GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

הפרוטוקול אושר על ידי האוניברסיטה של ​​מועצה לביקורת אתית לובן למחקר בבעלי החיים. 1. הכנת הקו ורידי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את קצה הצנתר ורידי ידי טבילה החלק האמצעי במהירות של 60 ס&quot;מ microrenathane (MRE) צינורות ב חם (&gt; 220 ° C) שמן שומשום. לאחר מכן למתוח את החלק האמצעי של הצינור כדי לייצר בקוטר צר (קוטר חיצוני (OD) &lt;0.5 מ&quot;מ) על ידי הזזת הקצוות בעדינות של צינורות אחד מהשני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בלהב סכין המנתחים כדי לחתוך את צינורות לשני חלקים של 30 ס&quot;מ כל אחת (ראה איור 1, טבלה 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את צינורות MRE כדי PE10 צינורות פוליאתילן באמצעות מחבר PE50 פוליאתילן ולהתחבר בצינור PE10 זה החלק התחתון של המסתובב. חבר את החלק העליון של המסתובב כדי בצינור PE10, ולחבר את זה מחט בדל Luer עם מחבר צינורות PE50 לפי איור 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל חזק מהיר acting דבק דבק לכל החיבורים ולבדוק את הקטטר עבור דליפה ידי שטיפה עם אוויר. גז לעקר את הקטטר לפני השימוש. </li></ol><img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> איור 1: בניית קו ורידי. קווי ורידים מוכנים על ידי מתיחת צינורות MRE לקוטר קטן וחיבורו באמצעות צינורות פוליאתילן למכשיר מסתובב מכרסם. ראה טבלה 1 לקבלת הוראות באורכים של חלקים שונים. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> אגדה </td><td> אורך </td><td> כֶּרֶך </td></tr><tr><td> 1) תלוש Luer מחט 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - פוליאתילן 0.023&quot; x 0.038&quot; </td><td> 5 ס&quot;מ </td><td> 13 μL </td></tr><tr><td> 3) PE10 - פוליאתילן 0.011&quot; x 0.024” </td><td> 50 ס&quot;מ </td><td> 30 μL </td></tr><tr><td> 4) מכרסמים סיבוב 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 ס&quot;מ </td><td> 9 μL </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (מחבר) </td><td> 5 ס&quot;מ </td><td> 13 μL </td></tr><tr><td> 7) MRE025 טיפ נמתח microrenathane 0.025&quot; x 0.012&quot; </td><td> 30 ס&quot;מ </td><td> 27 μL </td></tr><tr><td> סכום כולל </td><td> 105 ס&quot;מ </td><td> 92 μL </td></tr></tbody></table> טבלה 1: בניית ורידי הקו. טבלה זו כוללת אגדה עבור איור 1. 2. הרדמה וטיפול ניתוח Pre <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמשו הישן 24 שבועות זכר C57BL / 6J (27 - 32 גרם). הערה: אנו משתמשים בעכברים 24-בן כמה שבועות (מבוגר בוגר) כמו גיל זה מתאים יותר עם הגיל הממוצע של החולים לטיפול נמרץ. אנו משתמשים עכברי זכרים בלבד, כדי למנוע את ההשפעה המחזורית של אסטרוגנים. הטכניקה יכולה לשמש גם על בעלי חיים צעירים (נבדקו בעכברים ישנים 16 שבועות) ונקבות, אם עדיף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את כל מכשירי הניתוח לפני השימוש. שטוף את צנתר ורידי סטרילית תוצרת הבית עם מלח כדי להסיר בועות אוויר כדי לבדוק patency ו דליפות פוטנציאליות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים חוט מתכת (קוטר 0.8 מ&quot;מ) באורך 80 ס&quot;מ, להכפיל אותו על ידי קיפול ולעשות לולאה. עופרת 3 פנינים על החוט הכפיל את הלולאה. צרף את הקטטר אל חוט מתכת על ידי המנחה את קצה הצנתר דרך 3 הפנינים. הערה: תיל מצורף מתכת הכרחי עבור סיבוב של המסתובב שאליו קטטר מחובר. ככזה, העכבר יכול לנוע בחופשיות, מבלי לחסום את הקו ורידי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את מ &#39;על יד הבית על ידי זריקה intraperitoneal (IP) של תערובת של 0.03 קטמין מ&quot;ל (100 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו 0.02 מ&quot;ל xylazine (13 מ&quot;ג / ק&quot;ג). ודא ההרדמה כי היא נאותה על ידי בדיקת העדר רפלקסים. משוך בעדינות את לשון העכבר בחוץ עם מלקחיים כדי למנוע מחנק על ידי בליעה של הלשון. הערה: אם לאחר 10 דקות, העכבר עדיין מנסה למשוך הגפיים שלה לתת קטמין נוסף כמו בולוס 0.01 מיליליטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את אזור הניתוח כולל הבטן, בצד הגחון של הצוואר (משולש בין הסנטר, עצם החזה ואת עצם הבריח), ובין השכמות בבסיס הראש). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר שכיבה על כרית חימום מחומם מראש, לחטא את העור עם אתנול 70% ולהחיל כמות קטנה של חומר סיכה עיניים כדי להגן על העיניים מפני התייבשות. חדור באתרי כירורגי (הבטן, הצוואר-מלפנים ומאחור) עם 0.2 ropivacaine מ&quot;ל (0.67 מ&quot;ג / ק&quot;ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד העכבר עדיין במצב מועדים, לעשות חתך קטן בבסיס של הצד הגבה<html> של הראש עם אזמל או מספריים. לחשוף את שרירי צוואר הרחם אחורי, ולקשור את השריר כדי הלולאה של החוט מצורף עם 3.0 ניילון ידי מובילים חוט 3.0 ניילון מתחת לשריר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על הצד הימני שלה. ביצוע חתך אנכי קטן בעור הצוואר הגחון עם אזמל או מספריים. תחת הדרכתו ויזואלי, מנהרה תת-עורית מחט 18-מד דרך חתך הגחון זה כלפי חתך בגב עשה בעבר ולהשחיל את הצנתר דרך המחט אל exteriorize אותו בצד הגחון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על הגב שלה. Pass חוט 3.0 ניילון מאחורי השיניים החותכות העליונות של העכבר ואת הקלטת אותה למטה אל כרית החימום. אבטח את הראש בתוך מסיכת פנים עבור אספקת חמצן (2 L / min). תקן את העכבר בעמדה נמתחה על ידי מקליט את הזנב ואת שני forelimbs. הערה: אם הרדמה-xylazine קטמין לבדו אינו מספיק, isoflurane בשאיפה (0.5 - 1.5%) ניתן למסור במהלך הניתוח. </li></ol>class = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. החדרת צנתר שכינה כרונית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר תחת מיקרוסקופ לנתח. בשנת החתך שנעשה בעבר בצוואר הגחון, להקניט רקמת שומן בעדינות ובלוטות משם עם מלקחיים עד וריד הצוואר ניתן דמיין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בבוטות לנתח לשחרר את וריד הצוואר מן רקמת חיבור תת עורית מעל ומסביב הכלי ידי צבת קצה המלקחיים בין הווריד ורקמת חיבור ופתיחת המלקחיים שוב ושוב במקביל הווריד. ככזה, ניזק הווריד יימנע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבודד את וריד הצוואר על ידי הצבת מלקחיים בוטים תחת הווריד. Feed שלוש חתיכות של חוט 3.0 משי תחת הווריד, עמדת הפרוקסימלי חתיכה אחת אל ההסתעפות של וריד הצוואר (ליגטורה גולגולתי) ואחד חתיכה קרובה לשריר sternocleidomastoid (ליגטורה זנב). הדקו את ליגטורה גולגולתי ואת ליגטורה הזנב כדי למתוח את הווריד ולמנוע דימום יתר תוך שימת הקטטר. Tכלומר ליגטורה רופפת עם החוט באמצע כדי להבטיח הבטחה קלה של קטטר בהמשך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים מיקרו, עושים חתך לאורך הוריד בין ליגטורה גולגולתי ואת הזנב וגדולים מספיק כדי לעבור את הקטטר. תפוס את הקטטר עם מלקחיים, ולהכניס את הקטטר 11 מ&quot;מ לתוך הווריד. רופף לאבטח את הקטטר על ידי קשירה את ליגטורה באמצע ולאשר מיקום נכון על ידי שטיפה בעדינות עם מלח סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure את הקטטר ידי בחוזקה קשירת את ליגטורה באמצע הזנב סביב הספינה ואת הקטטר. עניבה מסתיימת של ליגטורה זנב ואת באמצע יחד כדי לאבטח את הקטטר בתקיפות. ודא כי הקשרים לא לחסום את העורק, על ידי שטיפה הקטטר לאחר כל קשר עשה. לבסוף, לקשור את הזנב ואת ליגטורה גולגולתי. סגירת החתך עם 5.0 תפרי משי. </li></ol> 4. Cecal קשירת נקר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך קו האמצע 1 ס&quot;מ דרך העור של החצי התחתון של הבטן עם אזמל או מספריים;להיזהר לא לחדור לתוך חלל הצפק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את Linea alba של שרירי הבטן ולעשות חתך intermuscular כדי לקבל כניסה לתוך חלל הצפק. אתר את cecum, להשתמש במלקחיים אנטומיים בוטה לבודד את cecum ו exteriorize זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור cecum ב 50% מאורכו עם 3.0 תפרי משי. ודא שלא ולקשור את שסתום ileocecal כך משכיות מעי נשמרות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחורר את cecum עם מחט 18-מד ידי יחיד דרך-ו-דרך באמצע הדרך ניקור בין קשירת קצה cecum. לאחר הסרת המחט, extrude כמות קטנה של צואה מן החור כדי להבטיח patency. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיקום מחדש של המעי בחלל הבטן, ולסגור את הצפק עור עם 5.0 תפרי משי. הערה: בממוצע, מתמחה חדשה דורשת 10 עד 15 בעלי חיים כדי להיות מסוגל חלקה למקם את צנתר ורידי ולבצע CLP בתוך 45 דקות. לאחר תקופת הכשרתו, רלה הרדמה / ניתוחניתן לצפות תמותה של 10% טד. </li></ol> 5. טיפול לאחר ניתוח החייאה נוזלת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח את העכבר במצב שכיבה ולאבטח את הקטטר אל החוט המצורף עם קלטת. הזיזו את העכבר לכלוב הפרט. השתמש דוכן עם מהדק מתכווננת להחזיק את המכשיר מסתובב 25 סנטימטרים מעל העכבר ובתקיפות קלטו את החלק החופשי של החוט המצורף מתכת לנקודת הסיבוב של המסתובב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף מזרק המכיל התערובת של קולואידים מאוזן crystalloids (1: 4) אל קו הוורידים כדי להתחיל החייאה נוזלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הכלוב בטמפרטורה מבוקרת (27 מעלות צלזיוס) ארון חיה עם 12 h אור מחזורים כהה ולהתחיל החייאה נוזל תוך ורידי (10 מ&quot;ל / ק&quot;ג / שעה) באמצעות משאבת אינפוזיה מדויק מונחה מזרק. ספק העשרה כלוב כגון חומר קינון ו בלוק עץ. </li></ol> 6. טיפול נמרץ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשעה 6 שעות לאחר הניתוח, תת-עורית להזריק כאב medication ואנטיביוטיקה (0.3 עצירות מ&quot;ל (0.15 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו 0.2 אימיפנם מ&quot;ל (16.67mg / ק&quot;ג)). הערה: בעקבות לעסוק ברפואה בחיות מעבדה סטנדרטית, המנה הראשונה של תרופות כאב ניתנת לפני החתך הניתוחי הראשוני ולאחר מכן על פי הוראותיה של מדיניות הווטרינרים של המוסד. זריקות תת עוריות צריך להיות מוזרק בזהירות לתוך החלל התת-עורית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי 20 - 24 שעות של החייאה נוזל, להחליף את crystalloids / קולואידים ידי תזונה parenteral הכולל (6.67 מ&quot;ל / ק&quot;ג / שעה). הערה: תזונת parenteral סה&quot;כ מנוהלת (5.8 קק&quot;ל / 24 h) משתרעת על כ 40% מכלל הקלוריות היומיות של עכברים, דומי צריכת הקלוריות מוקדם של מטופלים ביחידה לטיפול הנמרצת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תת-עורית לנהל משככי כאבים ואנטיביוטיקה (0.6 עצירות מ&quot;ל (0.3 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו 0.2 אימיפנם מ&quot;ל (16.67 מ&quot;ג / ק&quot;ג) כל 12 h בתקופת שלמה של מחלות קשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את החיות לפחות כל 3 h במהלך היום. להעריך את הסבל על ידי מתן כאבניקוד המבוססת על סולם העוויה העכבר תוקף 11. להגביר פיקוח על בעלי חיים עם ציון כאב גבוה. </li></ol> 7. בסוף הניסוי הערה: אישור והמלצות על רמת החומרה של מודל הנחיות ומדיניות למחשבי קצה אנושי יש לבקש דירקטוריון הסקירה המוסדי המקומי האתי למחקר בבעלי החיים. הערה: במקרה של קו ורידים מתפקד כמו קטטר החסום, delocalization של הקטטר, בעיות עם משאבת המזרק, החיה מהמחקר ו מורדם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתום תקופת הניסוי, עמוק להרדים את העכבר באמצעות תערובת של 0.03 קטמין מ&quot;ל (100 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ו 0.02 מ&quot;ל (13 מ&quot;ג / ק&quot;ג) xylazine. להרדים את העכבר על ידי משיכת הדם על ידי לנקב לב. חנות צמד דגימות רקמה קפוא של ריבית -80 מעלות צלזיוס. </li></ol>

<ol>
	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis:+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture.">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li><li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li><li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture.">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li><li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis:+cause+for+concern.">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).</li><li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+is+not+a+rat+is+not+a+man:+species-specific+metabolic+responses+to+sepsis+-+a+nail+in+the+coffin+of+murine+models+for+critical+care+research.">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).</li><li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+sepsis:+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting.">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li><li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

פתחנו מודל עכבר רלוונטי יותר קליני של מחלות קשות, על ידי שילוב של שיטת קשירת לנקב cecal לגרום לאלח דם עם שימוש קו ורידים מרכזי עבור נוזלים, תרופות ומנהל מזין. התקנה ניסיונית זו ניתנת לשחזור, מאפשר ללמוד את שלב הממושך של מחלה ותוצאות קריטיות שיעור תמותה יציב, בזאת מחקה את ?...

מחלות קשות היא מדינה מחלה שבה פונקציה של מערכות איבר אחד או יותר נפגעת עד כדי כך שהחולה ימות, אלא אם כן תמיכה רפואית אינטנסיבית מנוהל. בעוד הגורם הראשוני להתקבל ליחידה לטיפול נמרץ (ICU) יכול להשתנות, החל טראומה, ניתוח מסובך, כוויות, התלקחויות המחלה אלח דם, כל חולים אנושים סובלים נזק לתאים, הנגרם על ידי hypoperfusion, היפוקסיה ו דלקת מופרזת בין היתר , אשר מוביל כשל איברים. רוב המטופלים לשרוד העלבון החריף שלהם, אלא חלק חשוב של המטופלים לא מייד לשחזר וזקוק לטיפול נמרץ ממושך. הם נמצאים בסיכון גבוה לתמותה עקב אי-פתרון כשל איברים מרובים. יתר על כן, בשלב ממושך של מחלה קשה hallmarked בחולשת שרירים עמוקים האנדוקרינית שינוי מטבולי, מתוכם בפתוגנזה כיום מובנת. r כמהמודלי odent נמצאים בשימוש בסביבת המחקר בטיפול הנמרצת. שני המודלים בעיקר בשימוש הן הממשל אקסוגני של lipopolysaccharide (LPS) ו קשירת cecal ו לנקב (CLP). שני הדגמים מפותחים לחקות את השלב האקוטי של אלח דם, המוגדר תפקוד איבר מסכנות חיים שנגרם על ידי תשובת מארח dysregulated לזיהומים, ועל אחת הסיבות העיקריות להתקבל לטיפול הנמרץ ברחבי עולם 1, 2. מודל LPS יש כמה חסרונות כמו זה רק זמנים משפיע על השחרור של ציטוקינים המעמד המודינמי של החיה 3. בניגוד לבני האדם, מכרסמים הם גם במיוחד עמידים בפני רעלן פנימי והשימוש &quot;במינונים גבוהים&quot; של רעלן פנימי יש צורך לייצר תת לחץ דם ותמותה, בזאת נוספת מעלה חששות בדבר תוקפה של שיטה זו 4, 5. המודל השני, קשירת cecal ודגם לנקב (CLP)כולל קשירה של חלק cecum ואחריו ניקור מחט דרך-ו-דרך. הליך זה גורם לזיהום בטן polymicrobial עם נזק לרקמות, ואחריו טרנסלוקציה של חיידקים לתוך תא דם. זה יגרור תגובה דלקתית מערכתית והפיתוח של אלח דם. מודל CLP הוכר בהרחבה כמו במודל חיה של מחלות קשות חריפות שמעתיקות את המאפיינים העיקריים של אלח דם: hyperinflammation, התרחבות, תת לחץ דם ותפוקת לב מוגבר 6, 7. עם זאת, מודל זה אינו מאפשר לימוד של כשל איברים מרובה שאינו לפתרון, שריר מבזבז, ו האנדוקרינית שינויים מטבוליים, אופייניים לשלב הממושך של מחלות קשות. יתר על כן, לאחרונה את תוקפו של מודלי עכבר עבור מחלות קשות נחקר, שכן ממצאים ממודלי עכבר לא יכולים תמיד להיות מתורגם אדם הגדרת 8, 9, 10. הסבר אפשרי יכול להיות כי טיפול תומך המסופק באופן ביקורתי חולים אנושיים חולה שונה באופן מהותי מן הטיפול שניתן לעכברים אנושים. לכן, כדי להידמות המערכת האנושית יותר מקרוב כדי לאפשר חקירה של השלב הממושך של מחלות קשות, פתחנו מודל עכבר המחקה את לטיפול הנמרץ החריף כפי שניתן לבני אדם, כגון ממשל נוזל תוך ורידי נרחב וטיפול אנטיביוטי, ואשר מאפשר לנהל טיפול תומך כדי לשרוד את שלב הממושך של מחלות קשות, כגון תמיכה תזונתית. לשם כך, מתאמנים במודל העכבר של אלח דם CLP-Induced, להיות סטנדרט הזהב עבור אלח דם, והנחתי קו ורידים מרכזי המאפשר הממשל של נוזלים, תזונה ותרופות.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

פרוטוקול זה מתאר מודל עכבר צינתור המרכזי של מחלות קשות ממושכות. אנו משלבים את קשירת cecal ו לנקב שיטה לגרום לאלח דם עם שימוש קו ורידים מרכזי עבור נוזלים, תרופות ומנהל מזין לחקות את ההגדרה הקלינית בבני האדם. האנושות חולה דורש תמיכה רפואית אינטנסיבית על מנת לשרוד. בעוד שרוב המטופלים יתאושש תוך מספר ימים, כרבע מהחולים זקוקים לטיפול נמרץ ממושך נמצאים בסיכון גבוה למות הלא לפתרון כשל איברים מרובים. יתר על כן, בשלב הממושך של מחלה קשה hallmarked בחולשת שרירים עמוקה, ו האנדוקרינית שינויים מטבוליים, מתוכם בפתוגנזה כיום מובנת. המודל החי הנפוץ ביותר במחקר בטיפול נמרץ הוא מודל קשירת לנקב cecal לגרום לאלח דם. זהו מודל מאוד לשחזור, עם שינויים דלקתיים אקוטיים המודינמי דומים ספטמבר האנושיאחותי, אשר נועדה לבחון את השלב האקוטי של מחלה קריטית. עם זאת, המודל הזה הוא בסימן ידי הקטלניות גבוהות, אשר שונה מן המצב האנושי הקליני, והוא לא פותחים כדי ללמוד את שלב הממושך של מחלות קשות. לכן, אנו להתאים את הטכניקה על ידי הצבת צנתר ורידי מרכזי וריד הצוואר מאפשר לנו לנהל טיפול תומך רלוונטי קליני, כדי טוב יותר לחקות את המצב הקליני האנושי של מחלות קשות. במודל של עכברים זה דורש הליך כירורגי נרחב לטיפול נמרץ יומי של החיות, אבל התוצאה היא מודל רלוונטי של השלב החריף והמתמשך של מחלות קשות.

עכברים C57BL / 6 נעשו אנושים כמתואר לעיל. ביצענו שני ניסויים להעריך ההישרדות שלאחר CLP עד שתי נקודות זמן: הישרדות עד יום 5 (n = 15) והישרדות עד 7 ימים (n = 22) שלאחר CLP. עקומות הישרדות של שני ניסויים לא היו שונות משמעותי (לעומת עד היום 5), המציינים את השחזור של סביבת ?...

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

שימוש קו ורידים מרכזי עבור נוזלים, תרופות ומנהל מזין בתוך עכבר דגם של מחלות קשות

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K Views.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Video: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

בדיקת שרירים ידנית: שיטת מדידת חוזק שרירים בגפיים יישומית על חולים אנושים

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

צנתור עורקי ורידי הירך עבור דגימה דם, והתרופות ולחץ דם מודעת דרג מדידות הלב

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

גישה ניתוחית חדשנית למנהל Intratracheal של סוכני יו במודל של עכברים עוברי

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

דגם של עירוי מזין כרוני בחולדה

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

דגם עור עכבר עוברי של תיקון פצע צלקות

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

דגם פגם עצם הירך קריטית בגודל פשוט בעכברים

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

גישה חדשנית עבור מתן תרופות ונוזלים תרחישי חירום והגדרות

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

שימוש במודל חזירון לחקר נוירוטוקסיות התפתחותית בהרדמה (AIDN): גישה נוירו-מדעית טרנסציונית

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

דיסקציה של הלבלב העכבר עבור ניתוח היסטולוגית והגדרת פרופיל מטבולי

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

ממברנה בעיות ורידים-Veno חמצון בעכבר

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...