GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

El protocolo fue aprobado por la Universidad de Lovaina Junta de Revisión Ética de Investigación Animal. 1. Preparación de la línea venosa <ol><li> Preparar la punta del catéter venoso sumergiendo rápidamente la parte media del tubo de 60 cm microrenathane (MRE) en aceite de sésamo caliente (&gt; 220 ° C). estirar Posteriormente la parte media del tubo para producir un diámetro estrecho (diámetro exterior (OD) &lt;0,5 mm) moviendo suavemente los extremos de la tubería de distancia unos de otros. </li><li> Utilice una hoja de bisturí para cortar el tubo en dos partes de 30 cm cada una (véase la Figura 1, Tabla 1). </li><li> Conectar el tubo de ERM al polietileno PE10 de mangueras mediante conector PE50 polietileno y conectar este tubo PE10 a la parte inferior de la pieza giratoria. Conectar la parte superior de la pieza giratoria a un tubo de PE10, y conectar esta a una aguja stub Luer con un tubo conector PE50 según la Figura 1. </li><li> Aplicar fuerte rápido acting pegamento adhesivo a todas las conexiones y probar el catéter de fugas mediante el lavado con aire. Gas esterilizar el catéter antes de su uso. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Figura 1: Construcción de venoso Line. Líneas venosas se preparan por estirar el tubo MRE a un diámetro pequeño y de la conexión a través de un tubo de polietileno a un dispositivo de roedor giratoria. Véase la Tabla 1 para obtener instrucciones sobre longitudes de las diferentes partes. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Leyenda </td><td> Longitud </td><td> Volumen </td></tr><tr><td> 1) de la aguja Luer stub 22GRAMO </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polietileno de 0,023&quot; x 0,038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 l </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polietileno de 0,011&quot; x 0,024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 l </td></tr><tr><td> 4) Roedor giratorio 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 l </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (conector) </td><td> 5 cm </td><td> 13 l </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tip extendió microrenathane 0,025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 l </td></tr><tr><td> Suma total </td><td> 105 cm </td><td> 92 l </td></tr></tbody></table> Tabla 1: Construcción de la línea venosa. Esta tabla proporciona una leyenda para la Figura 1. 2. Anestesia y Manejo pre-cirugía <ol><li> Use 24-semanas de edad C57BL / 6J (27 - 32 g). NOTA: Nosotros usamos ratones de 24 semanas de edad (adulto maduro), ya que la edad se corresponde mejor con la edad media de los pacientes de cuidados intensivos. Utilizamos sólo los ratones machos para evitar la influencia cíclica de estrógenos. La técnica también se puede utilizar en los animales más jóvenes (probado en ratones de edad de 16 semanas) y hembras, si se prefiere. </li><li> Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos antes de su uso. Enjuague el catéter venoso hecho en casa estéril con solución salina para eliminar las burbujas de aire y para la prueba de permeabilidad y fugas potenciales. </li><li> Cortar un alambre de metal (0,8 mm de diámetro) de 80 cm de longitud, el doble que por plegado y hacer un bucle. Lead 3 perlas sobre el alambre doblado al bucle. Una el catéter hasta el alambre de metal, guiando la punta del catéter a través de los 3 perlas. NOTA: El alambre de unión de metal es necesario para la rotación de la pieza giratoria a la que está conectado el catéter. Como tal, el ratón se puede mover libremente, sin bloquear la línea venosa. </li><li> Anestesiar al mouse por una inyección intraperitoneal (IP) de una mezcla de 0,03 ml de ketamina (100 mg / kg) y 0,02 ml de xilazina (13 mg / kg). Asegúrese de que la anestesia es adecuada comprobando la ausencia de reflejos. Tire suavemente de la lengua del ratón fuera con pinzas para evitar la asfixia por la ingestión de la lengua. NOTA: Si después de 10 min, el ratón todavía intenta retirar sus extremidades dan ketamina adicional como mL bolus 0,01. </li><li> Afeitar el área quirúrgica incluyendo abdomen, lado ventral del cuello (triángulo entre la barbilla, el esternón y la clavícula), y entre los omóplatos en la base de la cabeza). </li><li> Coloque el ratón en la posición de decúbito prono sobre una almohadilla de calefacción precalentado, la desinfección de la piel con 70% de etanol y aplicar una pequeña cantidad de lubricante oftálmica para proteger los ojos de la desecación. Infiltrarse en los sitios quirúrgicos (abdomen, cuello-frente y parte posterior) con 0,2 ml de ropivacaína (0,67 mg / kg). </li><li> Mientras que el ratón está todavía en posición de decúbito prono, hacer una pequeña incisión en la base de la cara dorsalde la cabeza con bisturí o tijeras. Exponer los músculos cervicales posteriores, y atar el músculo al bucle del alambre de fijación con 3,0 nylon, llevando un hilo 3,0 de nylon bajo el músculo. </li><li> Coloca el ratón sobre su lado derecho. Hacer una pequeña incisión vertical en la piel de la parte ventral del cuello con un bisturí o tijeras. Bajo la guía visual, túnel una vía subcutánea aguja de calibre 18 a través de esta incisión ventral hacia la incisión en la parte posterior hecha previamente y enroscar el catéter a través de la aguja para exteriorizar que en el lado ventral. </li><li> Coloca el ratón sobre su espalda. Pasar un hilo 3,0 de nylon detrás de los dientes incisivos superiores del ratón y la cinta hacia abajo a la almohadilla de calefacción. Fije la cabeza en una máscara de la cara para la entrega de oxígeno (2 L / min). Fijar el ratón en una posición estirada con cinta adhesiva por la cola y las dos patas delanteras. NOTA: Si la anestesia de ketamina-xilazina sola no es suficiente, isoflurano inhalado (0,5 - 1,5%) puede ser entregado durante la cirugía. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. La colocación de una sonda permanente crónica <ol><li> Coloca el ratón bajo el microscopio de disección. En la incisión hecha previamente en el cuello ventral, se burlan suavemente el tejido adiposo y glándulas de distancia con una pinza hasta la vena yugular puede ser visualizado. </li><li> Sin rodeos diseccionar para liberar la vena yugular del tejido conectivo y subcutánea encima del recipiente y alrededor colocando la punta de las pinzas entre la vena y el tejido conectivo y la apertura de las pinzas repetidamente en paralelo con la vena. Como tal, se evitará el daño a la vena. </li><li> Aislar la vena yugular mediante la colocación de pinzas romas bajo la vena. Alimentar a tres trozos de hilo de seda 3.0 bajo la vena, la posición de una pieza proximal a la bifurcación de la vena yugular (ligadura craneal) y una pieza cerca del músculo esternocleidomastoideo (caudal ligadura). Apretar la ligadura craneal y la ligadura caudal para estirar la vena y prevenir el sangrado excesivo mientras que la colocación del catéter. Tes decir, una ligadura floja con el hilo medio para asegurar la fácil fijación del catéter más adelante. </li><li> El uso de micro tijeras, hacer una incisión a lo largo de la vena entre las ligaduras craneal y caudal y lo suficientemente grande para pasar el catéter. Coge el catéter con fórceps, e insertar el catéter 11 mm en la vena. Sin apretar asegurar el catéter por la ligadura de la ligadura media y confirmar la colocación correcta enjuagando suavemente con solución salina estéril. </li><li> Asegurar el catéter por firmemente la ligadura de la ligadura media y caudal alrededor del vaso y el catéter. Tie termina de ligadura caudal y medio juntos para sujetar firmemente el catéter. Asegúrese de que los nudos no ocluyen la vena, por lavado del catéter después de cada nudo hecho. Por último, atar el caudal y ligaduras craneales. Cerrar la incisión con suturas de seda 5,0. </li></ol> 4. La ligadura y punción cecal <ol><li> Se practica una incisión en la línea media de 1 cm a través de la piel de la mitad inferior del abdomen con el escalpelo o las tijeras;tener cuidado de no penetrar en la cavidad peritoneal. </li><li> Identificar la línea alba de la musculatura abdominal y hacer una incisión intermuscular para ganar la entrada a la cavidad peritoneal. Localizar el ciego, y el uso de fórceps anatómicas contundentes para aislar el ciego y exteriorizar ella. </li><li> Ligar el ciego en 50% de su longitud con suturas de seda 3,0. Asegúrese de no ligar la válvula íleo-cecal de manera que se mantiene la continuidad intestinal. </li><li> Perforar el ciego con una aguja de calibre 18 por un solo a través de-y-a través de la mitad de punción entre la ligadura y la punta del ciego. Después de retirar la aguja, extruir una pequeña cantidad de heces desde el agujero para asegurar la permeabilidad. </li><li> Volver a colocar el intestino en la cavidad abdominal, y cerrar el peritoneo y la piel con suturas de seda 5,0. NOTA: En promedio, un nuevo aprendiz requiere de 10 a 15 animales para ser capaz de colocar suavemente el catéter venoso y realizar CLP dentro de 45 min. Después del período de entrenamiento, una anestesia / cirugía relaTed mortalidad del 10% se puede esperar. </li></ol> 5. El tratamiento post-quirúrgico y la reposición de líquidos <ol><li> Coloque el ratón en la posición supina y asegurar el catéter al cable de unión con cinta adhesiva. Mover el ratón a una jaula individual. Utilice un soporte con la abrazadera ajustable para sostener el dispositivo de giro 25 cm por encima del ratón y cinta firmemente la parte libre del cable de fijación de metal hasta el punto de la pieza giratoria en rotación. </li><li> Adjuntar una jeringa que contiene la mezcla de coloides y cristaloides equilibradas (1: 4) a la línea venosa para iniciar la reposición de líquidos. </li><li> Coloque la jaula en una temperatura controlada (27 ° C) gabinete animal con 12 h ciclos de luz y oscuridad y empezar la reposición de líquidos por vía intravenosa (10 ml / kg / h) a través de una bomba de infusión de jeringa impulsada precisa. Proporcionar enriquecimiento jaula tal como material de anidación y un bloque de madera. </li></ol> 6. Cuidados Intensivos <ol><li> A las 6 h después de la operación, por vía subcutánea inyectar medicamen dolorn y antibióticos (0,3 ml buprenorfina (0,15 mg / kg) y 0,2 ml imipenem (16.67mg / kg)). NOTA: Siguiendo la práctica estándar de medicina de animales de laboratorio, la primera dosis de medicamentos para el dolor se administra antes de la incisión quirúrgica inicial y luego según las indicaciones de las políticas veterinarias de la institución. Las inyecciones subcutáneas se deben inyectar cuidadosamente en el espacio subcutáneo. </li><li> Después de 20 - 24 h de la reanimación con líquidos, reemplazar los cristaloides / coloides de nutrición parenteral total (6,67 ml / kg / h). NOTA: la nutrición parenteral total administrada (5,8 kcal / 24 h) cubre alrededor de 40% de las necesidades calóricas diarias de ratones, similar a la ingesta calórica precoz de los pacientes en la unidad de cuidados intensivos. </li><li> Por vía subcutánea administrar medicación para el dolor y antibióticos (0,6 ml buprenorfina (0,3 mg / kg) y 0,2 ml imipenem (16,67 mg / kg) cada 12 h durante todo el período de enfermedad crítica. </li><li> Compruebe los animales al menos cada 3 h durante el día. Evaluar sufrimiento dando un dolorpuntuación basada en la escala de ratón mueca validado 11. Intensificar la vigilancia de los animales con una alta puntuación de dolor. </li></ol> 7. final del experimento NOTA: La aprobación de las recomendaciones sobre el nivel de gravedad del modelo y las directrices y políticas para puntos finales humanos deben buscarse desde la ética local de la Directiva de Revisión Institucional para la Investigación Animal. NOTA: En caso de una línea venosa no funcional tal como el catéter bloqueado, deslocalización del catéter, problemas con la bomba de jeringa, el animal se excluyeron del estudio y se sacrificaron. <ol><li> Al final del período experimental, profundamente anestesiar el ratón utilizando una mezcla de 0,03 ml de ketamina (100 mg / kg) y 0,02 ml (13 mg / kg) xilazina. La eutanasia el ratón mediante la retirada de sangre por punción cardiaca. Tienda complemento muestras de tejido congelado de interés a -80 ° C. </li></ol>

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	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. 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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Hemos desarrollado un modelo de ratón clínicamente más relevante de la enfermedad crítica, combinando el método de ligación y punción cecal para inducir sepsis con el uso de una línea venosa central para fluidos, medicamentos y administración de nutrientes. Este montaje experimental es reproducible, permite estudiar la fase prolongada de la enfermedad crítica y da como resultado una tasa de mortalidad estable, por este medio que imita la situación clínica humana 1. <p class="jove_...

enfermedad crítica es un estado de enfermedad en el que la función de uno o más sistemas de órganos se ve obstaculizada en la medida en que el paciente morirá, a menos que se administra apoyo médico intensivo. Mientras que la causa inicial de ingreso en la unidad de cuidados intensivos (UCI) puede variar, desde el trauma, cirugía complicada, quemaduras, exacerbaciones de la enfermedad a la sepsis, todos los pacientes críticamente enfermos sufren de daño celular causado por la hipoperfusión, la hipoxia y la inflamación excesiva entre otros , que conduce a la insuficiencia de órganos. La mayoría de los pacientes sobreviven a su lesión aguda, pero una fracción importante de los pacientes no se recuperan inmediatamente y necesitan cuidados intensivos prolongados. Ellos están en alto riesgo de muerte debido a la no resolución de un fallo multiorgánico. Además, la fase prolongada de la enfermedad crítica hallmarked por la debilidad profunda muscular y endocrino y cambio metabólico, de la que la patogénesis está comprendido de forma incompleta. varios rOdent modelos están siendo utilizados en el marco de la investigación de cuidados críticos. Los dos modelos más utilizados son la administración exógena de lipopolisacárido (LPS) y la ligadura cecal y punción (CLP). Ambos modelos se desarrollan para imitar la fase aguda de la sepsis, definida como una disfunción de órganos potencialmente mortal causada por una respuesta del huésped a la infección desregulada, y una de las principales razones para la admisión en la UCI en todo el mundo 1, 2. El modelo de LPS tiene varias desventajas, ya que sólo transitoriamente afecta a la liberación de citoquinas y el estado hemodinámico del animal 3. A diferencia de los seres humanos, roedores también son particularmente resistentes a la endotoxina y el uso de altas dosis &#39;&#39; de la endotoxina es necesaria para producir la hipotensión y la mortalidad, por la presente elevando aún más preocupaciones de la validez de este método 4, 5. El otro modelo, la ligadura cecal y el modelo de punción (CLP)características de una ligadura de una porción del ciego seguido de una punción con aguja a través de-y-a través. Este procedimiento causa una infección polimicrobiana abdominal con daño tisular, seguido de una translocación de las bacterias en el compartimento de sangre. Esto dará lugar a una respuesta inflamatoria sistémica y el desarrollo de sepsis. El modelo CLP ha sido ampliamente reconocido como un modelo animal de la enfermedad aguda crítica que reproduce las características principales de sepsis: hiperinflamación, vasodilatación, hipotensión y aumento del gasto cardíaco 6, 7. Sin embargo, este modelo no permite el estudio de la insuficiencia no resolver múltiples órganos, pérdida de masa muscular, y endocrinas y metabólicas, que son típicas de la fase prolongada de la enfermedad crítica. Por otra parte, recientemente la validez de los modelos de ratón de la enfermedad crítica ha sido cuestionada, ya que los resultados de los modelos de ratón no siempre pueden ser traducidos a establecer el humano 8, 9, 10. Una posible explicación podría ser que la atención de apoyo que se proporciona a los pacientes críticamente enfermos humanos difiere sustancialmente de la atención que se proporciona a los ratones en estado crítico. Por lo tanto, se asemejan a la configuración humana más de cerca y para permitir la investigación de la fase prolongada de la enfermedad crítica, hemos desarrollado un modelo de ratón que imita la de cuidados intensivos aguda como se da a los seres humanos, tales como extensa administración de líquidos por vía intravenosa y el tratamiento con antibióticos, y que permite para administrar tratamiento de soporte con el fin de sobrevivir a la fase prolongada de la enfermedad crítica, como el soporte nutricional. Para este propósito, se adaptó el modelo de ratón de sepsis CLP-inducida, siendo el estándar de oro para la sepsis, y colocamos una línea venosa central, que permite la administración de fluidos, la nutrición y las drogas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Este protocolo describe un modelo de ratón cateterizado centralmente de enfermedad crítica prolongada. Combinamos la ligadura cecal y punción método para inducir la sepsis con el uso de una línea venosa central para fluidos, medicamentos y administración de nutrientes para imitar el entorno clínico humano. Los pacientes críticos requieren apoyo médico intensivo con el fin de sobrevivir. Mientras que la mayoría de los pacientes se recuperan al cabo de unos días, alrededor de una cuarta parte de los pacientes necesitan cuidados intensivos prolongados y se encuentran en alto riesgo de morir por no resolver un fallo multiorgánico. Además, la fase prolongada de la enfermedad crítica hallmarked por la debilidad profunda del músculo, y los cambios endocrinos y metabólicos, de los cuales la patogénesis está comprendido de forma incompleta. El modelo animal más ampliamente utilizado en la investigación de cuidados críticos es la ligación y punción cecal modelo para inducir la sepsis. Este es un modelo muy reproducible, con cambios inflamatorios y hemodinámicos agudos similares a SEP humanasis, que está diseñado para estudiar la fase aguda de la enfermedad crítica. Sin embargo, este modelo hallmarked por una alta letalidad, que es diferente de la situación clínica humana, y no se ha desarrollado para estudiar la fase prolongada de la enfermedad crítica. Por lo tanto, hemos adaptado la técnica mediante la colocación de un catéter venoso central en la vena yugular que nos permite administrar tratamiento de soporte clínicamente relevante, para imitar mejor la situación clínica humana de la enfermedad crítica. Este modelo de ratón requiere una intervención quirúrgica extensa y cuidados intensivos diaria de los animales, pero el resultado es un modelo relevante de la fase aguda y prolongada de la enfermedad crítica.

ratones C57BL / 6 se hicieron críticamente enfermo como se describe anteriormente. Se realizó dos experimentos para evaluar la supervivencia post-CLP hasta dos puntos de tiempo: la supervivencia hasta el día 5 (n = 15) y la supervivencia hasta el día 7 (n = 22) post-CLP. Las curvas de supervivencia de los dos experimentos no fueron significativamente diferentes (en comparación hasta el día 5), ​​lo que indica la reproducibilidad de la configuración experimental. animales no se...

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Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

El uso de una línea venosa central para fluidos, Drogas y Administración de nutrientes en un modelo de ratón de la enfermedad crítica

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K vistas.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Video: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

Pruebas musculares manuales: un método para medir fuerza de las extremidades muscular aplicada a los pacientes críticos

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

Investigación

Medicina

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

El cateterismo femoral arterial y venosa para muestras de sangre, la Administración de Drogas y la presión arterial consciente y mediciones del ritmo cardíaco

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

Un nuevo enfoque quirúrgico para la administración intratraqueal de agentes bioactivos en un modelo de ratón fetal

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Un modelo de infusión de nutrientes crónica en la rata

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

Un ratón fetal Modelo de la piel de la reparación de heridas sin cicatrices

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

A-crítico tamaño femoral Defecto sencillo modelo en ratones

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

Un nuevo enfoque para la administración de medicamentos y líquidos en situaciones de emergencia y ajustes

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Uso de un Modelo de Cochinillo para el Estudio de la Neurotoxicidad de Desarrollo inducida por Anestesia (AIDN): Un Enfoque de Neurociencia Translacional

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Disección del páncreas de ratón para análisis histológico y perfiles metabólicos

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Oxigenación por membrana extracorpórea veno-venosa en un ratón

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...