GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

protokol Hayvan Araştırmaları Leuven Etik İnceleme Kurulu Üniversitesi tarafından onaylanmıştır. Venöz Hattının 1. Hazırlık <ol><li> hızlı bir şekilde sıcak (&gt; 220 ° C), susam yağı içinde 60 cm mikrorenatan (MRE) boru orta kısmını daldırarak venöz kateter ucu hazırlayın. Daha sonra yavaşça birbirinden boru uçlarının hareket ettirerek dar bir çapa (dış çap (OD) &lt;0.5 mm) elde edecek tüpün orta kısmına uzanır. </li><li> 30 cm, her (bakınız Şekil 1, Tablo 1) iki parçaya boru kesmek için bir bisturi bıçağını kullanarak. </li><li> polietilen PE50 konnektörü kullanılarak polietilen boru PE10 için MRE boru bağlayın ve döner taban kısmına, bu PE10 boru bağlayın. PE10 boru için döner üst kısmı bağlayın ve Şekil 1 &#39;deki gibi PE50 konektör boru ile bir Luer saplama iğneye bağlayın. </li><li> Uygula güçlü hızlı actiBütün bağlantıların yapışkan yapıştırıcı ng ve hava ile yıkama ile sızıntı kateter test edin. Gaz kullanımdan önce kateter sterilize. </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Şekil 1: Venöz Hattı inşaatı. Venöz hat küçük bir çapa MTA, boru gerilmesi ve bir kemirgen döner cihaza polietilen boru ile bağlayarak hazırlanırlar. Farklı parçaların uzunlukları ile ilgili talimatlar için Tablo 1 &#39;e bakınız. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayın.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> efsane </td><td> uzunluk </td><td> hacim </td></tr><tr><td> 1) Luer saplama iğnenin 22G, </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polietilen dan, 023&quot; x .038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 ul </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polietilen 0,011&quot; x 024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 uL </td></tr><tr><td> 4) Kemirgen Döner 20G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 uL </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (bağlayıcı) </td><td> 5 cm </td><td> 13 ul </td></tr><tr><td> 7) MRE025 İpucu gergin mikrorenatan .025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 ul </td></tr><tr><td> Toplam </td><td> 105 cm </td><td> 92 uL </td></tr></tbody></table> Tablo 1: Venöz Hattı inşaatı. Bu tablo, Şekil 1 için bir açıklama sağlamaktadır. 2. Anestezi ve Ön cerrahi İşleme <ol><li> (- 32 gr 27), 24 haftalık erkek C57BL / 6J fareleri kullanın. NOT: Bu yaş yoğun bakım hastalarının yaş ortalaması daha iyi karşılık olarak biz 24 haftalık fareleri (olgun yetişkin) kullanın. Biz östrojenlerin halkalı etkisini önlemek için sadece erkek fareler kullanın. Tercih edilen ise teknik aynı zamanda, daha küçük (16 haftalık farelerde test) Hayvanlar ve kadın üzerinde de kullanılabilir. </li><li> Kullanmadan önce tüm cerrahi aletler sterilize. herhangi bir hava kabarcıklarını çıkarmak için ve açıklık ve potansiyel sızıntı testi için tuzlu su ile steril ev yapımı venöz kateter yıkayın. </li><li> 80 cm uzunluğunda bir metal teli (0.8 mm çap) Kesme katlanarak iki katını ve bir döngü yaptırın. döngü iki tel üzerinden 3 inci kurşun. 3 inci yoluyla sondanın ucunu kılavuz metal telin, kateterin takın. NOT: Metal bağlantı teli kateter bağlı olduğu döner dönme için gereklidir. Bu şekilde, fare venöz hat engellemeden, serbestçe hareket edebilir. </li><li> m anestezisi0.03 ml ketamin (100 mg / kg) ve 0.02 ml ksilazin (/ kg, 13 mg) karışımı bir intraperitoneal (İP) enjeksiyon ile ouse. Bu anestezi reflekslerin yokluğu kontrol ederek yeterli olduğundan emin olun. Yavaşça dilin yutma yoluyla boğulma tehlikesini forseps ile dış fare dilini çekin. Not: 10 dakika sonra, fare hala geri çalışırsa konusu uzuvların bir 0.01 mL bolus olarak ek ketamin verir. </li><li> karın, boynun ventral tarafına (çene, sternum ve köprücük kemiğinin arasındaki üçgen) dahil olmak üzere cerrahi alanı tıraş ve) kafa tabanındaki kürek kemikleri arasında. </li><li> Bir önceden ısıtılmış ısıtma yastığı üzerinde pozisyonda fare yerleştirin,% 70 etanol ile cilt dezenfekte ve kurumasını gözü korumak için oftalmik yağlayıcı küçük bir miktar uygulanır. 0.2 ml ropivakain (/ kg 0.67 mg) ile cerrahi siteleri (arka karın, boyun-ön ve arka) infiltre. </li><li> Fare yüzükoyun pozisyonda hareketsiz iken, sırt tarafında dibinde küçük bir kesi yapmakbistüri veya makas ile başın. arka servikal kas Açığa ve kas altında bir 3.0 naylon iplik gelen 3,0 naylon bağlantı telinin döngü kas bağlar. </li><li> onun sağ tarafta fare yerleştirin. bir neşter veya makas ile ventral boyun derisinde küçük bir kesi yapın. Görsel kılavuzluğunda, tünel iğne boyunca önceden yapılmış ve kateteri iplik arkasında insizyon doğru ventral kesikten 18-gauge iğne deri altından ventral tarafında da exteriorize. </li><li> Sırtında fare yerleştirin. ısıtma yastığına fare ve bandın aşağı üst kesici dişleri arkasında 3.0 naylon geçirin. oksijen (/ dk 2L) vermek için bir yüz maskesi baş elde edin. kuyruk ve iki ön ayakları aşağı bantlayarak gerilmiş bir pozisyonda fare sabitleyin. Not: tek başına ketamin-ksilazin anestezi yeterli değilse, inhale izofluran (0,5-1,5%) ameliyat sırasında teslim edilebilir. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Bir Kronik kalıcı kateter yerleştirilmesi <ol><li> mikroskop altında fare yerleştirin. şahdamarı görüntülenmiştir kadar ventral boyun önceden yapılan kesi olarak, nazikçe uzak forseps ile yağ dokusu ve bezleri kızdırmak. </li><li> Açık açık ven ve bağ dokusu ile forseps ucu yerleştirme ve damar paralel olarak sürekli forseps açarak geminin üzerinde ve çevresinde bağ ve subkütan doku jugular damar boşaltmak için teşrih. Bu itibarla, damara hasar kaçınılacaktır. </li><li> ven altında künt forseps koyarak şah damarı izole edin. damar altında 3.0 ipek iplik üç adet besleme, juguler ven (kafatası bağ) ve sternocleidomastoid kas (kaudal bağ) yakın bir parçanın bifürkasyon pozisyonu tek parça yakın. kranyal bitişik harfleri ve ven esneme ve kateter yerleştirilmesi sırasında aşırı kanamayı önlemek için kaudal ligatürün sıkın. Tyani orta iplikle gevşek bir ligatür sonradan kateterin kolayca sabitlenmesini sağlamak için. </li><li> Mikro makas kullanarak, kranial ve kaudal bitişik harfler ve kateter geçecek kadar büyük arasındaki damar boyunca bir kesi yapmak. forseps ile kateter tut ve kateter damar içine 11 mm yerleştirin. Gevşek orta bitişik harfleri kapalı bağlayarak deriye tespit ve yavaşça steril tuzlu su ile yıkanmak suretiyle doğru yerleşimi onaylayın. </li><li> sıkıca gemi ve kateter etrafında orta ve kaudal bitişik harfleri kapalı bağlayarak kateter sabitleyin. Kravat sıkıca kateteri sabitlemek için bir araya kaudal ve orta ligature uçları. knot her düğüm yaptıktan sonra kateter ile yıkanması ile, damar tıkayan olmadığından emin olun. Son olarak, kaudal ve kranial ligatures kravat. 5.0 ipek dikişlerle kesi kapatın. </li></ol> 4. çekal bağlama ve delme <ol><li> bistüri veya makas ile karın alt yarısının deri yoluyla 1 cm ensizyon olun;periton boşluğuna nüfuz için dikkatli olun. </li><li> Karın kas linea alba belirlemek ve periton boşluğuna giriş kazanmak için bir intermusküler kesi yapmak. çekum bulun ve çekum izole etmek ve bunu exteriorize künt anatomik forseps kullanır. </li><li> 3.0 ipek sütürle uzunluğunun% 50 çekum Arter. Bağırsak süreklilik korunur, böylece ileoçekal valf bağlanması için değil emin olun. </li><li> yoluyla ve üzerinden tek bir tarafından 18-gauge iğne ile çekum delikli ligasyonu ve çekum ucu arasındaki delik yarıda. iğne ayrılmasından sonra, açıklık sağlamak için delik dışkıların bir miktar a&#39;ya. </li><li> karın boşluğunda bağırsak yeniden getirin ve 5.0 ipek sütür ile periton ve cilt kapatmak. NOT: Ortalama olarak, yeni bir stajyer sorunsuz venöz kateter yerleştirmek ve 45 dakika içinde CLP gerçekleştirmek edebilmek için 10 ila 15 hayvan gerektirir. eğitim dönemi, bir anestezi / cerrahi rela sonra% 10 ted ölüm beklenebilir. </li></ol> 5. Post-cerrahi tedavi ve Akışkan Resüsitasyon <ol><li> yatar pozisyonda fare yerleştirin ve bantla eki tele kateteri sabitleyin. bağımsız bir kafese fareyi hareket ettirin. döner cihaz fare üzerinde 25 cm tutmak için ayarlanabilir kelepçe ile bir stand kullanın ve sıkı bir şekilde döner dönme noktasına metal bağlanma telin serbest bir bantlayın. </li><li> venöz hat sıvı canlandırma başlatmak için: dengeli kolloid ve kristaloid (4 1) karışımını ihtiva eden bir şırınga takın. </li><li> 12 saatlik aydınlık ve karanlık döngüsü ile kontrol edilen bir sıcaklıkta (27 ° C), hayvan kabininde kafes yerleştirin ve doğru bir şırınga odaklı infüzyon pompası ile intravenöz sıvı replasmanını (10 mL / kg / saat) başlar. Bu tür iç içe malzeme ve ahşap bir blok olarak kafes zenginleştirme sağlar. </li></ol> 6. Yoğun Bakım <ol><li> 6 saat post-operatif olarak, deri altından ağrı medicatio enjekteburada n ve antibiyotikler (0.3 mL buprenorfin (0.15 mg / kg) ve 0.2 mL imipenem (16.67mg / kg)). NOT: Kurumun veteriner politikaları yönettiği gibi standart laboratuvar hayvanları hekimliği uygulaması sonrasında ağrı kesici ilk dozu daha sonra başlangıçtaki cerrahi kesi öncesi ve verilir. Deri altı enjeksiyonları dikkatli bir şekilde deri altı alana enjekte edilmelidir. </li><li> 20 sonra, - sıvı verilmesi 24 saat sonra, toplam parenteral beslenme (6.67 ml / kg / saat) kristaloidler / kolloidleri değiştirin. NOT: uygulanan total parenteral beslenmenin (5.8 kcal / 24 saat) yoğun bakım ünitesinde hastaların erken kalori alımı benzer farelerin, günlük kalori ihtiyacının% 40 civarında kapsar. </li><li> Subkutanöz olarak enjekte edilmiş ağrı kesiciler ve antibiyotikler (0.6 mL buprenorfin (0.3 mg / kg) ve 0.2 mL imipenem (16.67 mg / kg) kritik hastalık dönemi boyunca, her 12 saatte bir uygulanması. </li><li> Gün boyunca hayvanlar en az 3 saatte bir kontrol edin. Bir acı vererek ıstırabı değerlendirinvalide fare face ölçeğine 11 dayalı puanı. yüksek ağrı skoru hayvanlar için izleme yoğunlaştırılması. </li></ol> Deney 7. Sonu NOT: onaylanması ve modeline ve insan uç noktaları için yönergeleri ve politikalarının şiddeti düzeyine önerileri Hayvan Araştırmaları Yerel Kurumsal Etik İnceleme Kurulundan aranmalıdır. Not: bloke kateterin kateter yöresizleştirilmesi gibi fonksiyonel olmayan bir venöz hat halinde, bir şırınga pompası ile ilgili sorunlar, hayvan çalışma dışı ve ötenazi. <ol><li> Deney süresi sonunda, derin 0.03 ml ketamin (100 mg / kg) ve 0.02 mL (13 mg / kg), ksilazin karışımı kullanılarak fare anestezi. kalp ponksiyonu ile kanı ile fare öldürülür. Mağaza -80 ° C&#39;de ilgi dondurulmuş doku örnekleri ek. </li></ol>

<ol>
	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis:+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture.">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li><li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li><li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture.">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li><li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis:+cause+for+concern.">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).</li><li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+is+not+a+rat+is+not+a+man:+species-specific+metabolic+responses+to+sepsis+-+a+nail+in+the+coffin+of+murine+models+for+critical+care+research.">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).</li><li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+sepsis:+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting.">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li><li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Biz sıvılar, uyuşturucu ve besin yönetimi için bir merkezi venöz kateter kullanımı ile sepsis ikna etmek çekal bağlama ve delme yöntemi birleştirerek, kritik hastalığın klinik açıdan daha anlamlı fare modelini geliştirdi. Bu deney düzeneği yeniden üretilebilir, burada insan klinik durumu 1 taklit eden bir kararlı ölüm oranı kritik hastalık ve uzun süreli bir faz çalışma sağlar. Çekal bağlama ve delme yoğun sepsis <s...

Kritik hastalık, bir ya da daha fazla organ sistemlerinin işlev yoğun tıbbi destek tatbik sürece hastanın ölür ölçüde engellenmektedir edildiği bir hastalık durumudur. Yoğun bakım ünitesi (ICU), travma, karmaşık operasyon, yanıklar, sepsis hastalık alevlenmeler arasında değişen, değişebilir kabul için başlangıç ​​nedeni ise, her kritik hasta diğerleri arasında, hipoperfüzyon, hipoksi ve aşırı enflamasyonun neden olduğu hücresel hasara muzdarip , olan, organ yetmezliğine yol açar. Hastaların çoğu akut hakaret hayatta ancak hastaların önemli bir kısmı hemen kurtarmak ve uzun süreli yoğun bakım gerekmez. Bunlar nedeniyle çoklu organ yetmezliği olmayan çözümünde ölüm riski yüksektir. Bundan başka, kritik hastalık uzun faz patogenezi halen tam olarak anlaşılmamış olan derin kas zayıflığı ve endokrin ve metabolik değişimi ile hallmarked edilir. Çeşitli rOdent modeller kritik bakım araştırma ortamında kullanılmaktadır. iki çok kullanılan model lipopolisakarit (LPS) ve çekal bağlama ve delme (CLP) eksojen bulunmaktadır. Her iki model enfeksiyona, düzeni bozulmuş bir konakçı tepkisi neden olduğu bir yaşamı tehdit eden organ fonksiyon bozukluğu olarak tanımlanır sepsis, akut faz, taklit edilmesi için geliştirilmiş ve dünya çapında yoğun bakım ünitesinde, 1, 2 giriş için ana nedenlerinden biridir. Sadece geçici olarak sitokinlerin salgılanmasını ve hayvan 3 hemodinamik durumunu etkileyen olarak LPS modeli birçok dezavantajı vardır. İnsanlarda farklı olarak, kemirgenler de endotoksin karşı dayanıklıdırlar ve endotoksin, &#39;yüksek dozlarda&#39; kullanımı burada ayrıca bu yöntem 4, 5 geçerlilik endişelere yol, hipotansiyon ve mortaliteyi üretmek için gereklidir. Diğer model çekal bağlama ve delme modeli (CLP)Bir iğne deliği boyunca ve üzerinden, ardından çekum bir bölümünün bir ligasyonu bulunmaktadır. Bu prosedür, kan bölmesi içine bakteri translokasyonu ile doku hasarı ile polimikrobial karın enfeksiyonu neden olur. Bu sistemik inflamatuar yanıt ve sepsis gelişimi tetikler. Hyperinflammation, vazodilasyon, hipotansiyon ve artmış kardiyak çıkışı 6, 7: CLP modeli geniş ölçüde sepsis ana özelliklerini üretir akut kritik hastalık için bir hayvan modeli olarak kabul edilmiştir. Ancak, bu model olmayan çözme çoklu organ yetmezliği, kas zayıflaması ve endokrin ve kritik hastalığın uzun süreli aşaması için tipik olan metabolik değişimler, çalışma izin vermez. Fare modellerinden bulgular her zaman insan 8 ayara tercüme edilemez çünkü Dahası, son zamanlarda kritik hastalık için fare modellerinin geçerliliği, sorguya çekildi, 9, 10. Olası bir açıklama, hasta insan hastaları önemli bir biçimde sağlanan destekleyici bakım kritik fareler için sağlanmıştır bakımı büyük ölçüde farklı olduğunu olabilir. Bu nedenle, daha yakın insan ayar benzemeye ve kritik hastalık uzun faz araştırılmasını sağlamak için, bu tür yaygın damar içi sıvı uygulama ve antibiyotik olarak, insanlarda, verilen akut yoğun bakım taklit eden bir fare modeli geliştirilmiştir ve izin veren örneğin beslenme desteği olarak kritik hastalık, uzun süreli faz hayatta kalmak için destekleyici tedavi uygulanması. Bu amaçla, sepsis altın standardı olan, CLP kaynaklı sepsis fare modeli uyarlanmış ve akışkanların, beslenme ve ilaç verilmesini sağlayan bir merkezi venöz hat yerleştirilmiştir.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Bu protokol uzamış kritik hastalığın merkezi Kateterize fare modeli tarif etmektedir. İnsan klinik ayarını taklit etmek sıvılar, uyuşturucu ve besin yönetimi için bir merkezi venöz kateter kullanımı ile sepsis ikna etmek çekal ligasyon ve delme yöntemi birleştirir. Kritik hastalarda hayatta kalmak için yoğun tıbbi desteğe ihtiyaç. Hastaların çoğunluğu birkaç gün içinde iyileşir ederken, hastaların yaklaşık dörtte uzamış yoğun bakım ihtiyacı ve çoklu organ yetmezliği olmayan çözme ölme riski yüksektir. Bundan başka, kritik hastalık uzun faz patogenezi halen tam olarak anlaşılmamış olan derin kas zayıflığı ve endokrin ve metabolik değişiklikler dolayı ayar edilmektedir. yoğun bakım araştırmalarında en çok kullanılan hayvan modeli sepsis ikna etmek çekal bağlama ve delme modelidir. Bu, insan sep benzer akut enflamatuar ve hemodinamik değişiklikler ile çok tekrarlanabilir bir model, birHastalığın akut faz incelemek üzere tasarlanmıştır sis,. Ancak, bu model klinik insan durumdan farklıdır ve kritik hastalık uzamış aşamasını incelemek için geliştirilmemiştir yüksek öldürücülüğü ile hallmarked edilir. Bu nedenle, daha iyi kritik hastalığın insan klinik durumu taklit etmek için, bize klinik açıdan destekleyici bakım yönetmek için izin şah damarında bir santral venöz kateter yerleştirerek tekniğini uyarladı. Bu fare modeli hayvanların geniş bir cerrahi işlem ve günlük yoğun bakım gerektirir, ancak Hastalığın akut ve uzun süreli fazın ilgili bir modelde sonuçlanır.

Yukarıda tarif edildiği gibi, C57BL / 6 fareleri kritik yapılmıştır. İki zaman noktalarında kadar sonrası CLP hayatta kalmasını değerlendirmek için iki deney gerçekleştirildi: hayatta kalma gün 7 (n = 22) kadar günde 5 (n = 15) ve hayatta kalma sonrası CLP kadar. iki deneyin hayatta kalma eğrileri deney düzeneği tekrarlanabilirliğini gösteren (gün 5 kadar karşılaştırıldığında) önemli ölçüde farklı değildi. Sigara hayatta kalan hayvanlar sebebiyle ula...

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

Kritik Hastalık Fare Modeli Sıvılar, Uyuşturucu ve Besin İdaresi için Santral Venöz Hattı Kullanımı

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K Görüntüleme.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Video: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

Kritik Hastalarda Uygulanan Manuel Kas Testi: Ekstremite Kas Kuvveti Ölçme Yöntemi

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

Tıp

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Kan Örnekleme, İlaç İdaresi ve Bilinçli Kan Basıncı ve Nabız ölçümleri Femoral Arter ve Venöz Kateterizasyon

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

Bir Fetal Fare Modelinde Biyoaktif Ajan intratrakeal Yönetimi İçin Yeni Bir Cerrahi Yaklaşım

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Sıçan Kronik Besin İnfüzyon Bir Model

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

Scarless Yara Repair Fare Fetal Cilt Modeli

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

Acil Senaryoları ve Ayarlar İlaçlar ve Sıvılar İdaresi Yeni Bir Yaklaşım

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Anesteziye Bağlı Gelişimsel Nörotoksisite (AIDN) Çalışması İçin Bir Piglet Modelinin Kullanımı: Bir Translasyonel Sinirbilimi Yaklaşımı

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Fare pankreas diseksiyon histolojik analiz ve metabolik profil oluşturma

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Veno-venöz ekstrakorporeal membran oksijenasyonu bir mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...