Name: the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. Assay CAFE הערה: assay מורכב משלושה רכיבים: בקבוקון ניסיוני, מכסה ספציפית ונימים מיקרו. קופסת פלסטיק עם מכסה משמש להובלת בקבוקונים מוכנים וכדי לשלוט לחות בצורה יעילה יותר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקבוקון פלסטיק תרבות תסיסנית (גובה אופציונלי 8 ס&quot;מ, 3.3 ס&quot;מ קוטר) כמו צינור עבור assay. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הבקבוקון עם מכסה פרספקס מיוצרים המכיל טבעת O (איורים 1 א, 1B). טען זבובים על ידי הקשה או עם רובה הנשיפה דרך הפתח המרכזי של המכסה (0.9 ס&quot;מ קוטר), אשר מאפשר גם עבור זרימת אוויר ואספקת מים, ולסגור את החור עם פקק ספוג. שישה פתחים חרוטי קטן (0.4 ס&quot;מ קוטר עליון, 0.3 ס&quot;מ קוטר פנימי) המקיפים את החור המרכזי ולהשתלב הטיפים פיפטה של ​​2 - 20 נפח μL להחזיק הנימים במקום. (ראה דמויות הנוספת פרטים טכניים של המכסה.) הערה: השימוששל פקק ספוג עם פתחים עבור הנימים במקום המכסה מחוייט המשמש כתב היד שלנו אפשרי. המכסה האישית שלנו מאפשרת טיפול בטוח של הבקבוקונים המוכנים ימזערו את הסיכון כרוך נימים נופלות למטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על מנת להציג את המזון הנוזלי, השתמש 5 microcapillaries μL עם 1 סימני μL. מקם את נימי הפתחים חרוטי במכסה ידי ניתוק העליון של 2 - קצה פיפטה μL 20 והחדרת הקצה לתוך החור (איור 1B, מסומנות קצה אדום). כדי למנוע זבובים לברוח, להכניס נימול 2 - קצה פיפטה 20 μL לאותו הפתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להתמודד עם בקבוקונים מוכנים מרובות בבטחה, ולהכניס אותם לתוך קופסת פלסטיק עם (איור 2 א) שיבוץ gridded. </li></ol> 2. הכנת זבובים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור זבובים על מזון רגיל של 25 מעלות צלזיוס, 60% לחות יחסית מחזור 12 שעות / 12 שעות-כהה אור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשלוט תנאי גידול, להציג 35 נקבות בתולהד 15 זכרים לכל קבוצת הניסוי לתוך בקבוקון פלסטיק תרבות (גובה 9.8 ס&quot;מ, 4.8 ס&quot;מ קוטר) המכיל 50 מ&quot;ל לעוף מזון. אפשר זבובים להטיל ביצים 3 הימים הראשונים, ולאחר מכן להעביר זבובים בוגרים כדי צלוחיות מזון טריות ולתת להם להטיל ביצים במשך ימים נוספים. אחרי זה, חזרו על העברה שוב. מבוגר מחק זבובים לאחר 2 ימים נוספים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו צריכת מזון תלויה בגודל זבוב, לקבוע את המשקל של קבוצת 100 זבובים ידי בהרדמת 2 עד 3 ימים בת מבוגר זבובים באמצעות כרית זבוב CO 2 ולאסוף אותם לתוך צינור פלסטיק 1.5 מיליליטר והמדידה עם תקן בקנה מידה מעבדתי. קבע את המשקל הרטוב של לפחות ארבע קבוצות לטוס עצמאיות מסודרות לפי מין (טבלה 1); להשתמש במשקל כדי לחשב את צריכת המזון μL לכל זבוב מ&quot;ג. השתמש ערך כדי לקבוע את כמות המזון כי זבוב בודד הזנות לכל ניסוי ולהתאים את מספר הנימים מלאות מזון בהתאם כדי למנוע ריקון של נימים על ידי האכלה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור assay ג 3, שימוש20 זבובים ושני נימים מלאים. לצורך ניסוי לטווח ארוך (&gt; 3 שעות ועד 9 ימים), השתמש קבוצה של שמונה זבובים עם אספקה ​​של ארבעה נימים מלאים (תוצאות אמינות לא ניתן להשיג עם פחות משמונה זבובים בתנאים שתוארו). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובים נפרדים לקבוצות (8 או 20 זבובים) לאחר מדידת משקל תחת חשיפת CO 2. מעביר את הקבוצה כדי בקבוקון מזון חדש (המכיל 15 מיליליטר מזון רגיל) כדי לאפשר התאוששות מן ההרגעה 2 CO במשך 48 שעות לפני הניסוי. השתמש 4 עד זבובים בן 6 ימים עבור assay CAFE. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו זבובים wild-type שאינם מורעבים להאכיל באופן שולי בלבד 19, 21, מראש להרעיב טס למשך 3 שעות ניסויים האכלה. אין צום נדרש כאשר צריכת מזון מנוטרת על פני כמה ימים. לקבלת צום, העברת זבובים 16 עד 20 שעות לפני הבדיקה על ידי הקשה עליהם בעדינות לתוך בקבוקון המכיל רק נייר סינון מקופל בקוטר 45 מ&quot;מ טבולה ~ 0.5 מ&quot;ל DDH2 O (פעמיים מים מזוקקים), וקרוב עם מכסה assay CAFE פקוק. </li></ol> 3. הכנת מזון נוזלי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן 3 M (10%, w / v) פתרון המניות סוכרוז על ידי מילוי 102.6 סוכרוז g (C 12 H 22 O 11) עד 100 מ&quot;ל DDH 2 O. פיפטה 3 μL, 33 μL, 333 μL, 3.3 מ&quot;ל ו 6.6 מ&quot;ל של פתרון המניות לתוך צינור פלסטיק 15 מ&quot;ל; להוסיף 2 מ&quot;ל של צבע מזון (עבור אדום: זהורית [E124]; עבור כחול: ארגמן אינדיגו [E132]) ולמלא עד 10 מ&quot;ל עם DDH 2 O. הריכוזים וכתוצאה מכך הם 0.001, 0.01, 0.1, 1, ו -2 M סוכרוז . הערה: צבע המזון מאפשר לדמיין את המניסקוס ביתר קלות. עם זאת לצבוע עשוי להשפיע על צריכת המזון. כדי למנוע הטיה בשל צבע לוותר לצבוע מזון או באקראי את השימוש של צבעים על דגימות מזון במהלך הניסוי וקבוצות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבדוק פיפטה העדפה אלכוהול 333 μL של פתרון המניות 3 M סוכרוז בתוך שפופרת פלסטיק 15 מ&quot;ל.הוסף 1.5 מ&quot;ל (2.3 מ&quot;ל) של 100% EtOH (אתנול) ולהוסיף DDH 2 O עד 10 מ&quot;ל להביא 15% (0.25 מ&quot;מ) ו -23% (0.39 מ&quot;מ) פתרונות עובד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור פתרונות המניה ב -20 ° C ופתרונות עובד על 4 מעלות צלזיוס; להשתמש בתוך 1 בשבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו עד 10 נימים בעת ובעונה אחת עם פתרון מזון בצבע, בכוח נימים. הכנס את הקצוות של הנימים לתוך תמיסת סוכרוז (מחזיק נימים בזווית של 45 מעלות לפתרון). עצור אם הנוזל מגיע החלק העליון (5 μL) סימן של נימי, ולהסיר פתרון עודף על בחוץ ובפנים בנייר טישו. </li></ol> 4. הרכבת ביצוע assay נימי המזין <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם בצום אינו נחוץ, להעביר את הזבובים הניסיונות אל assay על ידי קשה או על ידי מכת צנרת. הקפד לכלול שלושה בקבוקונים שליטים ללא זבובים לכמת אידוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות קצה פיפטה (2 - 20 נפח μL) כי היא סוגרת את אחד openin החיצוניGS, והכניס לקצה תחתון נימי זכוכית מלאה, ראשונה. אבטח את הנימים ידי צבת קצה פיפטה קודמת הבא אל הנימים. אם פתרונות מזון כמה נבדקות, לחזור על הליך זה בהתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את הנימים מסתיימות בתוך כל הבקבוקונים באותה הרמה כדי למנוע הטיה שעלולה להתרחש אם מקורות המזון אותרו בגבהים שונים (3 - 4 סנטימטר מהמכסה); לשמור על מרחק אל נייר הסינון כדי למנוע הנימים מ דולף על ידי מקורות נגיעת מסנן נייר או צמיגויות שונות של מזון בטעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לייבל בקצה העליון של הנוזל בצבע באמצעות עט סימון (סימן מתחיל). כדי להבטיח את הנימים השונים ניתן לזהות, לתייג אותם בנפרד באמצעות קוד צבע או פס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים מבחני CAFE מרובים מוכן בתוך קופסת פלסטיק עם שיבוץ gridded ולהעביר את תיבת (איור 2 א) לעמדה בטוחה בתנאי מעבדה או בטמפרטורה, בהירי-עור-לחות מבוקרים Climתא (פרמטרים: 25 ° C, 60% לחות יחסית, 12 שעות / 12 שעות מחזור-כהה אור) אכלתי לתקופה הניסיונית (למשל 3 שעות או ימים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כמו נייר סינון תחתון מתייבש אם assay מבוצע על פני מספר ימים, החל מים טריים מדי 24 שעות באמצעות הפקק הספוג (100 μL) כדי לשמור קבועות לחות בתוך assay. השתמש ארבעה בקבוקונים נפרדים (8 ס&quot;מ גובה, 3.3 ס&quot;מ קוטר) מלא 30 מ&quot;ל DDH 2 O כמכשירים לחות ומניחים אותם ליד מבחני CAFE בתיבת פלסטיק. השתמש כיסוי קופסת פלסטיק כדי ליצור סביבה מבוקרת לחות במהלך (איור 2 א) ניסוי. הערה: השתנות רחבה מתרחשת בתנאי מעבדה; עם זאת, זה אינו ריאלי לביצוע assay CAFE בטמפרטורת החדר (למשל., בכיתה). השימוש במכשיר humidification (מסנן נייר, עם או בלי פקק ספוג רטוב, מלא צלוחיות מים כיסוי קופסת פלסטיק) מומלץ מאוד כדי להקטין התאדות ( <stרונג&gt; איור 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלף הנימים עם אלה מלאים טריים לניסויים לטווח ארוכים כל 24 שעות. שים לב זבובים מתים לפני כל מרווח 24 שעות ולהשתמש מספר הזבובים חיו לחשב לתצרוכת למשק לטוס לתקופה הבאה. מחק את הנימים הישנים לאחר מדידת הירידה של המניסקוס (ראה 5.1). הערה: במהלך ניסוי h 3 אנחנו בקושי רואים שום זבובים מתים. במהלך מחקר 4 ימים אנו מוצאים בדרך כלל 1 - 3 זבובים מתים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסוף של assay או לפני החלפת הנימים, לסמן את המניסקוס התחתון של (סוף הסימן) נימים עם עט סימון בעוד assay CAFE עדיין במצב הזקוף. מחק את הנתונים אם סוף הסימן אינו מתחת לסימון הראשוני (סימן המתחיל). אין להסיר את המכסה, שכן דבר זה עשוי לשנות את המניסקוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות את הנימים מן assay ולאחסן אותם לאיסוף נתונים. בדקו אם הנוזל בתוך הנימים הגיע לסוף הנמוך יותר אם לא discarד הנתונים, כמו האוכל היה לא נגיש הזבובים. לאסוף את כל הנימים לכל בקבוקון כקבוצה. הכנס טיפים פיפטה נימול לתוך כל הפתחים כדי למנוע זבובים לברוח. לפרק את ההתקנה ולשטוף צלוחיות, מכסים bungs ספוג באמבט וסבון לילה יבש בטמפרטורת החדר לשימוש נוסף. הערה: זבובים ניתן לבצע עיבוד נוסף לאחר assay. אשר ספיגת מזון לפי העין או תחת מיקרוסקופ לנתיחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניסויים חזרו עם אותו גנוטיפים בשלושה ימים שונים לפחות. </li></ol> 5. איסוף נתונים וניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד את המרחק בין תחילת סימן וסיום חותם על הנימים באמצעות קליפר או סרגל. כדי להעביר נתונים ישירות גיליון אלקטרוני, להשתמש USB (Universal Serial Bus) מחובר קליפר דיגיטלי (איור 1E). מחק את הנימים לאחר המדידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חשבון גודל נימים לחשב ספיגת מזון או אידוי. לדוגמה, שקול כובעillary כי הוא 73 מ&quot;מ ארוך ומכיל 5 μL של פתרון מזון. ירידה של 14.6 מ&quot;מ המניסקוס משקפת את הספיגה של 1 פתרון μL. לחשב ספיגת מזון באמצעות הנוסחה הבאה: ספיגת מזון (μL) = מרחק נמדד (מ&quot;מ) / 14.6 מ&quot;מ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לא לכלול את השפעת האידוי על צריכת מזון, לחשב מתכוון אידוי בשלושה (לכל הפחות) הבקבוקונים השליטים ללא זבובים. פחת ערך ממוצע זה מהערך שהיה מתקבל עבור צריכת מזון על ידי הזבובים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בנוסחה הבאה כדי לקבוע את צריכת סה&quot;כ זבוב: צריכת מזון (μL) = (ספיגת מזון [μL] - אובדן באידוי [μL]) / מספר כולל של זבובי הבקבוקון. בניסויים לטווח ארוך להשתמש את מספר הזבובים בחיים לפני תחילת הפסקת 24 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להסביר את ההבדלים בגודל הגוף, כגון בין זכר נקבות הזבוב, לנרמל צריכת המזון למשקל הגוף (מזון μL / מ&quot;ג זבובים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בתוכנה סטטיסטית לניתוח נתונים. לקבלת נורמהנתונים מבוזרים ברית, -tests T של תלמיד השימוש לקבוע הבדלים בין שתי קבוצות זבוב, ולהשתמש ANOVA (ניתוח שונה) עם בדיקות פוסט הוק Tukey קריימר במשך יותר משתי קבוצות. במצב בחירה, לנתח הבדלים לעומת בחירה אקראית באמצעות בדיקת סימן חד מדגם פרמטרית. </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

החוקרים אין לי מה לחשוף.

הדו&quot;ח מתאר את assay CAFE בצורת צעד אחר צעד, תוך התמקדות ההגדרה הטכנית והביצועים מוצלחים במעבדה. בשל הפשטות שלה, assay זה יכול לשמש גם מבחינה חינוכית כניסוי ספר. הדוגמות מראות כי assay מאפשר חקירה של חישת מזון, העדפה וצריכה תסיסנית על פני תקופות זמן קצרות יותר (שעות עד ימי?...

אכילה היא חיונית; עם זאת, דה-רגולציה של צריכת המזון וכתוצאה מכך הפרעות אכילה כגון בולימיה, אנורקסיה או הנטייה הכללית לזלול מטילה עלויות על הפרט והחברה 1, 2, 3. מטרת המחקר הנוכחי היא לחשוף מנגנוני ויסות צריכת מזון ועל מנת לספק אסטרטגיה עקיפה היווצרות הפרעה. מחקרים רבים באמצעות אורגניזמים מודל יונקים סיפקו תובנות חדשות של המעגל ואת תפקידו של מערכות איתות הפרעות אכילה 4, 5, 6. עם זאת, הידע שלנו על הבסיסים העצבים מולקולריים שבבסיס הפרעות אלה עדיין רחוק מסיום. בשנים האחרונות, זבוב הפרות תסיסנית הפכה מערכת מודל ערך עבור נפרמי תובנה מכניסטית בסיסיות לתוך הסדרת metabolisמ 7, 8, 9. נימי מזין (CAFE) assay עבור תסיסנית הוקמה בשנת במעבדה של סימור Benzer בשנת 2007 בהשראת עבודה קודמת של Dethier ב blowfly 10, 11. את assay CAFE איפשר למדוד ישירות את צריכת המזון ב תסיסנית. במערכת מבחן התנהגותי זה, זבובי הניזונים מזון נוזלי מסופק נימי זכוכית מדורגות ממוקמות בתוך בקבוקון. הירידה של המניסקוס הנימים מציינת פסד של פתרון מזון באמצעות אידוי וצריכת מזון. קביעת שיעור האידוי על ידי בקבוקונים ללא זבובים מאפשר כימות מדויק של צריכת המזון. את assay CAFE הוא אחד מכמה פרדיגמות התנהגותיים המשמשים למדידת האכלה תסיסנית וחוקרים צריכים לבחור את המתאים ביותר עבור הספציפיים שלהםשְׁאֵלָה. ההחלטה להשתמש assay מסוים כדאי לשקול את הנקודות הבאות: אופיו של המזון שמסר; תנאי ההאכלה; מדידת צריכה או ספיגת חומרים מזינות וצריכת מזון חקירה או תגובה למזון. את assay CAFE כמתואר בדוח זה הנו אידיאלי עבור באי צריכת מזון של מקור מזון נוזלי תחת תנאי האכלה זקופים. לחלופין צריכת המזון ניתן למדוד עבור קבוצת זבוב על מקור מזון בצבע בבקבוקון או על צלחת. זבובים בדרך כלל נהרגים או בהרדמה לאחר ההאכלה והכמות לצבוע בליעה נקבעת על ידי ספקטרומטריית או בדיקה ויזואלית של הבטן המוכתמת. זבובים להתחיל להפריש האוכל לבלוע רק 30 דקות לאחר הצריכה, ולכן גישה זו קשה להשתמש לניתוח האכלה כבר רציפה התנהגויות 12, 13. בניגוד זבובים נשמרים ללא פגע כאשר צבען נספגים עם קליעים נותבים רדיואקטיביים משמשים וצריכת רדיואיזוטופיים שלהם הוא הבקיע ב מונה הנצנץ 14, 15. הקליטה של ​​radiolabel ידי מערכת העיכול זבוב עושה מדידה ספיגת מזון ארוכת טווח אפשרי, אבל עלול להוביל הערכה נמוכה מדי של בצריכה בגלל מולקולות נותב הלא נספג ומופרש. גישה נוספת למדוד בתגובת מזון תסיסנית היא התגובה הרחבה חוטם (PER), אשר מתרחשת בדרך כלל עבור צריכת מזון 16. שיטה אלגנטית זו מודדת את התגובה הראשונית לגירוי מזון אך אינו רושמת את הכמות צריכה. צריכת מזון מותאמת באופן דינמי במהלך האכלה באמצעות אותות משוב שלאחר עיכול מספר כי הם קריטיים עבור הסדרת ההאכלה 17, 18. מספר ניסיונות נעשו בשנים האחרונות לאוסף נתונים למחצה אוטומציה ב assay PER <sעד class = &quot;Xref&quot;&gt; 19, 20. PER הוא זוהה על ידי כרית חשמלית או שילוב של אלקטרודות ומנה באמצעות מחשב. שילוב assay PER עם ספיגת רדיואיזוטופיים גילה כי assay זו מוגבלת על ידי רגישות נמוכה לזיהוי הבדלי האכלת כמות 18. את assay ההאכלה הידני (MAFE) 21, שבו זבוב מוזן באופן ידני עם נימי זכוכית, פותח לאחרונה למדוד ספיגת מזון זבוב משותק יחיד. את assay MAFE מבטל את ההתערבויות של ליקוט האכלת הייזום בעל רזולוצית זמן של שניות, וייזום PER וצריכת מזון ניתן לנטר באופן עצמאי ב assay. עם זאת, הדרך שבה חוסר תנועה של הזבוב משפיע על היבטים מסוימים של התנהגות אכילה (למשל תנועה, מוטיבציה) עדיין צריכה להיחקר. עבור ביקורות השוואתיות מעולות של מבחנים שונים למדידת צריכת מזון ב תסיסנית ליlanogaster וכדי לסייע לחוקרים למצוא את האדם המתאים ביותר, ראה דיווחי Deshpande ומרקס 13, 22. את assay CAFE ימנע כמה מהחסרונות של מבחנים המתוארים לעיל ומשלב פשטות השימוש עם מדידה אמינה של צריכת מזון. כאן, תיאור מפורט של assay CAFE מסופק ואנחנו מראים שינוי התקנה פשוט להפחתת אידוי. נציג תוצאות כולל assay בחירת שני מזון (לזמן קצר ולזמן ארוך) ואת ספיגת סוכרוז זבובים מודגמות. בדיון נשווה השיטה המתוארת שלנו עם דרכים חלופיות כדי לבצע את assay CAFE, ולהאיר מגבלות פוטנציאליות.

<table><tbody><tr><td>Vials (breeding)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Vials (breeding)</td><td></td><td></td><td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td></td><td></td><td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td></td><td></td><td>Produced in university workshop, technical drawing supplied&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;Please click here to download this file.&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td></td><td></td><td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td></td><td></td><td>Dimensions (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 norm,&amp;nbsp; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td></td><td></td><td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td></td><td></td><td>Not harmful</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td></td><td></td><td>Highly flammable liquid and vapor</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Odor neutral soap</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td></td><td></td><td>(for 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>Molasses</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

זבובים של גנוטיפ w 1118 משמשים כדי להדגים כיצד assay מבוצע. מוטציות w 1118 משמשות בדרך כלל כדי ליצור קווים מהונדסים ולשלוט הרקע הגנטי של transgenes מסומנת הגן הלבן. בדרך כלל, עבור ניסויים התנהגותיים, כל הקווים המהונדסים הם backcrossed במשך ח?...

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

את assay נימי מזין מודד צריכת המזון ב<em&gt; תסיסנית</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.6K Views.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Video: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

שילוב של צריכת המזון כמותיים מבחני והפעלת בכפייה נוירונים ללמוד תיאבון בשנת דרוזופילה

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Behavior

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב<em&gt; דרוזופילה</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

מאכיל מיקרו-תפוקה גבוהה לבדיקה לכימות הצריכה בדרוסופילה

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Assay העדפות טעם למבוגרים<em&gt; תסיסנית</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

כימות צריכת מקרונוטריאנטים במסך עצבי תרמוגנטי באמצעות זחלי דרוזופילה

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

מבחני העדפת מזון מהירה בדרוסופילה

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Feeding Test: Assessment of Feeding Preferences in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay for fruit flies in which colored food is used to monitor feeding and the effect added compounds may have on feeding activity. The example protocol tests the effects of several endocrine disrupting chemicals (EDC).

מבחן האכלה: הערכת העדפות האכלה בדרוזופילה מלנוגסטר

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biology

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Adult

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www.jove.com/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

בדיקת העדפות טעם: שיטה למדידת התנהגות האכלה בדרוזופילה

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

The CApillary FEeder (CAFE) Assay: A Method to Track Food Consumption and Preference in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55024/" target="_blank">The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the CApillary FEeder, or CAFE, assay, a behavioral method that measures food intake and preference of unrestrained fruit flies. The featured protocol shows how to perform the assay with minimal evaporation from the liquid-filled capillaries used to deliver the food and track its intake.

בדיקת CApillary FEeder (CAFE): שיטה למעקב אחר צריכת מזון והעדפתו בדרוזופילה

Source: Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the ...

את assay נימי מזין מודד צריכת המזון ב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae