אנו מודים כריסטינה שממוקמים טאו טונג, אליסון צפון, מרכז המשאבים Bioimaging באוניברסיטת רוקפלר לקבלת סיוע ותמיכה. אנו מודים גם Xiphias ג ' נרל אלקטריק ז'ו לעריכת הסרט. עבודה זו נתמכה על ידי האדם הגבול המדע תוכנית הארגון (PC).

טיפול בבעלי חיים וניסוי בוצעו על פי הנהלים אושרה על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים שימוש הוועדה ב אוניברסיטת רוקפלר.
1. רקמות הכנה
<ol><li>לבצע זלוף intracardiac רגיל ~ 20 מ של 1 x buffered פוספט תמיסת מלח (PBS) ב 4 ° C עד שהדם יוסר לחלוטין הרקמה.</li>
	<li>לעבור את perfusate ~ 20 מ"ל של פתרון מקבע (4% paraformaldehyde (PFA) ב 1 x PBS) ב 4 ° C עד הצוואר ואת הזנב באופן משמעותי התקשח. התראה: PFA רעיל. יש להימנע ממגע עם העור, העיניים, קרום רירי. פתרונות צריכה להיעשות בתוך ברדס fume.</li>
	<li>לנתח את רפידות השמן עניין בקפידה כדי להסיר את משטח שמן כולו ללא פגיעה בו. השתמש הסתיימה בלאנט מלקחיים כדי להימנע צובט או לסחוט את הרקמה. להימנע מזיהום הרקמה ביתור עם כל פרווה.</li>
	<li>פוסט-לתקן את הרקמה 4% מחברים ב- PBS 1 x לילה ב 4 º C. עבור כל כרית השומן, שלאחר לתקן עם ~ 10 מ של פתרון קיבוע צינור חרוטי 15 מ"ל.</li>
	<li>לשטוף את הרקמה 3 פעמים (1 h כל) עם 1 x PBS בטמפרטורת החדר (RT).</li>
	<li>לאחסן את הרקמה עבור לטווח קצר (עד שבועיים) 1 x PBS ב 4 ° C, מוגן מפני אור. לאחסון לטווח ארוך (למשל, 1-2 שנים), לעבור את המאגר PBS x 1 עם אזיד הנתרן 0.05% (כמו כחומר משמר). התראה: אזיד הנתרן הוא רעיל מאוד כאשר בלע בעל פה או נספג דרך העור. אזיד הנתרן פתרונות (ב-5% או יותר) צריך להיות מטופל ברדס fume מרוכזת.</li>
</ol>2. Delipidation, Permeabilization
עיתוי: 1-2 ימים
<ol><li>הכנת 20%, 40%, 60% ו- 80% מתנול מעבר צבע עם מאגר B1n, (טבלה 1) (v/v), למשל, עבור מאגר 20% מתנול/B1n, לערבב 20 מ של מתנול 80 מ ל מאגר B1n. לאחסן כל מאגרי ב 4 º C. גליצין קריסטלים לזרז ממאגרים מתנול/B1n 60% ו- 80% עקב הרוויה. הימנעו הקריסטלים; השתמש הפתרון נוזלי שוטף הבאים. התראה: מתנול הוא הפכפך, מגרה. הימנע העור או קשר עין.</li>
	<li>הסר בעדינות את השיער הדגימה במיקרוסקופ לנתיחה. כל השיער, מוך או פסולת המצורפת המדגם יגרום צללים במהלך דימות. להעביר את הדגימה נקי לתוך צינור חדש.</li>
	<li>לבצע את כל הצעדים הבאים על קרח או ב 4 ° C אלא אם צוין אחרת. עבור מדגמים קטנים (למשל, אחורי רפידות שומן תת עורית/perigonadal של עכברים צעירים רזה), השתמש צינורות microcentrifuge 2 mL מ ל 1.6 של הפתרון. עבור מדגמים גדולים או דגימות עם תוכן שומני גבוהה (למשל, רפידות השמן מן העכברים המשמינים), השתמש מ ל צינורות עם 4 מ"ל של הפתרון.<ol>
<li>מקום הצינורות המכילים את הדגימות בצורה אופקית על תפקודי לב / נשימה שוכן בגובה ~ 100 סל"ד. ודא כי הדגימות יכול לנוע בחופשיות בתוך הצינור.</li>
	</ol>
</li>
	<li>מייבשים את הדגימה בסדרה מדורגת של 20%, 40%, 60%, 80% ו- 100% מתנול/B1n מאגר עבור הזמן המצוין (טבלה 2). מזער את הפתרון carry-over.</li>
	<li>Delipidate הדגימה עם 100% דיכלורומתאן (DCM) (3 פעמים), כל אחד עם זמן הדגירה שצוינו בטבלה 2. הדגימה יש לשקוע לתחתית הצינור בסוף מנקי DCM השני והשלישי. אם לא, ולהאריך את זמן הדגירה כדי להבטיח delipidation מלאה (למשלמ- 30 דקות להאריך h 1-2). התראה: צריך להיות מטופל DCM בתוך ברדס fume. השתמש מיכלי זכוכית צינורות microcentrifuge ואחסון אשר עשויות פוליפרופילן עבור incubations. הצינורות microcentrifuge אין להשתמש לאחסון לטווח ארוך של DCM. צלחות פטרי, פיפטות סרולוגית שנעשו מפוליסטירן אינם תואמים DCM. DCM הוא המרבץ. להעביר את הדגימה אל פתרון טריים במהירות כדי למנוע לייבוש.</li>
	<li>לשטוף פעמיים עם 100% מתנול עבור הזמן המצוין (טבלה 2).</li>
	<li>אופציונלי: אם המדגם הוא לא perfused היטב, הצבע של המוגלובין של כדוריות דם אדומות הנותרים עלול לגרום autofluorescence חזק. אקונומיקה עם 5% H2O2 ב מתנול (1 נפח של 30% H2O2 כדי כרכים 5 של מתנול) בן לילה ב 4 º C.</li>
	<li>נתרענן המדגם בסדרה מאגר מתנול הפוכה/B1n: 80%, 60%, 40%, 20% מתנול/B1n ו- 100% B1n מאגר (פי 2) עבור הזמן המצוין (טבלה 2).</li>
	<li>לשטוף את הדגימה עם מאגר PTxwH (טבלה 1) עבור 2 h-RT.</li>
	<li>לאחסן את הדגימה delipidated במאגר PTxwH ב 4° C (עד 1 שנה) או להמשיך מיד לשלב immunostaining.</li>
</ol>3. כל הר Immunostaining
עיתוי: 8-10 ימים
הערה: כל השלבים הבאים צריך להתבצע ב RT אלא אם כן צוין אחרת, עם טלטול והגנה מפני אור. עבור מדגמים קטנים, השתמש צינורות microcentrifuge 2 mL מ ל 1.6 של פתרון. עבור מדגמים גדולים, להשתמש מ ל צינורות עם 4 מ"ל של פתרון. מומלץ לאמת תחילה את הנוגדנים על חתיכות קטנות של רקמות או מקטעי רקמת שטופלו מתנול.
<ol><li>לדלל נוגדן ראשוני במאגר PTxwH לריכוז המומלץ. Centrifuge הפתרון מדולל נוגדנים ב ~ 20,000 g x 10 דקות למנוע מציגה פוחת משקעים נוגדן או הסיכומים.</li>
	<li>תקופת דגירה הדגימה delipidated עם הפתרון נוגדן ראשוני של הזמן המצוין (טבלה 2).</li>
	<li>לשטוף את הדגימה עם מאגר PTxwH בסדרה של צעדים דגירה: 5 דקות, 10 דקות, 15 דקות, 20 דקות, 1 h, 2 h, 4 שעות ו בן לילה.</li>
	<li>לדלל הנוגדן משני במאגר PTxwH לריכוז המומלץ. Centrifuge הפתרון מדולל נוגדנים ב x ~ 20,000 g 10 דקות למנוע מציגה פוחת משקעים נוגדן או הסיכומים. הערה: כדי להימנע רקע הנגרמת על ידי רקמת autofluorescence, נוגדנים משניים מצומדת עם fluorophores הפולטות אור אזורים מרחיקת אדום ואדום מומלץ. בהתאם למספר קווי לייזר זמין על המיקרוסקופ, יכול לדימות עד 3-4 סמני בו-זמנית בדוגמא אחת.</li>
	<li>תקופת דגירה הדגימה עם הפתרון נוגדנים משניים של הזמן המצוין (טבלה 2).</li>
	<li>לדוגמה תשטוף עם מאגר PTxwH בסדרה של צעדים דגירה: 5 דקות, 10 דקות, 15 דקות, 20 דקות, 1 h, 2 h, 4 שעות ו בן לילה.</li>
	<li>אופציונלי: עבור סוגי רקמות הם שבירים, לתקן את הרקמה ויטראז'ים עם 4% מחברים ב- 1 x PBS לילה ב 4 ° C כדי לעזור לשמר את רקמת מורפולוגיה. הערה: שלב זה עשוי להגדיל את הרקע הדמיה. אין צורך לבצע שלב זה של רקמת שומן.</li>
	<li>לשטוף את הדגימה עם PBS 1 x בסדרה של צעדים דגירה: 5 דקות, 10 דקות ו- 30 דקות.</li>
	<li>הסר בעדינות מוך הדגימה במיקרוסקופ לנתיחה.</li>
</ol>4. רקמות סליקה
עיתוי: 1-2 ימים
<ol><li>אופציונלי: להטביע את הדגימה agarose כדי להקל על מדגם הרכבה של מיקרוסקופ אור גיליונות. הערה: שלב זה מומלץ בחום רקמת שומן לייצב את צורתה במהלך דימות.<ol>
<li>הכינו את הפתרון ההטבעה עם 1% agarose ב x 1 PBS (w/v). מגניב הפתרון ההטבעה ~ 40 ° C כדי למנוע חשיפת המדגם לחום מוגזם.</li>
		<li>למקם את הדגימה נקי לתוך תבנית (למשל, פטרי או שקילה הסירה) ולסדר אותו אל המיקום הרצוי. הימנע כל דחויים נוזלי. שופכים בעדינות את הפתרון ההטבעה המדגם. להימנע בועות אוויר.</li>
		<li>תן את agarose באופן מלא לחזק ב RT. לחתוך החוצה גוש המכיל את הדגימה. הערה: כל השלבים הבאים כולל לילה incubations צריכה להתבצע ב- RT, עם טלטול והגנה מפני אור. עבור מדגמים קטנים, השתמש צינורות microcentrifuge 2 mL מ ל 1.6 של פתרון. עבור מדגמים גדולים, להשתמש מ ל צינורות עם 4 מ"ל של פתרון.</li>
	</ol>
</li>
	<li>מייבשים את הדגימה מתנול הצבע ב- H2o: 25%, 50%, 75% ו 100% (3 פעמים) עבור הזמן המצוין (טבלה 2). הערה: מדגם ניתן יהיה להשאיר למשך הלילה בשלב 100% מתנול.</li>
	<li>דגירה המדגם ב- 100% DCM עבור h 1 ברעידות (3 פעמים). לדוגמה יש לשקוע לתחתית הצינור בסוף כל כביסה DCM. אם לא, ולהאריך את זמן הדגירה כדי להבטיח הסרה מלאה של מתנול. לדוגמה ניתן יהיה להשאיר למשך הלילה בשלב DCM 100%.</li>
	<li>דגירה המדגם של אתר dibenzyl (אנגלית) בן לילה ברעידות מתון כדי להשיג שבירה תואמים. הערה: מדגם בסופו של דבר יהפוך שקוף בהאור הנראה. שים לב: מדיניות ה. הוא דבר מסוכן הימנע מכל מגע עם העור. בתוך ברדס fume עם כפפות שכבות כפול להתמודד עם זה... למחוק את הכפפות ברגע מזוהם עם אנגלית. השתמש מיכלי זכוכית עבור אחסון של microcentrifuge צינורות (פוליפרופילן) עבור incubations. הצינורות microcentrifuge אין להשתמש לאחסון לטווח ארוך של אנגלית. צלחות פטרי, פיפטות סרולוגית שנעשו מפוליסטירן אינן תואמות עם אנגלית. נקה כל נוזלים עם 100% אתנול.</li>
	<li>דגירה הדגימה עם אנגלית טריים עם קלה רועד עבור חנות ה 2 דגימת ה-RT בחושך או להמשיך ישירות הדמיה. הערה: דגימות מומלצים לדימות תוך חודש. למרות fluorophores מסוימים יציב יותר מאשר לאחרים, אחסון לטווח ארוך של הדגימות בשלב זה לא מומלץ.</li>
</ol>5. מיקרוסקופ
<ol><li>הדמיה עם מיקרוסקופ אור גיליונות התואמת אנגלית. הערה: המטרות רק כי הם מאושר דימות מבוסס הממס האורגני והתאמתי מקדם שבירה של אנגלית יכול לשמש כמו טבילה מטרות בתחום ההדמיה מדיניות ה-שקוע.<ol>
<li>הר מדגם agarose-מוטבע על גבי בעל שיכול למנוע תנועה במהלך דימות. לטבול את הדגימה לתא יהיה מלא.</li>
		<li>לאסוף ערימה-z כיסוי המדגם כולו (למשל, 1-2 X הגדלה) כדי להשיג כל רקמה/מבנה ההפצה של סמן עניין.</li>
		<li>לעבור אובייקטיבית עם הגדלה גבוהה יותר (למשל, 4-12 X הגדלה) כדי להגדיל האזורים לעניין התמונה מבני נתונים היסטוריים. הערה: קולגן היא לתורם המרכזי מטריצה חוץ-תאית של רקמת שומן, המקיף את תאי השומן כל13. קולגן יש ספקטרום פליטה אופייני הנע בסביבות 400 nm 550 ננומטר14. הדמיה הדגימה עם קו לייזר 488 (ירוק) ואיסוף האור הנפלט בטווח אורך גל שנמצאת בתוך ספקטרום הפליטה של קולגן (למשל, 525-550 ננומטר) תספק את האות autofluorescence רקמות, אשר היה בעבר הראו ניסחו תאי השומן מתאר ורקמת הכולל אדריכלות12.</li>
	</ol>
</li>
	<li>הדמיה עם הפוך קונאפוקלית או מיקרוסקופ שני הפוטונים.<ol>
<li>למקם את הדגימה agarose-מוטבע שקופית קאמרית עם חלק תחתון זכוכית בלי לגעת בכל חלקי פלסטיק (או הקאמרית של דימות אחרים התואמים ליהיה זה יכול לאטום). ודא כי מדיניות ה לא ידלוף.</li>
		<li>לבחור את המטרות עם עובד למרחקים ארוכים כדי להשיג חדירה עמוקה יותר. הערה: הדמיה צריך להיעשות עם מיקרוסקופ קונפוקלי או שני הפוטונים הפוך דרך קרקעית זכוכית של השקופית קאמרית. יש למנוע מגע ישיר בין המדגם לבין טובלים המטרות כי לא מוצעות עבור דימות מבוסס מדיניות ה.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+We+Talk+About+When+We+Talk+About+Fat.">What We Talk About When We Talk About Fat.</a> Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).</li><li>Barbatelli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+emergence+of+cold-induced+brown+adipocytes+in+mouse+white+fat+depots+is+determined+predominantly+by+white+to+brown+adipocyte+transdifferentiation.">The emergence of cold-induced brown adipocytes in mouse white fat depots is determined predominantly by white to brown adipocyte transdifferentiation.</a> American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 298 (6), E1244-E1253 (2010).</li><li>Wang, Q. A., Tao, C., Gupta, R. K., Scherer, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+adipogenesis+during+white+adipose+tissue+development,+expansion+and+regeneration.">Tracking adipogenesis during white adipose tissue development, expansion and regeneration.</a> Nature Medicine. 19 (10), 1338-1344 (2013).</li><li>Bartness, T. J., Liu, Y., Shrestha, Y. B., Ryu, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+innervation+of+white+adipose+tissue+and+the+control+of+lipolysis.">Neural innervation of white adipose tissue and the control of lipolysis.</a> Frontiers in Neuroendocrinology. 35 (4), 473-493 (2014).</li><li>Morrison, S. F., Madden, C. J., Tupone, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+Neural+Regulation+of+Brown+Adipose+Tissue+Thermogenesis+and+Energy+Expenditure.">Central Neural Regulation of Brown Adipose Tissue Thermogenesis and Energy Expenditure.</a> Cell Metabolism. 19 (5), 741-756 (2014).</li><li>Xue, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-Independent+Angiogenesis+in+Adipose+Tissues+during+Cold+Acclimation.">Hypoxia-Independent Angiogenesis in Adipose Tissues during Cold Acclimation.</a> Cell Metabolism. 9 (1), 99-109 (2009).</li><li>Shimizu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+rarefaction+mediates+whitening+of+brown+fat+in+obesity.">Vascular rarefaction mediates whitening of brown fat in obesity.</a> The Journal of Clinical Investigation. 124 (5), 2099-2112 (2014).</li><li>Abe, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+reconstruction+of+brain+section+images+for+creating+axonal+projection+maps+in+marmosets.">3D reconstruction of brain section images for creating axonal projection maps in marmosets.</a> Journal of Neuroscience Methods. 286, 102-113 (2017).</li><li>Richardson, D. S., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+Tissue+Clearing.">Clarifying Tissue Clearing.</a> Cell. 162 (2), 246-257 (2015).</li><li>Renier, N., Wu, Z., Simon, D. J., Yang, J., Ariel, P., Tessier-Lavigne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iDISCO:+A+Simple,+Rapid+Method+to+Immunolabel+Large+Tissue+Samples+for+Volume+Imaging.">iDISCO: A Simple, Rapid Method to Immunolabel Large Tissue Samples for Volume Imaging.</a> Cell. 159 (4), 896-910 (2014).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+of+Brain+Activity+by+Automated+Volume+Analysis+of+Immediate+Early+Genes.">Mapping of Brain Activity by Automated Volume Analysis of Immediate Early Genes.</a> Cell. 165 (7), 1789-1802 (2016).</li><li>Chi, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Adipose+Tissue+Imaging+Reveals+Regional+Variation+in+Beige+Fat+Biogenesis+and+PRDM16-Dependent+Sympathetic+Neurite+Density.">Three-Dimensional Adipose Tissue Imaging Reveals Regional Variation in Beige Fat Biogenesis and PRDM16-Dependent Sympathetic Neurite Density.</a> Cell Metabolism. 27 (1), 226-236 (2018).</li><li>Khan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+Dysregulation+and+Adipose+Tissue+Fibrosis:+Role+of+Collagen+VI.">Metabolic Dysregulation and Adipose Tissue Fibrosis: Role of Collagen VI.</a> Molecular and Cellular Biology. 29 (6), 1575-1591 (2009).</li><li>Croce, A. C., Bottiroli, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Autofluorescence+Spectroscopy+and+Imaging:+A+Tool+for+Biomedical+Research+and+Diagnosis.">Autofluorescence Spectroscopy and Imaging: A Tool for Biomedical Research and Diagnosis.</a> European Journal of Histochemistry EJH. 58 (4), (2014).</li><li>Oh, D. Y., Morinaga, H., Talukdar, S., Bae, E. J., Olefsky, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+Macrophage+Migration+Into+Adipose+Tissue+in+Obese+Mice.">Increased Macrophage Migration Into Adipose Tissue in Obese Mice.</a> Diabetes. 61 (2), 346-354 (2012).</li><li>Cinti, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipocyte+death+defines+macrophage+localization+and+function+in+adipose+tissue+of+obese+mice+and+humans.">Adipocyte death defines macrophage localization and function in adipose tissue of obese mice and humans.</a> Journal of Lipid Research. 46 (11), 2347-2355 (2005).</li><li>Wang, W., Seale, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+brown+and+beige+fat+development.">Control of brown and beige fat development.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 17 (11), 691-702 (2016).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

Adipo-ברור היא שיטה פשוטה וחזק שהבהרת רקמת שומן, אשר ניתן בקלות לבצע התקנה במעבדה רגילה. לעומת שיטות ניקוי ממס מבוסס אחרות כגון iDISCO / iDISCO10,11,12, פנוי Adipo ממוטבת במיוחד לניקוי רקמת שומן ורקמות אחרות עם תכולת שומן גבוהה. הצעד delipidation לחלוטין מסיר ש...

עד לאחרונה, רקמת שומן היה יזום של כמו אוסף אמורפי של תאי שומן. במהלך העשורים האחרונים, ההבנה שלנו גדלה מתוחכמים יותר, עם שומן שהוכר להיות איבר מורכבים המכילים סוגים שונים של adipocytes, כמו גם סימנים מקדימים adipocyte, תאים חיסוניים, fibroblasts, להערכת ו עצבים תחזיות. אינטראקציות בין תאים אלה שוכנות שומן יש מבטאים את ההשפעות על רקמת שומן, הפיזיולוגיה organismal, פתופיזיולוגיה1. למרות מחקרים המתעוררים יש פרם חשוב המנגנונים המולקולריים שבבסיס אינטראקציות מסוימות, הבנה מקיפה דורש פרופילים מבניים אמין של הרקמה כולו בתלת מימד (3D).
הידע הנוכחי שלנו של רקמת שומן מורפולוגיה מבוססת במידה רבה על ניתוח היסטולוגית סעיפים דקים (5 μm) עם הדמיה ההגדלה גבוהה יחסית (יותר מ 10 X)2,3. עם זאת, גישה זו יש מספר מגבלות משמעותיות. מבנים filamentous הראשון, מורכבות כגון העצבים הסימפתטית, להערכת את, אשר ידועים תפקיד חשוב הפונקציה אדיפוז4,5,6,7, שקשה להעריך באמצעות סעיפים דקים. שנית, בשל צורתה לכאורה אמורפי ואת חוסר נציג יחידות המבניים להתמקד, קשה להעריך את רקמת שומן מבנים המבוססת רק על סעיף מכתים. שלישית, רקמת שומן יש תוכן שומנים בדם גבוהה מאוד, יצירת אתגרים בהשגת עקבי מקטעים טורי המתאימים לטיפול שיקום אנטומי תלת-ממד, שיטה המקובלת ללמוד כל המוח מורפולוגיה8. בהינתן הגורמים הללו, יש צורך בגישה כולה-הר זה יכול לספק לוויזואליזציה תלת-ממדית של דיפו אדיפוז כולו תוך השגת עדיין את הרזולוציה הסלולר.
נפחי הדמיה ממוחשבת של איבר שלם הוא מאתגר בשל ההשפעות טשטוש של פיזור אור. המקור העיקרי של פיזור אור ברקמות ביולוגיות נובע ממשקים השומנים-מימית. למרות מאמצי ההכחדה של פיזור על-ידי הסרת שומנים כבר מתמשך עבור מעל למאה שנה, היו מספר רב של החידושים האחרונים9. אחת השיטות ניקוי רקמות פיתח כזה היא מאופשר immunolabeling הדמיה תלת-ממדית של איברים הממס-והפנים (iDISCO / iDISCO +)10,11. עם זאת, רקמת שומן מהווה אתגר מסוים נתון רמה גבוהה של שומנים, ולכן, שינויים נוספים iDISCO / iDISCO + פרוטוקול נדרשים באופן מלא תמצית ליפידים תוך הגנה על הרקמה מפני קריסה. פרוטוקול ששונה שפיתחנו, כעת נקרא Adipo-נקי, מעסיקה מבוססת על מתנול/דיכלורומתאן delipidation של רקמת שומן כדי להשיג שקיפות אופטימלית מתאים דימות ברזולוציה גבוהה הנפחי12. כי delipidation צעד בעיקר מרווה endogenously הביע פלורסנט חלבונים כמו GFP ו- RFP, ויזואליזציה של חלבונים כזאת חייבת להיות מושגת על ידי immunolabeling. בסך הכל, פרוטוקול זה פשוט וחזק יכול להיות מיושם ללמוד רקמות ברמת הארגון של תאי שומן-תושב, עקיבה השושלת adipocyte ובתאים, מורפוגנזה אדיפוז במהלך הפיתוח.

<table><tbody><tr><td>1x phosphate buffered saline</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P6148-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412SK-4</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma Aldrich</td><td>X100-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P2287-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3393-100KU</td><td></td></tr><tr><td>Dichloromethane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>270991</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide 30%</td><td>Fisher Scientific</td><td>325-100</td><td></td></tr><tr><td>Benzyl ether</td><td>Sigma Aldrich</td><td>108014</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Invitrogen</td><td>16500500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium azide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71289-5G</td><td></td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP381-1</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit polyclonal anti-Tyrosine Hydroxylase</td><td>Millipore</td><td>AB152</td><td>1:200 dilution</td></tr><tr><td>Goat polyclonal anti-CD31/PECAM-1</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>AF3628</td><td>Final concentration of 2 &amp;micro;g/mL</td></tr><tr><td>Rat monoclonal anti-CD68, Clone FA-11</td><td>Bio-Rad</td><td>MCA1957</td><td>Final concentration of 2 &amp;micro;g/mL</td></tr><tr><td>Donkey anti-rabbit IgG (H+L) Alexa Fluor 647</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-605-152</td><td>Final concentration of 5-10 &amp;micro;g/mL</td></tr><tr><td>Donkey anti-goat IgG (H+L) Alexa Fluor 568</td><td>Invitrogen</td><td>A11077</td><td>Final concentration of 5-10 &amp;micro;g/mL</td></tr><tr><td>Donkey anti-rat IgG (H+L) Alexa Fluor 647</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>712-605-153</td><td>Final concentration of 5-10 &amp;micro;g/mL</td></tr><tr><td>Imaging chamber</td><td>ibidi</td><td>80287</td><td></td></tr><tr><td>Light sheet microscope</td><td>LaVision BioTec</td><td>Ultramicroscope II</td><td></td></tr><tr><td>Imaging software</td><td>LaVision BioTec</td><td>Imspector software</td><td></td></tr><tr><td>Microscopy visualization software</td><td>Bitplane</td><td>Imaris</td><td></td></tr></tbody></table>

adipo-clear: a tissue clearing method for three-dimensional imaging of adipose tissue

רקמת שומן ממלאת תפקיד מרכזי אנרגיה הומאוסטזה ומתת הומיאותרמיות. הוא מורכב מסוגים שונים של adipocytes, וכן סימנים מקדימים adipocyte תאים חיסוניים, fibroblasts, כלי דם, עצבים תחזיות. למרות שליטה מולקולרית של התא סוג מפרט ואת האינטראקציה תאים אלה יש כבר יותר ויותר התחום, הבנה מקיפה יותר של תאים אלה שוכנות שומן יכולה להיות מושגת דמיין שלהם הפצה ואדריכלות לאורך כל הרקמה שלם. אימונוהיסטוכימיה קיימות גישות immunofluorescence לנתח היסטולוגיה אדיפוז להסתמך על סעיפים פרפין-מוטבע דק. עם זאת, חלקים דקים ללכוד רק חלק קטן של רקמה; כתוצאה מכך המסקנות עלולים להיות מוטים על ידי ניתוח מה החלק של רקמות. לכן פיתחנו של רקמת שומן פינוי טכניקה, Adipo-נקי, להתיר ויזואליזציה תלת-ממדית מקיפה דפוסי מולקולרית, תאית ברקמות adipose שלם. Adipo-ברור היה ממאמרו של iDISCO / iDISCO +, עם שינויים מסוימים שבוצעו כדי להסיר לחלוטין את השומנים מאוחסן ברקמות תוך שמירה על מורפולוגיה רקמה מקורית. בשילוב עם מיקרוסקופ אור גיליונות פלורסצנטיות, נדגים כאן את השימוש בשיטת Adipo פנוי כדי לקבל תמונות ברזולוציה גבוהה הנפחי של רקמת שומן כולו.

פנוי Adipo מוכן כל שומן רפידות יכול לדימות תלת-ממד כדי לנתח כמה אינטראקציות סלולרי ומורפולוגיה רקמות מושפעות בארה ב רזה והשמנה. בשיטה זו ניתן להחיל בקלות כדי לנתח מבנה אדיפוז כללי על ידי איסוף האות autofluorescence רקמות בערוץ ירוק. אנחנו בעבר הראו כי autofluorescence את אות בכיסויי אדיפוז...

Watch this Scientific Journal Video about Adipo-Clear: A Tissue Clearing Method for Three-Dimensional Imaging of Adipose Tissue at JoVE.com

Adipo-Clear: A Tissue Clearing Method for Three-Dimensional Imaging of Adipose Tissue

בשל התכנים שומנים גבוהה בדם, מאתגרת רקמת שומן להמחיש היסטולוגית בשיטות מסורתיות. Adipo-ברור הוא רקמה פינוי טכניקה המאפשרת תיוג חזקים, דימות ברזולוציה של פלורסנט הנפחי של רקמת שומן. כאן, אנו מתארים את שיטות הכנת הדוגמא, רעלני, מכתים, ניקוי של הרכבה עבור הדמיה.

Adipo-ברור: רקמה ניקוי שיטה עבור הדמיה תלת-ממדית של רקמת שומן

Adipose tissue plays a central role in energy homeostasis and thermoregulation. It is composed of different types of adipocytes, as well as adipocyte ...

adipo-clear-tissue-clearing-method-for-three-dimensional-imaging

Research

JoVE Journal

Biology

27.0K Views.  The Rockefeller University. בשל התכנים שומנים גבוהה בדם, מאתגרת רקמת שומן להמחיש היסטולוגית בשיטות מסורתיות. Adipo-ברור הוא רקמה פינוי טכניקה המאפשרת תיוג חזקים, דימות ברזולוציה של פלורסנט הנפחי של רקמת שומן. כאן, אנו מתארים את שיטות הכנת הדוגמא, רעלני, מכתים, ניקוי של הרכבה עבור הדמיה.

Video: Adipo-Clear: A Tissue Clearing Method for Three-Dimensional Imaging of Adipose Tissue

Imaging Cleared Intact Biological Systems at a Cellular Level by 3DISCO

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact organs. Unlike traditional histological methods, where the tissue of interest is sectioned for fluorescent imaging, 3D imaging of cleared tissue allows examination of labeled cells and molecules in the entire specimen. To this end, optically opaque tissues should be rendered transparent by matching the refractory indices throughout the tissue. Subsequently, the tissue can be imaged at once using laser-scanning microscopes to obtain a complete high-resolution 3D image of the specimen. A growing list of tissue clearing protocols including 3DISCO, CLARITY, Sca/e, ClearT2, and SeeDB provide new ways for researchers to image their tissue of interest as a whole. Among them, 3DISCO is a highly reproducible and straightforward method, which can clear different types of tissues and can be utilized with various microscopy techniques. This protocol describes this straightforward procedure and presents its various applications. It also discusses the limitations and possible difficulties and how to overcome them.

To obtain high-resolution images of fluorescently labeled cells within large tissues, ideally, the biological samples should be imaged without sectioning. 3DISCO is a straightforward tissue clearing procedure based on sequential incubation with organic solvents. Upon clearing, the organs become transparent allowing an end-to-end laser scan of the specimen.

הדמיה כחכחה מערכות ביולוגיות שלמות ברמה תאית על ידי 3DISCO

Tissue clearing and subsequent imaging of transparent organs is a powerful method to analyze fluorescently labeled cells and molecules in 3D, in intact ...

Neuroscience

Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots

Obesity has increased dramatically in the last few decades and affects over one third of the adult US population. The economic effect of obesity in 2005 reached a staggering sum of $190.2 billion in direct medical costs alone. Obesity is a major risk factor for a wide host of diseases. Historically, little was known regarding adipose and its major and essential functions in the body. Brown and white adipose are the two main types of adipose but current literature has identified a new type of fat called brite or beige adipose. Research has shown that adipose depots have specific metabolic profiles and certain depots allow for a propensity for obesity and other related disorders. The goal of this protocol is to provide researchers the capacity to identify and excise adipose depots that will allow for the analysis of different factorial effects on adipose; as well as the beneficial or detrimental role adipose plays in disease and overall health. Isolation and excision of adipose depots allows investigators to look at gross morphological changes as well as histological changes. The adipose isolated can also be used for molecular studies to evaluate transcriptional and translational change or for in vitro experimentation to discover targets of interest and mechanisms of action. This technique is superior to other published techniques due to the design allowing for isolation of multiple depots with simplicity and minimal contamination.

Due to the drastic and negative connection between obesity and other comorbidities, research on the role adipose plays in disease and overall health is warranted. We present a protocol for the isolation and excision of adipose depots allowing for the study of adipose using in situ and in vitro methods.

לוקליזציה, זיהוי, וכריתה של בסיס מיון Murine שומן

Obesity has increased dramatically in the last few decades and affects over one third of the adult US population. The economic effect of obesity in 2005 ...

Medicine

Co-staining Blood Vessels and Nerve Fibers in Adipose Tissue

Recent studies have highlighted the critical role of angiogenesis and sympathetic innervation in adipose tissue remodeling during the development of obesity. Therefore, developing an easy and efficient method to document the dynamic changes in adipose tissue is necessary. Here, we describe a modified immunofluorescent approach that efficiently co-stains blood vessels and nerve fibers in adipose tissues. Compared to traditional and recently developed methods, our approach is relatively easy to follow and more efficient in labeling the blood vessels and nerve fibers with higher densities and less background. Moreover, the higher resolution of the images further allows us to accurately measure the area of the vessels, amount of branching, and length of the fibers by open source software. As a demonstration using our method, we show that brown adipose tissue (BAT) contains higher amounts of blood vessels and nerve fibers compared to white adipose tissue (WAT). We further find that among the WATs, subcutaneous WAT (sWAT) has more blood vessels and nerve fibers compared to epididymal WAT (eWAT). Our method thus provides a useful tool for investigating adipose tissue remodeling.

New blood vessel formation and sympathetic innervation play pivotal roles in adipose tissue remodeling. However, there remain technical issues in visualizing and quantitatively measuring adipose tissue. Here we present a protocol to successfully label and quantitatively compare the densities of blood vessels and nerve fibers in different adipose tissues.

שיתוף צביעת כלי הדם, סיבי עצב ברקמת שומן

Recent studies have highlighted the critical role of angiogenesis and sympathetic innervation in adipose tissue remodeling during the development of ...

Immunology and Infection

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

ניקוי אופטי ודימות רקמות כליות של אימונוולילד

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Visualization of 3D White Adipose Tissue Structure Using Whole-mount Staining

Adipose tissue is an important metabolic organ with high plasticity and is responsive to environmental stimuli and nutrient status. As such, various techniques have been developed to study the morphology and biology of adipose tissue. However, conventional visualization methods are limited to studying the tissue in 2D sections, failing to capture the 3D architecture of the whole organ. Here we present whole-mount staining, an immunohistochemistry method that preserves intact adipose tissue morphology with minimal processing steps. Hence, the structures of adipocytes and other cellular components are maintained without distortion, achieving the most representative 3D visualization of the tissue. In addition, whole-mount staining can be combined with lineage tracing methods to determine cell fate decisions. However, this technique has some limitations to providing accurate information regarding deeper parts of adipose tissue. To overcome this limitation, whole-mount staining can be further combined with tissue clearing techniques to remove the opaqueness of tissue and allow for complete visualization of entire adipose tissue anatomy using light-sheet fluorescent microscopy. Therefore, a higher resolution and more accurate representation of adipose tissue structures can be captured with the combination of these techniques.

The focus of the present study is to demonstrate the whole-mount immunostaining and visualization technique as an ideal method for 3D imaging of adipose tissue architecture and cellular component.

הדמיה של מבנה שומן לבן תלת-ממד באמצעות צביעת כולה-הר

Adipose tissue is an important metabolic organ with high plasticity and is responsive to environmental stimuli and nutrient status. As such, various ...

Exploring Adipose Tissue Structure by Methylsalicylate Clearing and 3D Imaging

Obesity is a major worldwide public health issue that increases the risk to develop cardiovascular diseases, type-2 diabetes, and liver diseases. Obesity is characterized by an increase in adipose tissue (AT) mass due to adipocyte hyperplasia and/or hypertrophia, leading to profound remodeling of its three-dimensional structure. Indeed, the maximal capacity of AT to expand during obesity is pivotal to the development of obesity-associated pathologies. This AT expansion is an important homeostatic mechanism to enable adaptation to an excess of energy intake and to avoid deleterious lipid spillover to other metabolic organs, such as muscle and liver. Therefore, understanding the structural remodeling that leads to the failure of AT expansion is a fundamental question with high clinical applicability. In this article, we describe a simple and fast clearing method that is routinely used in our laboratory to explore the morphology of mouse and human white adipose tissue by fluorescent imaging. This optimized AT clearing method is easily performed in any standard laboratory equipped with a chemical hood, a temperature-controlled orbital shaker and a fluorescent microscope. Moreover, the chemical compounds used are readily available. Importantly, this method allows one to resolve the 3D AT structure by staining various markers to specifically visualize the adipocytes, the neuronal and vascular networks, and the innate and adaptive immune cells distribution.

Here, we describe a simple, inexpensive and fast clearing method to resolve the 3D structure of both mouse and human white adipose tissue using a combination of markers to visualize vasculature, nuclei, immune cells, neurons, and lipid-droplet coat proteins by fluorescent imaging.

חקר מבנה רקמת שומן על ידי ניקוי מתילסיילאט והדמיה תלת-ממדית

Obesity is a major worldwide public health issue that increases the risk to develop cardiovascular diseases, type-2 diabetes, and liver diseases. Obesity ...

<meta charset="utf8"></head><body>SATMVECs אנושיים: בידוד ומחקרי אדיפוציט קרוס-טוק

Studying Adipose Endothelial Cell/Adipocyte Cross-Talk in Human Subcutaneous Adipose Tissue

Microvascular endothelial cells (MVECs) have many critical roles, including control of vascular tone, regulation of thrombosis, and angiogenesis. Significant heterogeneity in endothelial cell (EC) genotype and phenotype depends on their vascular bed and host disease state. The ability to isolate MVECs from tissue-specific vascular beds and individual patient groups offers the opportunity to directly compare MVEC function in different disease states. Here, using subcutaneous adipose tissue (SAT) taken at the time of insertion of cardiac implantable electronic devices (CIED), we describe a method for the isolation of a pure population of functional human subcutaneous adipose tissue MVEC (hSATMVEC) and an experimental model of hSATMVEC-adipocyte cross-talk.
hSATMVEC were isolated following enzymatic digestion of SAT by incubation with anti-CD31 antibody-coated magnetic beads and passage through magnetic columns. hSATMVEC were grown and passaged on gelatin-coated plates. Experiments used cells at passages 2-4. Cells maintained classic features of EC morphology until at least passage 5. Flow cytometric assessment showed 99.5% purity of isolated hSATMVEC, defined as CD31+/CD144+/CD45-. Isolated hSATMVEC from controls had a population doubling time of approximately 57 h, and active proliferation was confirmed using a cell proliferation imaging kit. Isolated hSATMVEC function was assessed using their response to insulin stimulation and angiogenic tube-forming potential. We then established an hSATMVEC-subcutaneous adipocyte co-culture model to study cellular cross-talk and demonstrated a downstream effect of hSATMVEC on adipocyte function.
hSATMVEC can be isolated from SAT taken at the time of CIED insertion and are of sufficient purity to both experimentally phenotype and study hSATMVEC-adipocyte cross-talk.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: תובנות על מחלות לב מטבוליות עם מחקרים מיקרו-וסקולטוריים של רקמת שומן תת-עורית

Here, we describe a protocol for isolating, culturing, and phenotyping microvascular endothelial cells from human subcutaneous adipose tissue (hSATMVECs). Additionally, we describe an experimental model of hSATMVEC-adipocyte cross-talk.

חקר שיחות צולבות של תאי אנדותל שומן/אדיפוציטים ברקמת שומן תת-עורית אנושית

Microvascular endothelial cells (MVECs) have many critical roles, including control of vascular tone, regulation of thrombosis, and angiogenesis. ...

Three-Dimensional Adipocyte Culture as a Model to Study Cachexia-Induced White Adipose Tissue Remodeling

Cancer cachexia (CC) presents itself as a syndrome with multiple manifestations, causing a marked multi-organ metabolic imbalance. Recently, cachectic wasting has been proposed to be stimulated by several inflammatory mediators, which may disrupt the integrative physiology of adipose tissues and other tissues such as the brain and muscle. In this scenario, the tumor can survive at the host&#39;s expense. In recent clinical research, the intensity of depletion of the different fat deposits has been negatively correlated with the patient&#39;s survival outcome. Studies have also shown that various metabolic disorders can alter white adipose tissue (WAT) remodeling, especially in the early stages of cachexia development. WAT dysfunction resulting from tissue remodeling is a contributor to overall cachexia, with the main modifications in WAT consisting of morpho-functional changes, increased adipocyte lipolysis, accumulation of immune cells, reduction of adipogenesis, changes in progenitor cell population, and the increase of &#34;niches&#34; containing beige/brite cells.
To study the various facets of cachexia-induced WAT remodeling, particularly the changes&#160;progenitor cells and beige remodeling, two-dimensional (2D) culture has been the first option for in vitro studies. However, this approach does not adequately summarize WAT complexity. Improved assays for the reconstruction of functional AT ex vivo&#160;help the comprehension of physiological interactions between the distinct cell populations. This protocol describes an efficient three-dimensional (3D) printing tissue culture system based on magnetic nanoparticles. The protocol is optimized for investigating WAT remodeling induced by cachexia induced factors (CIFs). The results show that a 3D culture is an appropriate tool for studying WAT modeling ex vivo and may be useful for functional screens to identify bioactive molecules for individual adipose cell populations applications and aid the discovery of WAT-based cell anticachectic therapy.

This protocol describes a three-dimensional (3D) magnetic printing culture system that permits dissection of white adipose tissue (WAT) remodeling induced by a conditioned medium from cancer cells. Using a 3D culture system of UCP1+ adipocytes that express a green fluorescent protein (GFP) allows the study of beige adipocytes contributing to adipose tissue remodeling.

Cancer cachexia (CC) presents itself as a syndrome with multiple manifestations, causing a marked multi-organ metabolic imbalance. Recently, cachectic ...

Adipo-ברור: רקמה ניקוי שיטה עבור הדמיה תלת-ממדית של רקמת שומן

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הדמיה כחכחה מערכות ביולוגיות שלמות ברמה תאית על ידי 3DISCO

לוקליזציה, זיהוי, וכריתה של בסיס מיון Murine שומן

שיתוף צביעת כלי הדם, סיבי עצב ברקמת שומן

ניקוי אופטי ודימות רקמות כליות של אימונוולילד

הדמיה של מבנה שומן לבן תלת-ממד באמצעות צביעת כולה-הר

חקר מבנה רקמת שומן על ידי ניקוי מתילסיילאט והדמיה תלת-ממדית

חקר שיחות צולבות של תאי אנדותל שומן/אדיפוציטים ברקמת שומן תת-עורית אנושית

חקר שיחות צולבות של תאי אנדותל שומן/אדיפוציטים ברקמת שומן תת-עורית אנושית

חקר שיחות צולבות של תאי אנדותל שומן/אדיפוציטים ברקמת שומן תת-עורית אנושית

Three-Dimensional Adipocyte Culture as a Model to Study Cachexia-Induced White Adipose Tissue Remodeling