GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

Das Protokoll wurde von der Universität Leuven Ethical Review Board für Tierforschung genehmigt. 1. Herstellung der venösen Leitung <ol><li> Bereiten Sie die Spitze des Venenkatheters durch schnell den Mittelteil von 60 cm microrenathane (MRE) Schläuchen in heißem (&gt; 220 ° C), Sesamöl eingetaucht wird. Anschließend dehnt den mittleren Teil des Rohres einen schmalen Durchmesser (Außendurchmesser (OD) von &lt;0,5 mm) durch vorsichtige die Ende des Schlauches voneinander weg zu bewegen zu erzeugen. </li><li> Verwenden eine Skalpellklinge das Rohr in zwei Teile von 30 cm geschnitten , die jeweils (siehe Figur 1, Tabelle 1). </li><li> Schließen Sie den MRE Schlauch an Polyethylenschlauch unter Verwendung von Polyethylen PE10 PE50 abklemmen und diesen PE10 Schlauch an den unteren Teil des Dreh. Verbinden des oberen Teils des Schwenk bis PE10 Schläuche, und verbinden diese mit einer Luer - Stub Nadel mit PE50 Verbinderschlauch gemäß Abbildung 1. </li><li> Bewerben stark schnell akting Klebstoff Klebstoff an alle Anschlüsse und den Katheter zur Dichtigkeitsprüfung von mit Luft gespült wird. Gas sterilisiert die Katheter vor der Verwendung. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Abbildung 1: Konstruktion von Venöse Linie. Venöse Linien werden durch Strecken des MRE Schlauch auf einen kleinen Durchmesser und anschließen über Polyethylenschlauch zu einer Nagetier Schwenkvorrichtung hergestellt. Siehe Tabelle 1 für Anweisungen auf Längen der verschiedenen Teile. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Legende </td><td> Länge </td><td> Volumen </td></tr><tr><td> 1) Luer-Stub Nadel 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - Polyethylen .023&quot; x .038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 3) PE10 - Polyethylen .011&quot; x .024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 4) Rodent Swivel 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 ul </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (Steckverbinder) </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tipp gestreckt microrenathane .025&quot; x .012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> Gesamtsumme </td><td> 105 cm </td><td> 92 &amp; mgr; l </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Aufbau der Venöse Linie. Diese Tabelle enthält eine Legende für Abbildung 1. 2. Anästhesie und Pre-Chirurgie Handhabung <ol><li> Verwenden Sie 24 Wochen alte männliche C57BL / 6J-Mäuse (27-32 g). HINWEIS: Wir verwenden 24-Wochen alte Mäuse (reif Erwachsene) als dieses Alter mit dem Alter von Intensivpatienten mittleren besser entspricht. Wir verwenden nur männliche Mäuse den zyklischen Einfluss von Östrogenen zu vermeiden. Die Technik kann auch auf jüngeren Tieren verwendet werden (getestet in 16 Wochen alten Mäusen) und Weibchen, bevorzugt, wenn. </li><li> Sterilisiert alle chirurgischen Instrumente vor dem Gebrauch. Spülen Sie den sterilen hausgemachten venösen Katheter mit Kochsalzlösung aller Luftblasen zu entfernen und um die Durchgängigkeit und möglichen Lecks zu testen. </li><li> Geschnitten, um einen Metalldraht (0,8 mm Durchmesser) von 80 cm Länge, verdoppeln sie durch Falten und eine Schleife bilden. Lead 3 Perlen über den verdoppelten Draht der Schleife. Befestigen des Katheters an dem Metalldraht durch die Spitze des Katheters durch die 3-Perlen führen. HINWEIS: Das Metallbefestigungsdraht zur Drehung des Schwenks notwendig ist, um die der Katheter angeschlossen ist. Als solches kann die Maus frei bewegen, ohne dass die venöse Leitung zu blockieren. </li><li> Betäubt den mouse durch eine intraperitoneale (IP) Injektion einer Mischung von 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml Xylazin (13 mg / kg). Stellen Sie sicher, dass Anästhesie durch Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen ausreichend ist. Ziehen Sie vorsichtig außerhalb der Maus Zunge mit einer Pinzette durch Schlucken der Zunge Erstickung zu vermeiden. HINWEIS: Wenn nach 10 min, noch die Maus versucht, seine Gliedmaßen geben zusätzliche Ketamin als 0,01 mL bolus zurückzuziehen. </li><li> Shave OP-Bereich einschließlich Abdomen, ventrale Seite des Halses (Dreieck zwischen Kinn, Sternum und Clavicula) und zwischen den Schulterblättern an der Basis des Kopfes). </li><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf ein vorgewärmten Heizkissen, Desinfizieren die Haut mit 70% Ethanol und eine kleine Menge von ophthalmischen Schmiermittels Schutz der Augen vor dem Austrocknen. Infiltriert die Operationsstellen (Bauch, Hals-Vorder- und Rückseite) mit 0,2 ml Ropivacain (0,67 mg / kg). </li><li> Während die Maus noch immer in Bauchlage ist, auf der Basis der dorsalen Seite einen kleinen Einschnitt machendes Kopfes mit Skalpell oder einer Schere. Setzen Sie die hinteren Halsmuskeln und den Muskels zu der Schleife des Befestigungskabelbinders mit 3,0 Nylon 3,0 durch einen Nylonfaden unter dem Muskel führt. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf der rechten Seite. Machen Sie einen kleinen vertikalen Schnitt in der Haut des ventralen Hals mit einem Skalpell oder einer Schere. Unter visueller Führung Tunnel einer 18-Gauge-Nadel subkutan durch diesen ventralen Einschnitt in Richtung des Einschnitts an der Rückseite aus zuvor und den Katheter durch die Nadel einfädeln es an der Bauchseite exteriorisieren. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken. Übergeben eine 3,0 Nylongarn hinter den oberen Schneidezahn der Maus und Band es nach unten zu dem Heizkissen. Sichern des Kopfes in einer Gesichtsmaske für die Bereitstellung von Sauerstoff (2 l / min). Befestigen Sie die Maus in einer gestreckten Position durch Abkleben des Schwanzes und die beiden Vorderbeine nach unten. HINWEIS: Wenn die Ketamin-Xylazin Narkose allein nicht ausreichend ist, inhaliert Isofluran (0,5-1,5%) kann während der Operation geliefert werden. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Platzierung eines chronischen Verweil-Katheter <ol><li> Platzieren Sie die Maus unter dem Binokular. Im Schnitt zuvor im ventralen Hals gemacht, necken sanft Fettgewebe und Drüsen entfernt mit einer Pinzette, bis die Halsvene sichtbar gemacht werden kann. </li><li> Bluntly sezieren die Vena jugularis vom Binde- und subkutane Gewebe über und um den Behälter zu befreien, indem die Spitze der Zange zwischen der Vene und Bindegewebe platzieren und die Zange wiederholt parallel zu der Vene öffnet. Als solche wird eine Beschädigung der Vene vermieden werden. </li><li> Isolieren der Jugularvene indem stumpfen Pinzette unter der Vene. Futtermittel drei Stücke von 3,0 Seidenfaden unter der Vene, Position ein Stück proximal zu der Bifurkation der Vena jugularis (cranialen Ligatur) und ein Stück der Nähe des Kopfnickers (caudal Ligatur). Ziehen Sie die kraniale Ligatur und die Schwanz Ligatur die Vene zu dehnen und zu übermäßigen Blutungen zu verhindern, während der Katheter platziert. Tdh eine lose Ligatur mit dem mittleren Gewinde leicht Sicherung des Katheters zu gewährleisten später. </li><li> Verwendung von Mikroscheren, einen Einschnitt macht entlang der Vene zwischen den kranialen und kaudalen Ligaturen und groß genug, um den Katheter zu führen. Ergreifen des Katheters mit einer Pinzette, und legen den Katheter 11 mm in die Vene. Lose um den Katheter sicher durch die Mitte Ligatur Abbinden und die korrekte Platzierung bestätigen, indem Sie vorsichtig mit steriler Kochsalzlösung gespült. </li><li> Sichern Sie den Katheter durch Abbinden fest in der Mitte und Schwanz Ligatur um das Gefäß und Katheter. Tie Enden Schwanz und mittlerer Ligatur fest zusammen, den Katheter zu sichern. Stellen Sie sicher, dass die Knoten nicht die Vene verschließen, indem der Katheter Spülung nach jedem Knoten gemacht. Schließlich binden die Schwanz- und Schädel Ligatur. Schließen Sie den Schnitt mit 5,0 Seidenfäden. </li></ol> 4. Blinddarm Ligatur und Puncture <ol><li> Machen einen 1 cm-Mittelschnittes durch die Haut der unteren Hälfte des Bauches mit Skalpell oder eine Schere;nicht zu durchdringen, in die Peritonealhöhle vorsichtig sein. </li><li> Identifizieren der linea alba der Bauchmuskulatur und ein intermuscular Einschnitt Eintritt in die Bauchhöhle zu gewinnen. Finde den Blinddarm, und verwenden blunt anatomische Pinzette Blinddarm zu isolieren und es exteriorisieren. </li><li> Ligieren Caecum bei 50% seiner Länge mit 3,0 Seidennähten. Achten Sie darauf, nicht die lleozökalklappe abzubinden, so dass Darm-Kontinuität aufrechterhalten wird. </li><li> Perforiert Zökum mit einer 18-Gauge-Nadel durch eine einzige durch und durch Punktion der Mitte zwischen der Ligatur und der Spitze des Blinddarms. Nachdem die Nadel zu entfernen, extrudieren aus dem Loch eine kleine Menge von Fäkalien Durchgängigkeit zu gewährleisten. </li><li> Repositionieren, den Darm in der Bauchhöhle, und schließen Sie das Peritoneum und die Haut mit 5,0 Seidennähten. HINWEIS: im Durchschnitt eine neue Ausbildungs ​​erfordert 10 bis 15 Tiere in der Lage sein, sanft den venösen Katheter zu setzen und durchzuführen CLP innerhalb von 45 min. Nach der Einarbeitungszeit, eine Anästhesie / Chirurgie related Mortalität von 10% zu erwarten. </li></ol> 5. Post-chirurgische Behandlung und Flüssigkeitstherapie <ol><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern, den Katheter an den Befestigungsdraht mit Klebeband. Bewegen Sie die Maus auf einen einzelnen Käfig. Verwenden, um einen Ständer mit einstellbarem Klemm der Schwenkvorrichtung 25 cm über der Maus zu halten und Band fest den freien Teils des Metallbefestigungsdrahtes an den Drehpunkt des Schwenks. </li><li> Befestigen einer Spritze, die die Mischung von symmetrischen Kolloide und Kristalloide (1: 4), die an die venöse Leitung Flüssigkeitszufuhr zu starten. </li><li> Platzieren Sie den Käfig in einem temperierten (27 ° C) Tierschrank mit 12 h Licht und Dunkel-Zyklen und starten intravenöse Flüssigkeit Reanimation (10 ml / kg / h) über eine Spritze präzise getriebene Infusionspumpe. Käfig bereitzustellen Anreicherung wie Verschachtelung Material und ein Holzblock. </li></ol> 6. Intensive Care <ol><li> Um 6 h nach der Operation, injiziert subkutan Schmerz medication und Antibiotika (0,3 ml Buprenorphin (0,15 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16.67mg / kg)). HINWEIS: Im Anschluss an Standard-Labortiermedizin Praxis, die erste Dosis von Schmerzmitteln wird vor dem ersten chirurgischen Eingriff gegeben und dann wie von der Institution Veterinärpolitik gerichtet. Subkutane Injektionen sollten sorgfältig in den subkutanen Raum injiziert werden. </li><li> Nach 20 - 24 h der Flüssigkeitszufuhr, ersetzen die Kristalloide / Kolloide durch totale parenterale Ernährung (6,67 ml / kg / h). HINWEIS: totale parenterale Ernährung verabreicht (5,8 kcal / 24 h) umfasst rund 40% des täglichen Kalorienbedarfs von Mäusen, ähnlich wie die frühen Kalorienzufuhr der Patienten in der Intensivstation. </li><li> Subkutan verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (0,6 ml Buprenorphin (0,3 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16,67 mg / kg) alle 12 h während der gesamten Dauer der kritischen Erkrankung. </li><li> Schauen Sie sich die Tiere mindestens alle 3 Stunden während des Tages. Beurteilen Sie das Leiden durch einen Schmerz gebenNote basierend auf der validierten Maus Grimasse Skala 11. Intensivieren für Tiere mit einem hohen Schmerz-Score zu überwachen. </li></ol> 7. Ende des Experiments HINWEIS: Zustimmung und Empfehlungen auf der Ebene der Schwere des Modells und Richtlinien und Richtlinien für die menschlichen Endpunkte sollten von der lokalen Institutional Ethical Review Board für Tierforschung gesucht werden. HINWEIS: Bei einer nicht-funktionellen venösen Leitung wie blockierte Katheter, Delokalisierung des Katheters, Probleme mit der Spritzenpumpe, das Tier von der Studie ausgeschlossen und euthanasiert. <ol><li> Am Ende der Versuchsperiode, tief anästhesieren die Maus eine Mischung aus 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml (13 mg / kg), Xylazin verwenden. Euthanize die Maus durch das Blut durch Herzpunktion zurückzieht. Shop-Snap gefrorene Gewebeproben von Interesse bei -80 ° C. </li></ol>

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	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. 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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Wir entwickeln ein klinisch relevantes Mausmodell der kritischen Erkrankung, durch die cecal Ligatur und Einstichverfahren Kombination für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter zu induzieren. Dieser Versuchsaufbau reproduzierbar ist, ermöglicht die längere Phase der kritischen Erkrankung und führt zu einer stabilen Sterblichkeit zu untersuchen, hiermit die menschliche klinische Situation nachahmt 1. <p class="jove_...

Kritische Erkrankung ist ein Krankheitszustand, in dem die Funktion eines oder mehrerer Organsysteme in dem Maße behindert wird, dass der Patient sterben, es sei denn, eine intensive medizinische Unterstützung verabreicht wird. Während die ursprüngliche Ursache für die Aufnahme in die Intensivstation (ICU) variieren kann, im Bereich von Trauma, komplizierten Operationen, Verbrennungen, Krankheit Exazerbationen Sepsis, alle kritisch kranken Patienten leiden an Zellschäden, verursacht durch Hypoperfusion, Hypoxie und übermäßige Entzündung unter anderem , was zu Organversagen. Die meisten Patienten überleben ihre akute Beleidigung, sondern ein wichtiger Teil der Patienten nicht sofort erholen und längere intensive Pflege benötigen. Sie sind mit einem hohen Risiko von Tod durch nicht-Lösung multiplem Organversagen. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert und endokrine und metabolische Veränderung, von denen die Pathogenese derzeit nicht vollständig verstanden. mehrere rOdent Modelle sind in der kritischen Versorgungsforschung Einstellung verwendet werden. Die zwei hauptsächlich verwendeten Modelle sind die exogene Verabreichung von Lipopolysaccharid (LPS) und cecal Ligation und Punktion (CLP). Beide Modelle werden entwickelt , um die akute Phase der Sepsis zu imitieren, als lebensbedrohlich definiert durch eine Dysregulation Wirtsantwort auf eine Infektion verursacht Organdysfunktion, und einer der Hauptgründe für die Aufnahme in die ICU weltweit 1, 2. Das LPS - Modell hat mehrere Nachteile , da es nur übergangsweise die Freisetzung von Zytokinen und dem hämodynamischen Status des Tieres 3 auswirkt. Im Gegensatz zu Menschen, Nagetiere sind auch besonders widerstandsfähig gegen Endotoxin und die Verwendung von ‚hohen Dosen‘ von Endotoxin ist notwendig , Blutdruckabfall und Mortalität zu erzeugen, hiermit weitere Anliegen der Gültigkeit dieses Verfahrens erhöht 4, 5. Das andere Modell, cecal Ligatur und Einstich Modell (CLP)kennzeichnet eine Ligation eines Teils des Blinddarms durch einen Nadelstich durch und durch gefolgt. Dieses Verfahren führt zu einer Unterleibsinfektion mit polymikrobiellen Gewebsschädigung, durch eine Translokation der Bakterien in die Blutkammer gefolgt. Dies wird eine systemische Entzündungsreaktion und die Entwicklung von Sepsis auslösen. Hyperinflammation, Vasodilatation, Hypotension und erhöhte Herzleistung 6, 7: Das CLP - Modell wurde als ein Tiermodell der akuten kritischer Erkrankungen , die die Hauptmerkmale von Sepsis reproduziert extensiv erkannt. Allerdings ist dieses Modell nicht Studie der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind erlaubt. Darüber hinaus kürzlich die Gültigkeit von Mausmodellen für kritische Krankheit hat in Frage gestellt worden, da Erkenntnisse aus Mausmodellen können nicht immer auf den menschlichen 8 Einstellung übersetzt werden, 9, 10. Eine mögliche Erklärung könnte sein, dass die unterstützende Behandlung, die krank menschliche Patienten kritisch vorgesehen ist wesentlich von der Pflege unterscheidet, die schwerkranken Mäuse vorgesehen ist. Daher die menschliche Einstellung stärker ähneln und zur Untersuchung der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu ermöglichen, entwickeln wir ein Mausmodell, das die akute Intensivmedizin als gegeben für die Menschen, wie zum Beispiel umfangreiche intravenöse Verabreichung von Flüssigkeiten und Antibiotika-Behandlung nachahmt, und die erlaubt zu verabreichen, unterstützende Pflege, um die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung, wie Ernährungsunterstützung, um zu überleben. Zu diesem Zweck haben wir an das Maus-Modell der CLP-induzierte Sepsis, Sepsis der Goldstandard sind, und legten eine zentrale Venen Linie, die die Verabreichung von Flüssigkeiten, Nahrung und Medikamenten ermöglicht.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisierte Mausmodell einer längeren kritischer Krankheit. Wir kombinieren die cecal Ligatur und Einstichverfahren Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung zu induzieren das menschliche klinische Umfeld zu imitieren. Schwerkranke Patienten erfordern eine intensive medizinische Unterstützung, um zu überleben. Während die Mehrheit der Patienten innerhalb von ein paar Tagen, etwa ein Viertel der Patienten müssen längere Intensivpflege und sind mit einem hohen Risiko zu sterben, von nicht-Lösung multiplem Organversagen wieder erholen wird. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert, und endokrine und metabolische Veränderungen, von denen die Pathogenese noch nicht vollständig verstanden. Das am häufigsten verwendete Tiermodell in der Intensivmedizin-Forschung ist das cecal Ligatur und Einstich Modell Sepsis zu induzieren. Dies ist ein sehr reproduzierbares Modell, mit akuten entzündlichen und hämodynamischen Veränderungen ähnlich dem menschlichen Septembersis, die die akute Phase der kritischen Erkrankung untersuchen soll. Allerdings wird dieses Modell durch eine hohe Letalität punziert, die sich aus der klinischen menschlichen Situation anders ist, und entwickelt nicht die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen. Deshalb passen wir die Technik durch einen zentralen Venenkatheter in die Halsvene Platzierung ermöglicht es uns, eine klinisch relevante unterstützende Pflege, zu verabreichen, um besser auf die menschliche klinische Situation der kritischen Erkrankung zu imitieren. Dieses Mausmodell erfordert eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein relevantes Modell der akuten und anhaltende Phase der kritischen Erkrankung.

C57BL / 6-Mäuse wurden schwer krank gemacht, wie oben beschrieben. Wir führten zwei Experimente post-CLP Überleben bis zwei Zeitpunkt zu bewerten: Überleben bis zum Tag 5 (n = 15) und das Überleben bis zum Tag 7 (n = 22) nach CLP. Überlebenskurven der beiden Experimente waren nicht signifikant unterschiedlich (im Vergleich bis zum Tag 5), was auf die Reproduzierbarkeit des experimentellen Aufbaus. Nicht überlebende Tiere wurden Tod oder eingeschläfert aufgrund des Erreichens mens...

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Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

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JoVE Journal

Medicine

8.8K Aufrufe.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Serie: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

Manuelle Muskeltests: eine Methode zur Messung Extremität Muscle Strength Applied an kritisch kranke Patienten

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

Forschung

Medizin

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

A Novel Surgical Ansatz intratracheale Verabreichung von Wirkstoffen in einem Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

Eine Maus fetalen Hautmodell von Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Eine einfache Kritische große Femoral Defect Modell an der Maus

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

Ein neuer Ansatz für die Verabreichung von Medikamenten und Flüssigkeiten in Notfallszenarien und Einstellungen

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Verwendung eines Ferkelmodells für die Untersuchung der anästhetisch-induzierten Entwicklungsneurotoxizität (AIDN): Ein Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Dissektion der Maus Bauchspeicheldrüse für histologische Analyse und Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

VENO-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung in eine Maus

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...