot;ל עם DDH 2 O. הריכוזים וכתוצאה מכך הם 0.001, 0.01, 0.1, 1, ו -2 M סוכרוז . הערה: צבע המזון מאפשר לדמיין את המניסקוס ביתר קלות. עם זאת לצבוע עשוי להשפיע על צריכת המזון. כדי למנוע הטיה בשל צבע לוותר לצבוע מזון או באקראי את השימוש של צבעים על דגימות מזון במהלך הניסוי וקבוצות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבדוק פיפטה העדפה אלכוהול 333 μL של פתרון המניות 3 M סוכרוז בתוך שפופרת פלסטיק 15 מ&quot;ל.הוסף 1.5 מ&quot;ל (2.3 מ&quot;ל) של 100% EtOH (אתנול) ולהוסיף DDH 2 O עד 10 מ&quot;ל להביא 15% (0.25 מ&quot;מ) ו -23% (0.39 מ&quot;מ) פתרונות עובד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור פתרונות המניה ב -20 ° C ופתרונות עובד על 4 מעלות צלזיוס; להשתמש בתוך 1 בשבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו עד 10 נימים בעת ובעונה אחת עם פתרון מזון בצבע, בכוח נימים. הכנס את הקצוות של הנימים לתוך תמיסת סוכרוז (מחזיק נימים בזווית של 45 מעלות לפתרון). עצור אם הנוזל מגיע החלק העליון (5 μL) סימן של נימי, ולהסיר פתרון עודף על בחוץ ובפנים בנייר טישו. </li></ol> 4. הרכבת ביצוע assay נימי המזין <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם בצום אינו נחוץ, להעביר את הזבובים הניסיונות אל assay על ידי קשה או על ידי מכת צנרת. הקפד לכלול שלושה בקבוקונים שליטים ללא זבובים לכמת אידוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות קצה פיפטה (2 - 20 נפח μL) כי היא סוגרת את אחד openin החיצוניGS, והכניס לקצה תחתון נימי זכוכית מלאה, ראשונה. אבטח את הנימים ידי צבת קצה פיפטה קודמת הבא אל הנימים. אם פתרונות מזון כמה נבדקות, לחזור על הליך זה בהתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את הנימים מסתיימות בתוך כל הבקבוקונים באותה הרמה כדי למנוע הטיה שעלולה להתרחש אם מקורות המזון אותרו בגבהים שונים (3 - 4 סנטימטר מהמכסה); לשמור על מרחק אל נייר הסינון כדי למנוע הנימים מ דולף על ידי מקורות נגיעת מסנן נייר או צמיגויות שונות של מזון בטעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייבל בקצה העליון של הנוזל בצבע באמצעות עט סימון (סימן מתחיל). כדי להבטיח את הנימים השונים ניתן לזהות, לתייג אותם בנפרד באמצעות קוד צבע או פס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים מבחני CAFE מרובים מוכן בתוך קופסת פלסטיק עם שיבוץ gridded ולהעביר את תיבת (איור 2 א) לעמדה בטוחה בתנאי מעבדה או בטמפרטורה, בהירי-עור-לחות מבוקרים Climתא (פרמטרים: 25 ° C, 60% לחות יחסית, 12 שעות / 12 שעות מחזור-כהה אור) אכלתי לתקופה הניסיונית (למשל 3 שעות או ימים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו נייר סינון תחתון מתייבש אם assay מבוצע על פני מספר ימים, החל מים טריים מדי 24 שעות באמצעות הפקק הספוג (100 μL) כדי לשמור קבועות לחות בתוך assay. השתמש ארבעה בקבוקונים נפרדים (8 ס&quot;מ גובה, 3.3 ס&quot;מ קוטר) מלא 30 מ&quot;ל DDH 2 O כמכשירים לחות ומניחים אותם ליד מבחני CAFE בתיבת פלסטיק. השתמש כיסוי קופסת פלסטיק כדי ליצור סביבה מבוקרת לחות במהלך (איור 2 א) ניסוי. הערה: השתנות רחבה מתרחשת בתנאי מעבדה; עם זאת, זה אינו ריאלי לביצוע assay CAFE בטמפרטורת החדר (למשל., בכיתה). השימוש במכשיר humidification (מסנן נייר, עם או בלי פקק ספוג רטוב, מלא צלוחיות מים כיסוי קופסת פלסטיק) מומלץ מאוד כדי להקטין התאדות ( <stרונג&gt; איור 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלף הנימים עם אלה מלאים טריים לניסויים לטווח ארוכים כל 24 שעות. שים לב זבובים מתים לפני כל מרווח 24 שעות ולהשתמש מספר הזבובים חיו לחשב לתצרוכת למשק לטוס לתקופה הבאה. מחק את הנימים הישנים לאחר מדידת הירידה של המניסקוס (ראה 5.1). הערה: במהלך ניסוי h 3 אנחנו בקושי רואים שום זבובים מתים. במהלך מחקר 4 ימים אנו מוצאים בדרך כלל 1 - 3 זבובים מתים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסוף של assay או לפני החלפת הנימים, לסמן את המניסקוס התחתון של (סוף הסימן) נימים עם עט סימון בעוד assay CAFE עדיין במצב הזקוף. מחק את הנתונים אם סוף הסימן אינו מתחת לסימון הראשוני (סימן המתחיל). אין להסיר את המכסה, שכן דבר זה עשוי לשנות את המניסקוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות את הנימים מן assay ולאחסן אותם לאיסוף נתונים. בדקו אם הנוזל בתוך הנימים הגיע לסוף הנמוך יותר אם לא discarד הנתונים, כמו האוכל היה לא נגיש הזבובים. לאסוף את כל הנימים לכל בקבוקון כקבוצה. הכנס טיפים פיפטה נימול לתוך כל הפתחים כדי למנוע זבובים לברוח. לפרק את ההתקנה ולשטוף צלוחיות, מכסים bungs ספוג באמבט וסבון לילה יבש בטמפרטורת החדר לשימוש נוסף. הערה: זבובים ניתן לבצע עיבוד נוסף לאחר assay. אשר ספיגת מזון לפי העין או תחת מיקרוסקופ לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים חזרו עם אותו גנוטיפים בשלושה ימים שונים לפחות. </li></ol> 5. איסוף נתונים וניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד את המרחק בין תחילת סימן וסיום חותם על הנימים באמצעות קליפר או סרגל. כדי להעביר נתונים ישירות גיליון אלקטרוני, להשתמש USB (Universal Serial Bus) מחובר קליפר דיגיטלי (איור 1E). מחק את הנימים לאחר המדידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חשבון גודל נימים לחשב ספיגת מזון או אידוי. לדוגמה, שקול כובעillary כי הוא 73 מ&quot;מ ארוך ומכיל 5 μL של פתרון מזון. ירידה של 14.6 מ&quot;מ המניסקוס משקפת את הספיגה של 1 פתרון μL. לחשב ספיגת מזון באמצעות הנוסחה הבאה: ספיגת מזון (μL) = מרחק נמדד (מ&quot;מ) / 14.6 מ&quot;מ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לא לכלול את השפעת האידוי על צריכת מזון, לחשב מתכוון אידוי בשלושה (לכל הפחות) הבקבוקונים השליטים ללא זבובים. פחת ערך ממוצע זה מהערך שהיה מתקבל עבור צריכת מזון על ידי הזבובים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בנוסחה הבאה כדי לקבוע את צריכת סה&quot;כ זבוב: צריכת מזון (μL) = (ספיגת מזון [μL] - אובדן באידוי [μL]) / מספר כולל של זבובי הבקבוקון. בניסויים לטווח ארוך להשתמש את מספר הזבובים בחיים לפני תחילת הפסקת 24 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להסביר את ההבדלים בגודל הגוף, כגון בין זכר נקבות הזבוב, לנרמל צריכת המזון למשקל הגוף (מזון μL / מ&quot;ג זבובים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתוכנה סטטיסטית לניתוח נתונים. לקבלת נורמהנתונים מבוזרים ברית, -tests T של תלמיד השימוש לקבוע הבדלים בין שתי קבוצות זבוב, ולהשתמש ANOVA (ניתוח שונה) עם בדיקות פוסט הוק Tukey קריימר במשך יותר משתי קבוצות. במצב בחירה, לנתח הבדלים לעומת בחירה אקראית באמצעות בדיקת סימן חד מדגם פרמטרית. </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

החוקרים אין לי מה לחשוף.

הדו&quot;ח מתאר את assay CAFE בצורת צעד אחר צעד, תוך התמקדות ההגדרה הטכנית והביצועים מוצלחים במעבדה. בשל הפשטות שלה, assay זה יכול לשמש גם מבחינה חינוכית כניסוי ספר. הדוגמות מראות כי assay מאפשר חקירה של חישת מזון, העדפה וצריכה תסיסנית על פני תקופות זמן קצרות יותר (שעות עד ימי?...

אכילה היא חיונית; עם זאת, דה-רגולציה של צריכת המזון וכתוצאה מכך הפרעות אכילה כגון בולימיה, אנורקסיה או הנטייה הכללית לזלול מטילה עלויות על הפרט והחברה 1, 2, 3. מטרת המחקר הנוכחי היא לחשוף מנגנוני ויסות צריכת מזון ועל מנת לספק אסטרטגיה עקיפה היווצרות הפרעה. מחקרים רבים באמצעות אורגניזמים מודל יונקים סיפקו תובנות חדשות של המעגל ואת תפקידו של מערכות איתות הפרעות אכילה 4, 5, 6. עם זאת, הידע שלנו על הבסיסים העצבים מולקולריים שבבסיס הפרעות אלה עדיין רחוק מסיום. בשנים האחרונות, זבוב הפרות תסיסנית הפכה מערכת מודל ערך עבור נפרמי תובנה מכניסטית בסיסיות לתוך הסדרת metabolisמ 7, 8, 9. נימי מזין (CAFE) assay עבור תסיסנית הוקמה בשנת במעבדה של סימור Benzer בשנת 2007 בהשראת עבודה קודמת של Dethier ב blowfly 10, 11. את assay CAFE איפשר למדוד ישירות את צריכת המזון ב תסיסנית. במערכת מבחן התנהגותי זה, זבובי הניזונים מזון נוזלי מסופק נימי זכוכית מדורגות ממוקמות בתוך בקבוקון. הירידה של המניסקוס הנימים מציינת פסד של פתרון מזון באמצעות אידוי וצריכת מזון. קביעת שיעור האידוי על ידי בקבוקונים ללא זבובים מאפשר כימות מדויק של צריכת המזון. את assay CAFE הוא אחד מכמה פרדיגמות התנהגותיים המשמשים למדידת האכלה תסיסנית וחוקרים צריכים לבחור את המתאים ביותר עבור הספציפיים שלהםשְׁאֵלָה. ההחלטה להשתמש assay מסוים כדאי לשקול את הנקודות הבאות: אופיו של המזון שמסר; תנאי ההאכלה; מדידת צריכה או ספיגת חומרים מזינות וצריכת מזון חקירה או תגובה למזון. את assay CAFE כמתואר בדוח זה הנו אידיאלי עבור באי צריכת מזון של מקור מזון נוזלי תחת תנאי האכלה זקופים. לחלופין צריכת המזון ניתן למדוד עבור קבוצת זבוב על מקור מזון בצבע בבקבוקון או על צלחת. זבובים בדרך כלל נהרגים או בהרדמה לאחר ההאכלה והכמות לצבוע בליעה נקבעת על ידי ספקטרומטריית או בדיקה ויזואלית של הבטן המוכתמת. זבובים להתחיל להפריש האוכל לבלוע רק 30 דקות לאחר הצריכה, ולכן גישה זו קשה להשתמש לניתוח האכלה כבר רציפה התנהגויות 12, 13. בניגוד זבובים נשמרים ללא פגע כאשר צבען נספגים עם קליעים נותבים רדיואקטיביים משמשים וצריכת רדיואיזוטופיים שלהם הוא הבקיע ב מונה הנצנץ 14, 15. הקליטה של ​​radiolabel ידי מערכת העיכול זבוב עושה מדידה ספיגת מזון ארוכת טווח אפשרי, אבל עלול להוביל הערכה נמוכה מדי של בצריכה בגלל מולקולות נותב הלא נספג ומופרש. גישה נוספת למדוד בתגובת מזון תסיסנית היא התגובה הרחבה חוטם (PER), אשר מתרחשת בדרך כלל עבור צריכת מזון 16. שיטה אלגנטית זו מודדת את התגובה הראשונית לגירוי מזון אך אינו רושמת את הכמות צריכה. צריכת מזון מותאמת באופן דינמי במהלך האכלה באמצעות אותות משוב שלאחר עיכול מספר כי הם קריטיים עבור הסדרת ההאכלה 17, 18. מספר ניסיונות נעשו בשנים האחרונות לאוסף נתונים למחצה אוטומציה ב assay PER <sעד class = &quot;Xref&quot;&gt; 19, 20. PER הוא זוהה על ידי כרית חשמלית או שילוב של אלקטרודות ומנה באמצעות מחשב. שילוב assay PER עם ספיגת רדיואיזוטופיים גילה כי assay זו מוגבלת על ידי רגישות נמוכה לזיהוי הבדלי האכלת כמות 18. את assay ההאכלה הידני (MAFE) 21, שבו זבוב מוזן באופן ידני עם נימי זכוכית, פותח לאחרונה למדוד ספיגת מזון זבוב משותק יחיד. את assay MAFE מבטל את ההתערבויות של ליקוט האכלת הייזום בעל רזולוצית זמן של שניות, וייזום PER וצריכת מזון ניתן לנטר באופן עצמאי ב assay. עם זאת, הדרך שבה חוסר תנועה של הזבוב משפיע על היבטים מסוימים של התנהגות אכילה (למשל תנועה, מוטיבציה) עדיין צריכה להיחקר. עבור ביקורות השוואתיות מעולות של מבחנים שונים למדידת צריכת מזון ב תסיסנית ליlanogaster וכדי לסייע לחוקרים למצוא את האדם המתאים ביותר, ראה דיווחי Deshpande ומרקס 13, 22. את assay CAFE ימנע כמה מהחסרונות של מבחנים המתוארים לעיל ומשלב פשטות השימוש עם מדידה אמינה של צריכת מזון. כאן, תיאור מפורט של assay CAFE מסופק ואנחנו מראים שינוי התקנה פשוט להפחתת אידוי. נציג תוצאות כולל assay בחירת שני מזון (לזמן קצר ולזמן ארוך) ואת ספיגת סוכרוז זבובים מודגמות. בדיון נשווה השיטה המתוארת שלנו עם דרכים חלופיות כדי לבצע את assay CAFE, ולהאיר מגבלות פוטנציאליות.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

זבובים של גנוטיפ w 1118 משמשים כדי להדגים כיצד assay מבוצע. מוטציות w 1118 משמשות בדרך כלל כדי ליצור קווים מהונדסים ולשלוט הרקע הגנטי של transgenes מסומנת הגן הלבן. בדרך כלל, עבור ניסויים התנהגותיים, כל הקווים המהונדסים הם backcrossed במשך ח?...

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

את assay נימי מזין מודד צריכת המזון ב<em&gt; תסיסנית</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K Views.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Video: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection לזווג ו Assay Electrophysiology למסך עבור bioactivity של תרכובות באמצעות תסיסנית melanogaster סיבים הענק מערכת

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

תיוג של תאים בודדים במערכת העצבים המרכזית של<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

גירוי Optogenetic של התנהגות בריחה ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Assay הפשוט לכימות חברתיות הימנעות ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

תנאים המשפיעים על המרחב חברתי ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

התנהגות Assay עבור Mechanosensation של MARCM מבוסס משובט ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

Assay תפוקה גבוהה לבחינת העדפות הטלה של פרט<em&gt; תסיסנית</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

דרך פשוטה למדוד שינויים בהתנהגות שוחרת זכה שימוש<em&gt; תסיסנית</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...