Name: use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents at JoVE.com

למחברים אין אישורים.

כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של Purdue.
1. הגדרת מאדה הזרימה הנמוכה
<ol><li>מסירת איסופלוראן או סבולורן<ol>
<li>בחר מקור גז של נושאת מטוסים. כדי להשתמש במשאבת האוויר הפנימית, הסר את המכסה האדום מיציאת הכניסה בגב המערכת, מה שמאפשר למערכת צריכת אוויר בחדר. כדי להשתמש בגז דחוס, השתמש בווסת לחץ או במפחית לחץ המוגדר ל- 15 PSI, והתחבר ליציאת הגז הדחוס בגב המערכת.</li>
		<li>חבר את מיכל הפחם ליציאת הפליטה.</li>
		<li>חבר את מחבר האביזר ליציאות מעוררות ההשראה ותפוגה בחזית המערכת. חבר את תא האינדוקציה לענפים עם קליפים כחולים ואת חרוט האף לענפים עם קליפים לבנים (איור 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאוורור מכני<ol>
<li>חבר את צינורות מחבר הצנרור לסרטונים המקודדים הצהובים (איור 2).</li>
		<li>כייל את מאוורר ההנשמה על-ידי ביצוע כיול שטח מת. ממסך ההפעלה של פתח האוורור, הגדרתמגע ולאחר מכן Calib & Tests. בחר כיול Deadspace והקש Dial B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>עבור אוקסימטריית דופק<ol>
<li>חבר את החיישן ליציאה שבגב המערכת, הנקראת MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להתחממות<ol>
<li>חבר את כרית החימום ליציאת 'Pad Power' בחזית המערכת.</li>
		<li>חבר חיישן אחד ליציאת "חיישן הגוף", והשני ליציאת 'חיישן כרית'. אבטחו את חיישן הפד למשטח החימום.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. קביעת התצורה של ההגדרות
<ol><li>להרדמה<ol>
<li>כוח על מערכת ההרדמה. ממסך ההפעלה ההסטה ביותר, כווןמגע .</li>
		<li>בחר את חומר ההרדמה. גע בסוג Anestולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור Isoflurane או Sevoflurane.</li>
		<li>הגדר את גודל המזרק. גע בגודל מזרקולאחר מכן הפעל את חייג B כדי לבחור גודל.</li>
		<li>גע ב-Back כדי לחזור למסך ההפעלה של Anest.</li>
		<li>באמצעות המתאם העליון בקבוק, למלא את המזרק עם הרדמה.</li>
		<li>חבר את המזרק למערכת ההרדמה. מגע הסר כדי להזיז את בלוק הדוחף לאחור במידת הצורך.</li>
		<li>ראש המזרק. לגעת ולהחזיק פריים כדי להזיז את בלוק דוחף קדימה עד בלוק דוחף נוגע בחלק העליון של בוכנה מזרק. סיבוב B תוך כדי לחיצה על לחצן פריים מסדיר את מהירות חסימת הדחיפה.</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאוורור מכני<ol>
<li>גע בכרטיסיה מסך הפעלה של פתח אוורור ולאחר מכן הגדרה.</li>
		<li>לגעת במשקל הגוף ולהיכנס למשקל של החיה.</li>
		<li>עדיפות מגע לבחירת נפח או אוורור מבוקר לחץ. ההגדרה 'משקל גוף' מגדירה באופן אוטומטי את קצב הנשימה המתאים ואת נפחי הגאות והשפל.</li>
	</ol>
</li>
	<li>עבור אוקסימטריית דופק<ol>
<li>גע בכרטיסיה מסך הפעלה של Oxi ולאחר מכן הגדרה.</li>
		<li>גע ב- HR והפעל את חייג B כדי להגדיר את קריאת הדופק המינימלית המותרת. קביעות מוגדרות מראש זמינות.</li>
	</ol>
</li>
	<li>להתחממות<ol>
<li>ממסך הפעלה חמה, הגדרתמגע . בחרו שיטת חימום והגדרת טמפרטורת יעד.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. בגין משלוח הרדמה
<ol><li>המשך את העכבר<ol>
<li>ממסך ההפעלה Anest, גע ב'התחל אינדוקציה' כדי להתחיל בזרימת האוויר. קצב זרימת האינדוקציה המוגדר כברירת מחדל הוא 500 מ"ל/דקה. סיבוב חיוג A מתאים את קצב הזרימה לפי הצורך.</li>
		<li>מניחים את העכבר בתא האינדוקציה, סוגרים את המכסה בחוזקה. התאם את ריכוז חומר ההרדמה ל- 3% עבור isoflurane.</li>
		<li>לפקח עד העכבר הגיע למישור ההרדמה הרצוי, נקבע על ידי ירידה בקצב הנשימה ואובדן רפלקס תיקון כאשר התא הוא הטה. כוונן את חוגת ריכוז חומר ההרדמה לפי הצורך.</li>
		<li>ברגע שהחיה איבדה רפלקס ימני והיא מורדמת מספיק, גע ב-Stop Induction.</li>
		<li>אם תרצה, לגעת תא סומק כדי לרוקן את התא של גז הרדמה שיורית.</li>
		<li>פתח את המהדקים המובילים לקונוס האף, וסגור את המהדקים המובילים לתא.</li>
		<li>מגע התחל חרוט האף. ההגדרה 'משקל גוף' קובעת את קצב הזרימה של חרוט האף, אם כי ניתן לכוונן אותו ידנית על-ידי סיבוב חיוג A.</li>
		<li>מיד להתאים את חרוט האף, ולמרכז את החיה על כרית התחממות אינפרא אדום.</li>
		<li>הכנס את חיישן בעלי החיים כגשוש רקטלי.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. להתחיל אוורור מכני
<ol><li>צנרור את החיה.<ol>
<li>מעבירים את החיה לשלב הצנרור תוך שמירה על החיה מורדמת.</li>
		<li>השעה את החיה מהחותכים העליונים שלה באמצעות חוט קבוע על שלב הצנרור האנכי (איור 3).</li>
		<li>בעדינות לעקור את הלשון של החיה לצד לדמיין את קנה הנשימה באמצעות האורות המסופקים בערכת הצנרור.</li>
		<li>בזהירות להכניס צינור קנה הנשימה ולאמת את המיקום הנכון על ידי חיבור שלפוחית השתן אוויר קטן לצינור ולבדוק אם הריאות לנפח.</li>
	</ol>
</li>
	<li>חברו את הצינור האנדוטרא-צ'לי לצינורות האוורור.</li>
	<li>מגע עצור חרוט האף, ולאחר מכן לגעת התחל מאוורר. הערה: ההגדרה 'משקל גוף' קובעת באופן אוטומטי את קצב הנשימה הנכון ואת נפחי הגאות והשפל. כדי לבצע אוורור מבוקר לחץ, הגדר את לחץ השראה היעד בין 15-18 ס"מ H2O. בצע התאמות להגדרות ההנשמה לפי הצורך לפי פרוטוקולים כירורגיים.</li>
</ol>5. התחל ניטור פיזיולוגי
<ol><li>הניחו את החיישן על כף הרגל האחורית של החיה(איור 4). אוקסימטר הדופק יתחיל לקרוא HR ו SpO2 באופן אוטומטי. גע בלשונית מסך ההפעלה של Oxi כדי להציג נתוני אוקסימטריה של דופק.</li>
</ol>

<ol>
	<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats.">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats.">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media &amp; Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li><li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging:+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen.">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, (2011).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , (2011).</li><li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+(Cavia+porcellus).">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li><li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas.">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li></ol>

פרויקט זה נתמך בציוד ובמימון של התאגיד המדעי קנט. המחברים קריסטה Bigiarelli ודייב FitzMiller הם עובדים של קנט מדעי תאגיד המייצרת ציוד המשמש במאמר זה. פרסום גישה פתוחה של מאמר זה ממומן על ידי התאגיד המדעי קנט.

מערכת הרדמה דיגיטלית זו בעלת זרימה נמוכה משלבת מערכות הרדמה, אוורור, התחממות וניטור פיזיולוגי בפיסת ציוד אחת. בנוסף, המערכת מכילה משאבה פנימית, המאפשרת לה למשוך אוויר סביבתי לשימוש כגז נושא, ומבטלת את הצורך במקור של גז דחוס.
בהליך זה, המערכת משמשת כחתיכת ציוד יחידה להחלפת מאדה הרדמה, מאוורר מכני, אוקסימטר דופק וכיתת חימום. הדגמנו בעבר מסירת הרדמה בקצב זרימה של 100 מ"ל / דקה2. הגדרות קצב הזרימה הן קריטיות עבור טכניקת מסירה הרדמה זו, כמו קצב הזרימה שולט ישירות על נפח ההרדמה הנוזלית בשימוש. הדגמנו גם בעבר כיצד שימוש בשיעורי זרימה נמוכים חוסך נוזל הרדמה1,2. כאשר מכשיר אידוי מסורתי מחובר לאוורור מכני, מכשיר האידוי חייב לפעול ברציפות בזמן שמפרצון ההנשמה דגימות מזרם הגז. במקרה של מאדה דיגיטלי עם מאוורר משולב, רק הגז הדרוש להנשמה הוא פלט על ידי מאוורר. פעולה זו מפחיתה את העלויות הכרוכות בנוזל הרדמה, גזי נושא ומסנני פחם.
למרות שיש יתרונות רבים לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה, יש גם מגבלות. מערכת זו מתוכננת לפעול בקצב זרימה נמוך אידיאלי עבור מכרסמים ויונקים קטנים אחרים, אך אינה מספקת הרדמה מעל קצבי זרימה של 1000 מ"ל / דקה. לפיכך, מערכת מסוימת זו מתאימה רק למינים קטנים של בעלי חיים. אוקסימטר הדופק המשולב כולל חיישן לשימוש כפות רגליים בלבד. החיישן אינו מומלץ לשימוש על הזנב, אשר עשוי להיות מגבלה עבור הליכים כירורגיים מסוימים. יתר על כן, בעוד קצב הנשימה ניתן לפקח באמצעות מערכת זו באמצעות חיישן הכפות, זה יכול להיות קשה להשיג הקלטות נשימתיות עקביות על פני תקופה ארוכה של זמן. לבסוף, שלא כמו מאדה מסורתי, מערכת דיגיטלית זו דורשת חשמל. סוללות זמינות לשימוש במקרים שבהם חשמל אינו זמין או במקרה של הפסקת חשמל, ויכול להפעיל את המערכת באמצעות מספר שעות של שימוש.
התקנה ופרוטוקול אלה מדגימים שימוש בטוח ויעיל במערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מכונות הנשמה משולבות ומודולי ניטור פיזיולוגיים. התקנה זו תהיה שימושית עבור כל מעבדות עם חללי ספסל מוגבלים, או כאשר זה לא ריאלי לאכסן חתיכות מרובות של ציוד צינורות ליד שדה כירורגי. ישנם יתרונות רבים למערכת All-in-One, כולל חיסול מיכלי גז דחוסים וציוד ניטור פיזיולוגי נפרד. בסך הכל, מערכת משולבת זו יכולה להיחשב על ידי קבוצות שבהן השימוש באידוי מסורתי אינו אידיאלי.

מחקר המערב מודלים של בעלי חיים דורש לעתים קרובות ציוד איסוף נתונים מיוחד. ישנם שני סוגים נפוצים של מאדה הרדמה נפוץ עבור ניתוח בעלי חיים קטנים. מכשירי אידוי הרדמה מסורתיים מסתמכים על אידוי פסיבי של חומרי הרדמה נדיפים המבוססים על לחץ אטמוספרי וזרימת גז1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. הם נועדו לפעול בקצבי זרימה של 0.5 L / min עד 10 L / min, מה שהופך אותם אידיאליים עבור מודלים בעלי חיים גדולים11.
לאחרונה הדגמנו את ההשפעות של מאדה דיגיטלי בזרימה נמוכה בהשוואה לאייד מסורתי12,13. מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה יכולה לשמש לתחזוקת בעל חיים על חרוט אף בשיעורי זרימה נמוכים מאוד של פי 1.5-2.2 מנפח הדקה של החיה14,15,16.
ישנם יתרונות רבים לשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית. הוא משלב משאבה מובנית, אשר שואבת אוויר הסביבה להשתמש כגז נושאת. זה מאפשר למשתמש לנהל הרדמה ללא שימוש בגז דחוס. מחקרים שנעשו לאחרונה17,18 הראו כי שימוש באוויר במקום חמצן כגז נושא עשוי להיות מועיל עבור הליכים רבים.
ניתן להתקין יכולות ניטור וחימום פיזיולוגיות גם במערכת ההרדמה הדיגיטלית בעלת הזרימה הנמוכה. ברוב המוסדות, התחממות בעלי חיים וניטור פיזיולוגי נדרשים על ידי ועדות טיפול ושימוש בבעלי חיים מוסדיים19,20,21,22. מחקרים המשווים את ההשפעות הפיזיולוגיות של חומרי הרדמה הראו דיכאון דרסטי של טמפרטורת הגוף, תפקוד הלב ותפקוד הנשימה23,24,25. לעתים קרובות יש להניח את החיה על כרית חימום כדי לפקח ולשמור על טמפרטורת גוף נורמלית. ישנן שיטות רבות לחימום בעלי חיים זמינות, כגון תנורי מים חמים, רפידות חימום חשמליות ומנורות חום, אך לכל אחת מהן יש חסרונות משמעותיים. במחקרים המשווים שיטות שונות של התחממות בעלי חיים, התחממות אינפרא אדום רחוק נמצאה להיות מועיל ביותר26. מאדה דיגיטלי כולל בנוי התחממות אינפרא אדום הומיותרמית רחוקה כדי לשמור על טמפרטורת גוף בעלי חיים ספציפית. זה מבטל את הצרכים של כל בקרי כרית חימום נוספים.
בנוסף לניטור טמפרטורת הגוף, אוקסימטריית דופק היא שיטה פופולרית לניטור קצב הלב של החיה ורווית החמצן. שיטה לא פולשנית זו היא פשוטה, מדויקת, ומספקת הערכה כוללת של יכולתו של בעל החיים לווסת את רמות החמצון בדם. חיישן כפות רגליים עבור אוקסימטריה דופק יכול להיות מחובר למערכת ההרדמה, כפי שהדגמנו בעבר2.
אוורור מכני נדרש לעתים קרובות כאשר החיה נמצאת תחת תקופות ארוכות יותר של הרדמה, או בכל פעם שיש לשלוט בדפוס הנשימה של החיה. לאייד הדיגיטלי בעל הזרימה הנמוכה יש את היכולת לספק נשימות מבוקרות בלחץ או בבקרת נפח. מאוורר משולב מבטל את הצורך בהנשמה חיצונית ובדרישות להתקנת צינורות עודפים.
מכיוון שכל הצגים והתכונות הנפוצים האלה משולבים בחתיכת ציוד אחת, הגדרת הצינור מפושטת באופן משמעותי. מטרת פרוטוקול זה היא להדגים את ההתקנה והשימוש במערכת הרדמה דיגיטלית כוללת.

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

מכשירי אידוי דיגיטליים בזרימה נמוכה משתמשים בדרך כלל במשאבת מזרק כדי לנהל ישירות הרדמה נדיפה לזרם של גז נושא. בהתאם להמלצות לרווחת בעלי החיים, בעלי החיים מחוממים ומנוטרים במהלך הליכים הדורשים הרדמה. הרדמה נפוצה וציוד ניטור פיזיולוגי כוללים מיכלי גז, מכשירי אידוי הרדמה ודוכנים, בקרי חימום ורפידות, מכונות הנשמה מכניות ואוקסימטרים דופק. מחשב נחוץ גם לאיסוף נתונים ולהפעלת תוכנת ציוד. בחללים קטנים יותר או בעת ביצוע עבודת שטח, זה יכול להיות מאתגר להגדיר את כל הציוד הזה בחלל מוגבל.
מטרת פרוטוקול זה היא להדגים שיטות עבודה מומלצות לשימוש באידוי דיגיטלי בזרימה נמוכה באמצעות חמצן דחוס ואוויר בחדר, יחד עם מאוורר מכני משולב, אוקסימטר דופק והתחממות אינפרא אדום רחוקה כהרדמה כוללת וחבילת ניטור פיזיולוגית אידיאלית למכרסמים.

עשרה שבועות, זכר, סוג פראי C57Bl6j עכברים במשקל 25.41 ± 0.8 גרם שימשו למחקר זה. העכברים היו מורדמים ומתוחזקים על חרוט האף או צנררו ונשמרו על מאוורר מכני משולב עם 1.5-2.5% isoflurane בעוד קצב הלב ורווית חמצן היו במעקב. בעלי החיים שוכנו בקבוצה במיקרו-בידוד וסיפקו גישה חופשית לאוכל מכרסמים ומים סטנדרטיים בבקבוק.
דופק ו-SpO2 היו במעקב במהלך התחזוקה באמצעות אוקסימטריית דופק(איור 5, איור 6 ואיור 7,). טמפרטורת הגוף נשמרה ב 36.5-37.5 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום אינפרא אדום ומנורת חום. בעלי חיים מאווררים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן אינטובציה עם חרוט אף משולב. כל עכבר היה מאוורר בהצלחה או מתוחזק על חרוט האף בשיעורי זרימה נמוכים לא יעלה על 141 מ"ל / דקה של אוויר החדר (RA) או חמצן (O2) במשך 15 דקות. קצב הלב ורווית החמצן בדם של בעלי החיים נותרו יציבים עם שינויים משמעותיים מעטים בכל אחת מהקבוצות. SpO2 נשאר בין 82-99% עבור כל הקבוצות, בעוד טמפרטורת הגוף נשמרה בין 36.5-37.5 מעלות צלזיוס. ראינו כי הן המיקום של הדופק-אוקסימטר וטמפרטורת הגוף השפיעו על מדידות SpO2. אם הבחנו בקריאה לא חוקית של אוקסימטר הדופק, התאמנו את מיקום החיישן ורמת החימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף הליבה יציבה.
ANOVA דו-כיווני עם תיקון בונפרוני בוצע כדי לקבוע את משמעות הנתונים באיור 5, באיור 6 ובאיור 7. ערך pקטן מ- 0.05 נחשב משמעותי.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> איור 1: דיאגרמה של הגדרת צינורות לתחזוקת אינדוקציה הרדמה וחרוט אף. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> איור 2: דיאגרמה של הגדרת צינורות עבור אינדוקציה הרדמה, אינטובציה ואוורור. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> איור 3: עכברים קיבלו אספקה רציפה של isoflurane במהלך הליך הצנרור באמצעות דוכן צנרור עם חרוט אף משולב. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> איור 4: מיקום חיישן אוקסימטר דופק משולב מעל הכף האחורית. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> איור 5: קצב לב ממוצע מעל 15 דקות ± SD עם אוויר לחדר (RA) או 100% חמצן (O2)המועבר דרך חרוט האף או מאוורר דרך צינור קנה הנשימה (n = 5 /group). לא נצפה הבדל משמעותי בין קבוצות. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> איור 6: ערכי דופק (bpm) נרשמו לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי דופק ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים בקצב הלב במהלך 15 הדקות באף קבוצה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> איור 7: רמות רוויית החמצן ברקמות (%) לאחר אינדוקציה הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמה זרימה נמוכה. ערכי SpO2 ממוצעים המחושבים ממרווחי זמן של 30 שניות על פני פרק זמן של 15 דקות. כל נקודת נתונים מייצגת ממוצע ± SD של כל בעלי החיים בכל קבוצה (n = 5). לא נצפו שינויים משמעותיים ב-SpO2 לאורך 15 הדקות באף קבוצה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents at JoVE.com

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

כאן, אנו מציגים פרוטוקול לניהול בטוח ויעיל של גז הרדמה לעכברים באמצעות מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מודולי הנשמה וניטור פיזיולוגי משולבים.

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

5.8K Views.  Kent Scientific Corporation. כאן, אנו מציגים פרוטוקול לניהול בטוח ויעיל של גז הרדמה לעכברים באמצעות מערכת הרדמה דיגיטלית בזרימה נמוכה עם מודולי הנשמה וניטור פיזיולוגי משולבים.

Video: Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

שיטה של ​​מבודד<em&gt; Ex Vivo</em&gt; ריאות זלוף במודל עכברוש: ​​לקחים מפיתוח תכנית EVLP עכברוש

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Neuroscience

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

שימוש של מערכת הרדמה דיגיטלית זרימה נמוכה עבור עכברים וחולדות

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

הערכה של מכניקת מערכת נשימה בעכברים באמצעות טכניקת תנודה בכפייה

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biology

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Evaluation of Apoptosis and Lung Injury in DCD Donor Lungs Preserved by EVLP

Establishment of a Novel Ex Vivo Lung Perfusion System for Rat Lungs After Circulatory Death

The increasing scarcity of donor lungs for transplantation has spurred significant interest in the utilization of organs procured from donors after cardiac death (DCD). However, a critical challenge remains in maximizing the number of viable lungs that meet stringent criteria for clinical use. Ex vivo lung perfusion (EVLP) emerges as a promising technology to evaluate and potentially improve the function of donated lungs. This paper describes the development of a cost-effective and reproducible small animal experimental platform specifically designed for EVLP research. This platform offers a high degree of customization, enabling researchers to tailor experimental parameters to address specific research questions within the field of EVLP. The team established a rat model to simulate DCD and implemented a two-stage preservation approach. Lungs were subjected to static cold storage using a perfusate solution at 4 &#176;C for 4 h, followed by normothermic EVLP for another 4 h. Researchers evaluated various lung function parameters, including pulmonary vascular resistance, pulmonary dynamic compliance, blood gas measurements of the perfusate, and apoptotic cell death in lung tissues. The study demonstrates that EVLP could significantly improve the functional performance of DCD lungs compared to simple cold storage at 4 &#176;C, suggesting that EVLP has the potential to mitigate ischemia-reperfusion injury and enhance graft function following circulatory death, thereby increasing the pool of transplantable lungs.

The objective is to develop a new ex vivo lung perfusion (EVLP) model in rats that can sustain consistent lung function for 4 h throughout EVLP and furnish the industry with implementation specifics that will offer a sturdy method for applying EVLP to rodent models.

The increasing scarcity of donor lungs for transplantation has spurred significant interest in the utilization of organs procured from donors after ...

הדמיה תוך חיונית באמצעות מיקרוסקופ הפוך למעקב אחר דינמיקה של תאי עור

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

מחבר זרקור: פיתוח כלי לשימוש במיקרוסקופ קונפוקלי הפוך עבור הדמיה תוך-חיונית In Vivo 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

גישת הדמיה תוך-חיונית יעילה לניטור ארוך טווח של דינמיקה של רקמת אפיתל במיקרוסקופ קונפוקלי הפוך

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

שיטה של מבודד

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

שימוש של מערכת הרדמה דיגיטלית זרימה נמוכה עבור עכברים וחולדות

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

הערכה של מכניקת מערכת נשימה בעכברים באמצעות טכניקת תנודה בכפייה

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

Establishment of a Novel Ex Vivo Lung Perfusion System for Rat Lungs After Circulatory Death

גישת הדמיה תוך-חיונית יעילה לניטור ארוך טווח של דינמיקה של רקמת אפיתל במיקרוסקופ קונפוקלי הפוך

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

שיטה של ​​מבודד

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

שימוש של מערכת הרדמה דיגיטלית זרימה נמוכה עבור עכברים וחולדות

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

הערכה של מכניקת מערכת נשימה בעכברים באמצעות טכניקת תנודה בכפייה

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

Establishment of a Novel Ex Vivo Lung Perfusion System for Rat Lungs After Circulatory Death

גישת הדמיה תוך-חיונית יעילה לניטור ארוך טווח של דינמיקה של רקמת אפיתל במיקרוסקופ קונפוקלי הפוך

שיטה של מבודד