Name: use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Purdue Animal Care and Use Committee.
1. Installazione del vaporizzatore a basso flusso
<ol><li>Consegna isoflurana o sevoflurane<ol>
<li>Selezionare una fonte di gas portante. Per utilizzare la pompa dell'aria interna, rimuovere il tappo rosso dalla porta di ingresso sul retro del sistema, consentendo al sistema di aspirazione dell'aria della stanza. Per utilizzare gas compresso, utilizzare un regolatore di pressione o un riduttore di pressione impostato su 15 PSI e connettersi alla porta gas compresso sul retro del sistema.</li>
		<li>Collegare il contenitore a carbone alla porta di scarico.</li>
		<li>Collegare il connettore accessorio alle porte inspiratorie ed espiratorie nella parte anteriore del sistema. Collegare la camera di induzione ai rami con clip blu e il cono del naso ai rami con clip bianche (Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per la ventilazione meccanica<ol>
<li>Collegare il tubo del connettore di intubazione alle clip codificate gialle (Figura 2).</li>
		<li>Calibrare il ventilatore eseguendo una calibrazione dello spazio morto. Dallo schermo di esecuzione dello sfiato toccareSetup , quindi Calib & Tests. Selezionate Calibrazione spazi morti (Deadspace Calibration) e premete Il quadrante B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per l'ossimametria a impulsi<ol>
<li>Collegare il sensore alla porta sul retro del sistema, etichettata MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per il riscaldamento<ol>
<li>Collegare il pad di riscaldamento alla porta "Pad Power" nella parte anteriore del sistema.</li>
		<li>Collegare un sensore alla porta "Body Sensor" e l'altro alla porta "Pad Sensor". Fissare il sensore pad al pad di riscaldamento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configurare le impostazioni
<ol><li>Per anestesia<ol>
<li>Accensione del sistema di anestesia. Dalla schermata di esecuzione dell'aest, toccare Configura.</li>
		<li>Scegli l'agente anestetico. Toccare Tipo di aest, quindi attivare Il quadrante B per selezionare Isoflurane o Sevoflurane.</li>
		<li>Impostare le dimensioni della siringa. Toccare Dimensione siringa, quindi attivare Il quadrante B per selezionare una dimensione.</li>
		<li>Toccare Indietro per tornare alla schermata di esecuzione di Anest.</li>
		<li>Utilizzando l'adattatore superiore della bottiglia, riempire la siringa con anestetico.</li>
		<li>Collegare la siringa al sistema di anestesia. Toccare Rimuovi per spostare il blocco pusher all'indietro, se necessario.</li>
		<li>Innescare la siringa. Toccare e tenere Prime per spostare il blocco pusher in avanti fino a quando il blocco pusher tocca la parte superiore dello stantuffo della siringa. La rotazione B tenendo premuto il pulsante Prime regola la velocità del blocco del pulsante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per la ventilazione meccanica<ol>
<li>Toccare la scheda Esegui schermo di sfiato, quindi impostare.</li>
		<li>Tocca il peso corporeo ed entra nel peso dell'animale.</li>
		<li>Touch Priority per scegliere il volume o la ventilazione controllata dalla pressione. L'impostazione Peso corporeo imposta automaticamente la frequenza respiratoria appropriata e i volumi di marea.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per l'ossimametria a impulsi<ol>
<li>Toccare la scheda Esegui schermo di Oxi, quindiimpostare .</li>
		<li>Toccare HR e attivare Il quadrante B per impostare la lettura minima consentita della frequenza cardiaca. Sono disponibili preimpostazioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Per il riscaldamento<ol>
<li>Dalla schermata Warm Run , toccare Setup. Scegli un metodo di riscaldamento e l'impostazione della temperatura target.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inizia la consegna dell'anestesia
<ol><li>Anestetizzare il mouse<ol>
<li>Dallo schermo di esecuzione anest , toccareAvvia induzione per iniziare il flusso d'aria. La portata di induzione predefinita è di 500 mL/min.</li>
		<li>Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo saldamente il coperchio. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico al 3% per l'isoflurane.</li>
		<li>Monitorare fino a quando il mouse non ha raggiunto il piano anestetico desiderato, determinato da una diminuzione della velocità di respirazione e da una perdita del riflesso di destro quando la camera è ribaltata. Regolare il quadrante di concentrazione dell'agente anestetico in base alle esigenze.</li>
		<li>Una volta che l'animale ha perso il riflesso di destra ed è sufficientemente anestetizzato, toccare Stop Induction.</li>
		<li>Se lo si desidera, toccare Camera di scarico per svuotare la camera di gas anestetico residuo.</li>
		<li>Aprire i morsetti che conducono al cono del naso e chiudere i morsetti che portano alla camera.</li>
		<li>Touch Start Nose Cone. L'impostazione Peso corporeo determina la portata del cono del naso, anche se può essere regolata manualmente ruotando il quadrante A.</li>
		<li>Montare immediatamente il cono del naso e centrare l'animale sul tampone riscaldante a infrarossi.</li>
		<li>Inserire il sensore animale come sonda rettale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Iniziare la ventilazione meccanica
<ol><li>Intubare l'animale.<ol>
<li>Trasferire l'animale nella fase di intubazione mantenendo l'animale anestetizzato.</li>
		<li>Sospendere l'animale dagli incisivi superiori utilizzando un filo fissato nella fase di intubazione verticale (Figura 3).</li>
		<li>Spostare delicatamente la lingua dell'animale di lato e visualizzare la trachea utilizzando le luci fornite nel kit di intubazione.</li>
		<li>Inserire con cura il tubo tracheale e verificare il corretto posizionamento collegando la vescica dell'aria piccola al tubo e controllando se i polmoni si gonfiano.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Collegare il tubo endotracheale ai tubi di ventilazione.</li>
	<li>Toccare Stop Nose Cone,quindi toccare Avvia ventilatore. NOTA: l'impostazione Peso corporeo determina automaticamente la corretta velocità di respirazione e i volumi delle maree. Per eseguire la ventilazione controllata dalla pressione, impostare la pressione inspiratoria target tra 15-18 cm H2O. Apportare modifiche alle impostazioni del ventilatore in base alle esigenze per protocolli chirurgici.</li>
</ol>5. Inizia il monitoraggio fisiologico
<ol><li>Posizionare il sensore sopra la zampa posteriore dell'animale (Figura 4). Pulse Oximeter inizierà a leggere automaticamente HR e SpO2. Toccare la scheda Esegui schermo Oxi per visualizzare i dati di prossimità a impulsi.</li>
</ol>

<ol>
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Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e finanziamenti dalla Kent Scientific Corporation. Gli autori Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller sono dipendenti della Kent Scientific Corporation che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. La pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzata da Kent Scientific Corporation.

Questo sistema digitale di anestesia a basso flusso integra sistemi di anestesia, ventilazione, riscaldamento e monitoraggio fisiologico in un'unica apparecchiatura. Inoltre, il sistema contiene una pompa interna, che gli consente di attingere aria ambiente per l'uso come gas vettore, eliminando la necessità di una fonte di gas compresso.
In questa procedura, il sistema viene utilizzato come unica apparecchiatura per sostituire un vaporizzatore anestetico, un ventilatore meccanico, un pulsossimetro e un pad riscaldante. In precedenza abbiamo dimostrato la consegna anestetica ad una portata di 100mL / min2. Le impostazioni della portata sono fondamentali per questa tecnica di erogazione anestetica, poiché la portata controlla direttamente il volume dell'anestetico liquido utilizzato. In precedenza abbiamo anche dimostrato come l'utilizzo di basse portate consente di risparmiare liquido anestetico1,2. Quando un vaporizzatore tradizionale è collegato a un ventilatore meccanico, il vaporizzatore deve funzionare continuamente mentre il ventilatore ineleva campioni dal flusso di gas. Nel caso del vaporizzatore digitale con ventilatore integrato, solo il gas necessario per la ventilazione viene prodotto dal ventilatore. Ciò riduce i costi associati al liquido anestetico, ai gas portanti e ai filtri a carbone.
Sebbene ci siano molti vantaggi nell'utilizzo di un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono anche limitazioni. Questo sistema è progettato per funzionare a basse portate ideali per roditori e altri piccoli mammiferi, ma non fornisce anestesia al di sopra delle portate di 1000 mL / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per piccole specie animali. L'ossimetro a impulsi integrato include un sensore solo per l'uso della zampa. Il sensore non è raccomandato per l'uso sulla coda, il che potrebbe essere un limite per alcune procedure chirurgiche. Inoltre, mentre il tasso di respirazione può essere monitorato attraverso questo sistema tramite il sensore della zampa, può essere difficile ottenere registrazioni respiratorie coerenti per un lungo periodo di tempo. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, questo sistema digitale richiede elettricità. Le batterie sono disponibili per l'uso nei casi in cui l'energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione dell'alimentazione e possono alimentare il sistema attraverso diverse ore di utilizzo.
Questa configurazione e protocollo dimostrano l'uso sicuro ed efficace di un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico. Questa configurazione sarà utile per tutti i laboratori con spazi di banco limitati, o dove non è possibile ospitare più pezzi di attrezzature e tubi vicino a un campo chirurgico. Ci sono numerosi vantaggi per un sistema all-in-one, tra cui l'eliminazione dei serbatoi di gas compresso e apparecchiature di monitoraggio fisiologico separate. Nel complesso, questo sistema integrato potrebbe essere considerato da gruppi in cui l'uso di un vaporizzatore tradizionale non è l'ideale.

La ricerca che coinvolge modelli animali richiede spesso attrezzature specializzate per la raccolta dei dati. Esistono due tipi comuni di vaporizzatore anestetico comunemente usato per la chirurgia di piccoli animali. I vaporizzatori anestetici tradizionali si basano sulla vaporizzazione passiva di anestetici volatili basati sulla pressione atmosferica e sul flusso di gas1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Sono progettati per funzionare a portate da 0,5 L / min a 10 L / min, rendendoli ideali per grandi modelli di animali11.
Recentemente abbiamo dimostrato gli effetti di un vaporizzatore digitale a basso flusso rispetto a un vaporizzatoretradizionale 12,13. Il sistema di anestesia digitale a basso flusso può essere utilizzato per mantenere un animale su un cono del naso a portate molto basse di 1,5-2,2 volte il volume minuto dell'animale14,15,16.
Ci sono numerosi vantaggi nell'utilizzo di un sistema di anestesia digitale. Incorpora una pompa integrata, che attinge aria ambiente da utilizzare come gas vettore. Ciò consente all'utente di somministrare l'anestesia senza l'uso di gas compresso. Recenti studi17,18 hanno suggerito che l'uso dell'aria al posto dell'ossigeno come gas vettore può essere utile per molte procedure.
Le capacità fisiologiche di monitoraggio e riscaldamento possono anche essere installate nel sistema digitale di anestesia a basso flusso. Nella maggior parte delle istituzioni, il riscaldamento degli animali e il monitoraggio fisiologico sono richiesti dai comitati istituzionali per la cura el'uso degli animali 19,20,21,22. Studi che confrontano gli effetti fisiologici degli agenti anestetici hanno mostrato una drastica depressione della temperatura corporea, della funzione cardiaca e della funzionerespiratoria 23,24,25. È spesso necessario posizionare l'animale su un tampone riscaldante per monitorare e mantenere una temperatura corporea normale. Ci sono molti metodi di riscaldamento degli animali disponibili, come scaldabagni caldi, pastiglie elettriche e lampade termiche, ma ognuno di questi ha svantaggi significativi. Negli studi che confrontano diversi metodi di riscaldamento animale, il riscaldamento infrarosso lontano è risultato essere il26 più vantaggioso. Il vaporizzatore digitale include il riscaldamento omeotermico lontano dall'infrarosso per mantenere una temperatura corporea animale specifica. Ciò elimina la necessità di eventuali controller di riscaldamento aggiuntivi.
Oltre a monitorare la temperatura corporea, l'ossimametria dell'impulso è un metodo popolare per monitorare la frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno dell'animale. Questo metodo non invasivo è semplice, accurato e fornisce una valutazione complessiva della capacità dell'animale di regolare i livelli di ossigenazione del sangue. Un sensore di zampa per l'ossimametria dell'impulso può essere collegato al sistema di anestesia, come abbiamo precedentementedimostrato 2.
La ventilazione meccanica è spesso necessaria quando l'animale si trova in periodi più lunghi di anestesia o ogni volta che il modello di respirazione dell'animale deve essere controllato. Il vaporizzatore digitale a basso flusso ha la capacità di fornire respiri controllati sotto il controllo della pressione o del volume. Un ventilatore integrato elimina la necessità di un ventilatore esterno e di requisiti di configurazione dei tubi in eccesso.
Poiché tutti questi monitor e funzionalità comuni sono combinati in un'unica apparecchiatura, la configurazione dei tubi è sostanzialmente semplificata. Lo scopo di questo protocollo è dimostrare la configurazione e l'uso di un sistema di anestesia digitale all-in-one.

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

I vaporizzatori digitali a basso flusso utilizzano comunemente una pompa per siringhe per somministrare direttamente anestetici volatili in un flusso di gas vettore. Secondo le raccomandazioni sul benessere degli animali, gli animali vengono riscaldati e monitorati durante le procedure che richiedono l'anestesia. Le attrezzature comuni per l'anestesia e il monitoraggio fisiologico includono serbatoi di gas, vaporizzatori e supporti anestetici, regolatori e pastiglie di riscaldamento, ventilatori meccanici e ossimetri a impulsi. Un computer è anche necessario per la raccolta dei dati e per l'esecuzione di software per apparecchiature. In spazi più piccoli o quando si esegue il lavoro sul campo, può essere difficile configurare tutte queste apparecchiature in uno spazio limitato.
L'obiettivo di questo protocollo è dimostrare le migliori pratiche per l'uso di un vaporizzatore digitale a basso flusso utilizzando sia ossigeno compresso che aria ambiente, insieme a un ventilatore meccanico integrato, un pulsossimetro e un lontano riscaldamento infrarosso come anestesia all-inclusive e suite di monitoraggio fisiologico ideale per i roditori.

Per questo studio sono stati utilizzati topi C57Bl6j di dieci settimane, maschi, di tipo selvaggio del peso di 25,41 ± 0,8 g. I topi sono stati anestetizzati e mantenuti su un cono nasale o intubati e mantenuti su un ventilatore meccanico integrato con isoflurane dell'1,5-2,5% mentre la frequenza cardiaca e la saturazione di ossigeno sono state monitorate. Gli animali erano alloggiati in gruppo in una gabbia di microisolazione e fornivano libero accesso al chow standard dei roditori e all'acqua per bottiglia.
La frequenza cardiaca e spo2 sono state monitorate durante la manutenzione tramite ossimametria a impulsi(Figura 5, Figura 6e Figura 7,). La temperatura corporea è stata mantenuta a 36,5-37,5 °C tramite un riscaldatore a infrarossi e una lampada termica. Gli animali ventilati hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite supporto di intubazione con cono naso integrato. Ogni topo è stato ventilato o mantenuto con successo su un cono nasale a basse portate non superiori a 141 mL/min di aria ambiente (RA) o ossigeno (O2)per 15 minuti. La frequenza cardiaca e la saturazione dell'ossigeno nel sangue degli animali sono rimaste stabili, con pochi cambiamenti significativi in entrambe le misurazioni per tutti i gruppi. SpO2 rimase tra l'82 e il 99% per tutti i gruppi, mentre la temperatura corporea fu mantenuta tra 36,5-37,5 °C. Abbiamo osservato che sia la posizione dell'impulso-ossimetro che la temperatura corporea hanno influenzato le misurazioni di SpO2. Se abbiamo osservato una lettura non valida dall'pulsossimetro, abbiamo regolato il posizionamento del sensore e il livello di riscaldamento per mantenere stabile la temperatura corporea del nucleo.
È stata eseguita un'ANOVA bi senso con correzione Bonferroni per determinare il significato dei dati nella figura 5, nella figura 6 e nella figura 7. Un valore pinferiore a 0,05 è stato considerato significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica e la manutenzione del cono del naso. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagramma della configurazione dei tubi per l'induzione anestetica, l'intubazione e la ventilazione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: I topi hanno ricevuto la consegna continua di isoflurane durante la procedura di intubazione tramite un supporto di intubazione con un cono nasale integrato. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Posizionamento integrato del sensore dell'ossimetro a impulsi sopra la zampa posteriore. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: Frequenza cardiaca media superiore a 15 minuti ± SD con aria ambiente (RA) o ossigeno al 100% (O2)erogata attraverso il cono del naso o ventilata attraverso tubo tracheale (n=5/gruppo). Non è stata osservata alcuna differenza significativa tra i gruppi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valori di frequenza cardiaca (bpm) registrati dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di frequenza cardiaca calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono stati osservati cambiamenti significativi nella frequenza cardiaca nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Livelli di saturazione di ossigeno nei tessuti (%) dopo l'iniziale induzione anestetica con il sistema di anestesia a basso flusso. Valori medi di SpO2 calcolati da intervalli di tempo di 30 secondi in un periodo di 15 minuti. Ogni punto dati rappresenta la ± SD di tutti gli animali in ciascun gruppo (n=5). Non sono state osservatevariazioni significative in SpO 2 nel periodo di 15 minuti in nessun gruppo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Qui presentiamo un protocollo per somministrare in modo sicuro ed efficace gas anestetico ai topi utilizzando un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico.

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

5.8K Views.  Kent Scientific Corporation. Qui presentiamo un protocollo per somministrare in modo sicuro ed efficace gas anestetico ai topi utilizzando un sistema di anestesia digitale a basso flusso con ventilatore integrato e moduli di monitoraggio fisiologico.

Video: Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

Valutare Variazioni Volatile generale anestetico sensibilità dei topi dopo l&#39;intervento farmacologico locale o sistemica

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Ricerca

Medicina

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

Metodo di isolato<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Lung Perfusion in un modello di ratto: Lezioni apprese da Sviluppo di un programma EVLP Rat

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Non restrittivo EEG Radiotelemetry: epidurale e Deep intracerebrale Stereotassica EEG Posizionamento degli elettrodi

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Neuroscienze

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

L&#39;utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminectomia e impianto della finestra del cavo spinale nel mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Valutazione della Meccanica Respiratoria sistema nei topi utilizzando la tecnica delle oscillazioni forzate

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biologia

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Amministrazione intrabronchiale diretta per migliorare la deposizione selettiva dell'agente all'interno del polmone del mouse

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Valutazione biventricolare della funzione cardiaca e delle anse pressione-volume mediante cateterismo a torace chiuso nei topi

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Misurazione Loops Volume Pressione nel mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Imaging intravitale con un microscopio invertito per monitorare la dinamica delle cellule cutanee

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

Autore in primo piano: Sviluppo di uno strumento per l'utilizzo di microscopi confocali invertiti per l'imaging intravitale in vivo 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

Approccio semplificato di imaging intravitale per il monitoraggio a lungo termine della dinamica del tessuto epiteliale su un microscopio confocale invertito

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...

Utilizzo di un vaporizzatore anestetico integrato a basso flusso, ventilatore e sistema di monitoraggio fisiologico per roditori

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Valutare Variazioni Volatile generale anestetico sensibilità dei topi dopo l'intervento farmacologico locale o sistemica

Metodo di isolato