Os autores não têm reconhecimentos.

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais purdue.
1. Instalação do vaporizador de baixo fluxo
<ol><li>Entrega de isoflurane ou sevoflurano<ol>
<li>Selecione uma fonte de gás transportador. Para utilizar a bomba de ar interna, remova a tampa vermelha da porta de entrada na parte de trás do sistema, permitindo que o sistema ingestão de ar da sala. Para usar gás comprimido, use um regulador de pressão ou redutor de pressão definido para 15 PSI e conecte-se à porta de gás comprimido na parte de trás do sistema.</li>
		<li>Conecte o recipiente de carvão à porta de escape.</li>
		<li>Conecte o Conector do Acessório às portas Inspiratory e Expiratory na parte frontal do sistema. Conecte a câmara de indução a ramos com clipes azuis e o cone do nariz a ramos com clipes brancos(Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Conecte o tubo do conector de intubação aos clipes amarelos codificados(Figura 2).</li>
		<li>Calibrar o ventilador realizando uma calibração no espaço morto. A partir da tela de ventilação, configuraçãode toque e, em seguida, Calib & Testes. Selecione a calibração do deadspace e pressione o Disce B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Conecte o sensor à porta na parte de trás do sistema, rotulado MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Conecte a almofada de aquecimento à porta 'Pad Power' na parte frontal do sistema.</li>
		<li>Conecte um sensor à porta "Body Sensor" e o outro à porta 'Pad Sensor'. Fixar o sensor pad na almofada de aquecimento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configure as configurações
<ol><li>Para anestesia<ol>
<li>Poder no sistema de anestesia. Da tela de execução anest, touch set Up.</li>
		<li>Escolha o agente anestésico. Toque no Tipo Aneste, em seguida, gire o Dial B para selecionar Isoflurane ou Sevoflurane.</li>
		<li>Ajuste o tamanho da seringa. Toque no tamanho da seringae, em seguida, gire o Mostrador B para selecionar um tamanho.</li>
		<li>Toque de volta para retornar à tela de corrida mais anest.</li>
		<li>Usando o adaptador de tampa da garrafa, encha a seringa com anestésico.</li>
		<li>Conecte a seringa ao sistema de anestesia. Toque em Remover para mover o bloco de empurrador para trás, se necessário.</li>
		<li>Prime a seringa. Toque e segure Prime para mover o bloco de empurrador para a frente até que o bloco de empurrador toque na parte superior do êmbolo da seringa. Girar B enquanto segura o botão Prime regula a velocidade do bloqueio do empurrador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Toque na guia Tela de execução de ventilação e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque o Peso Corporal e digite o peso do animal.</li>
		<li>Toque em Prioridade para escolher ventilação controlada por volume ou pressão. A configuração de peso corporal define automaticamente a taxa respiratória adequada e os volumes das marés.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Toque na guia Oxi Run Screen e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque no RH e gire o Dial B para definir a leitura mínima permitida da frequência cardíaca. Predefinições estão disponíveis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Da tela de corrida quente, configuraçãode toque . Escolha um método de aquecimento e ajuste de temperatura de destino.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inicie a entrega de anestesia
<ol><li>Anestesiar o rato<ol>
<li>A partir da tela Anest Run,toque em Iniciar a Indução para iniciar o fluxo de ar. A taxa de fluxo de indução padrão é de 500 mL/min. O mostrador de giro A ajusta a taxa de fluxo conforme necessário.</li>
		<li>Coloque o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico para 3% para isoflurane.</li>
		<li>Monitore até que o rato alcance o plano anestésico desejado, determinado por uma diminuição na taxa de respiração e uma perda de reflexo de retração quando a câmara é derrubada. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico conforme necessário.</li>
		<li>Uma vez que o animal tenha perdido o reflexo de redoeamento e seja suficientemente anestesiado, toque em Stop Induction.</li>
		<li>Se desejar, toque na Câmara flush para esvaziar a câmara de gás anestésico residual.</li>
		<li>Abra os grampos que levam ao cone do nariz e feche os grampos que levam à câmara.</li>
		<li>Toque no cone do nariz. A configuração de peso corporal determina a taxa de fluxo do cone do nariz, embora possa ser ajustada manualmente girando o Mostrador A.</li>
		<li>Encaixe imediatamente o cone do nariz e centralizar o animal na almofada de aquecimento infravermelho.</li>
		<li>Insira o sensor animal como uma sonda retal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Iniciar a ventilação mecânica
<ol><li>Entubar o animal.<ol>
<li>Transfira o animal para a fase de intubação mantendo o animal anestesiado.</li>
		<li>Suspenda o animal de seus incisivos superiores usando um fio fixado no estágio de intubação vertical(Figura 3).</li>
		<li>Desloque suavemente a língua do animal para o lado e visualize a traqueia usando as luzes fornecidas no kit de entubação.</li>
		<li>Insira cuidadosamente o tubo traqueal e verifique a colocação correta conectando a bexiga de ar pequena ao tubo e verificando se os pulmões inflam.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte o tubo endotraqueal à tubulação de ventilação.</li>
	<li>Toque no Cone do Nariz do Toquee, em seguida, toque no Ventilador de Partida. NOTA: A configuração de peso corporal determina automaticamente a taxa de respiração adequada e os volumes das marés. Para realizar a ventilação controlada por pressão, ajuste a pressão inspiratória alvo entre 15-18 cm H2O. Faça ajustes nas configurações do ventilador conforme necessário nos protocolos cirúrgicos.</li>
</ol>5. Inicie o monitoramento fisiológico
<ol><li>Coloque o sensor sobre a pata traseira do animal(Figura 4). O Oximetro de Pulso começará a ler HR e SpO2 automaticamente. Toque na guia de tela Oxi Run para visualizar dados de oximetria de pulso.</li>
</ol>

<ol>
	<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+(Cavia+porcellus).">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li><li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas.">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li></ol>

Este projeto foi apoiado com equipamentos e financiamento pela Kent Scientific Corporation. Os autores Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller são funcionários da Kent Scientific Corporation que fabrica equipamentos usados neste artigo. A publicação de acesso aberto deste artigo é patrocinada pela Kent Scientific Corporation.

Este sistema digital de anestesia de baixo fluxo integra sistemas de anestesia, ventilação, aquecimento e monitoramento fisiológico em um único equipamento. Além disso, o sistema contém uma bomba interna, permitindo que ela desenhe ar ambiente para uso como gás transportador, eliminando a necessidade de uma fonte de gás comprimido.
Neste procedimento, o sistema é usado como um único equipamento para substituir um vaporizador anestésico, ventilador mecânico, oxímetro de pulso e almofada de aquecimento. Anteriormente, demonstramos a entrega anestésico a uma vazão de 100mL/min2. As configurações da taxa de fluxo são fundamentais para esta técnica de entrega anestésico, pois a taxa de fluxo controla diretamente o volume de anestésico líquido utilizado. Também demonstramos anteriormente como o uso de baixas taxas de fluxo economiza líquido anestésico1,2. Quando um vaporizador tradicional é conectado a um ventilador mecânico, o vaporizador deve funcionar continuamente enquanto o respirador inleta amostras do fluxo de gás. No caso do vaporizador digital com ventilador integrado, apenas o gás necessário para ventilação é a saída pelo ventilador. Isso reduz os custos associados ao líquido anestésico, gases portadores e filtros de carvão.
Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, há limitações também. Este sistema foi projetado para operar a baixas taxas de fluxo ideais para roedores e outros pequenos mamíferos, mas não fornece anestesia acima das taxas de fluxo de 1000 mL/min. Este sistema em particular é, portanto, adequado apenas para pequenas espécies animais. O oxímetro de pulso integrado inclui um sensor apenas para uso de patas. O sensor não é recomendado para uso na cauda, o que pode ser uma limitação para certos procedimentos cirúrgicos. Além disso, enquanto a taxa de respiração pode ser monitorada através deste sistema através do sensor de patas, pode ser difícil obter gravações respiratórias consistentes durante um longo período de tempo. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, este sistema digital requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso em casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de queda de energia, podendo alimentar o sistema através de várias horas de uso.
Esta configuração e protocolo demonstram o uso seguro e eficaz de um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico. Esta configuração será útil para quaisquer laboratórios com espaços limitados de banco, ou onde não é viável abrigar vários equipamentos e tubos perto de um campo cirúrgico. Há inúmeros benefícios para um sistema all-in-one, incluindo a eliminação de tanques de gás comprimido e equipamentos de monitoramento fisiológico separados. No geral, esse sistema integrado poderia ser considerado por grupos onde o uso de um vaporizador tradicional não é o ideal.

Pesquisas envolvendo modelos animais muitas vezes exigem equipamentos especializados de coleta de dados. Existem dois tipos comuns de vaporizador anestésico comumente usado para cirurgias de pequenos animais. Os vaporizadores anestésicos tradicionais dependem da vaporização passiva de anestésicos voláteis à base da pressão atmosférica e do fluxo de gás1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Eles são projetados para operar a taxas de fluxo de 0,5 L/min a 10 L/min, tornando-os ideais para grandes modelos animais11.
Recentemente demonstramos os efeitos de um vaporizador digital de baixo fluxo em comparação com um vaporizador tradicional12,13. O sistema de anestesia digital de baixo fluxo pode ser usado para manter um animal em um cone de nariz a taxas de fluxo muito baixas de 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal14,15,16.
Há inúmeros benefícios em usar um sistema de anestesia digital. Ele incorpora uma bomba embutida, que se desenha no ar ambiente para usar como gás transportador. Isso permite que o usuário administre anestesia sem o uso de gás comprimido. Estudos recentes17,18 sugeriram que o uso de ar em vez de oxigênio como gás transportador pode ser benéfico para muitos procedimentos.
Os recursos de monitoramento e aquecimento fisiológico também podem ser instalados no sistema digital de anestesia de baixo fluxo. Na maioria das instituições, o aquecimento animal e o monitoramento fisiológico são exigidos pelos Comitês Institucionais de Cuidado e Uso de Animais19,20,21,22. Estudos comparando os efeitos fisiológicos dos agentes anestésicos têm mostrado uma depressão drástica da temperatura corporal, função cardíaca e função respiratória23,24,25. Colocar o animal em uma almofada de aquecimento para monitorar e manter uma temperatura corporal normal é frequentemente necessário. Existem muitos métodos de aquecimento animal disponíveis, como aquecedores de água morna, almofadas elétricas de aquecimento e lâmpadas de calor, mas cada um deles tem desvantagens significativas. Em estudos comparando diferentes métodos de aquecimento animal, o aquecimento infravermelho distante tem sido o mais benéfico26. O vaporizador digital inclui o aquecimento infravermelho homeomérmico para manter uma temperatura corporal animal específica. Isso elimina as necessidades de quaisquer controladores adicionais de almofada de aquecimento.
Além de monitorar a temperatura corporal, a oximetria de pulso é um método popular de monitoramento da frequência cardíaca do animal e saturação de oxigênio. Este método não invasivo é simples, preciso e fornece uma avaliação geral da capacidade do animal de regular os níveis de oxigenação sanguínea. Um sensor de pata para oximetria de pulso pode ser conectado ao sistema de anestesia, como já demonstramosanteriormente 2.
A ventilação mecânica é frequentemente necessária quando o animal está em períodos mais longos de anestesia, ou sempre que o padrão de respiração do animal precisa ser controlado. O vaporizador digital de baixo fluxo tem a capacidade de fornecer respirações controladas tanto no controle de pressão quanto no volume. Um ventilador integrado elimina a necessidade de um ventilador externo e os requisitos de configuração de tubulação em excesso.
Como todos esses monitores e recursos comuns são combinados em um único equipamento, a configuração do tubo é substancialmente simplificada. O objetivo deste protocolo é demonstrar a configuração e o uso de um sistema de anestesia digital all-in-one.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Intubation Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>ETM-MSE</td>
			<td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>1182097</td>
			<td>Glass bottle 250mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-03</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank</td>
			<td>Indiana Oxygen Company</td>
			<td>23-160246</td>
			<td>Medical Grade O2 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoVent Automatic Ventilator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-04</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SOMNO-MSEKIT</td>
			<td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

Vaporizadores digitais de baixo fluxo geralmente utilizam uma bomba de seringa para administrar diretamente anestésicos voláteis em um fluxo de gás transportador. De acordo com as recomendações de bem-estar animal, os animais são aquecidos e monitorados durante os procedimentos que requerem anestesia. Equipamentos comuns de anestesia e monitoramento fisiológico incluem tanques de gás, vaporizadores e estandes anestésicos, controladores e almofadas de aquecimento, ventiladores mecânicos e oxímetros de pulso. Um computador também é necessário para a coleta de dados e para executar software de equipamento. Em espaços menores ou ao realizar o trabalho de campo, pode ser desafiador configurar todo este equipamento em espaço limitado.
O objetivo deste protocolo é demonstrar as melhores práticas para o uso de um vaporizador digital de baixo fluxo usando oxigênio comprimido e ar ambiente, juntamente com um ventilador mecânico integrado, oxímetro de pulso e aquecimento infravermelho distante como uma anestesia all-inclusive e suíte de monitoramento fisiológico ideal para roedores.

Dez semanas de idade, machos, camundongos tipo selvagem C57Bl6j pesando 25,41 ± 0,8 g foram utilizados para este estudo. Os camundongos foram anestesiados e mantidos em um cone de nariz ou entubados e mantidos em um ventilador mecânico integrado com isoflurane de 1,5-2,5% enquanto a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio foram monitoradas. Os animais foram agrupados em microsolação e forneceram livre acesso à comida de roedores padrão e água por garrafa.
A frequência cardíaca e a SpO2 foram monitoradas durante a manutenção via oximetria de pulso(Figura 5, Figura 6e Figura 7, A temperatura corporal foi mantida em 36,5-37,5 °C através de uma almofada de aquecimento infravermelha e lâmpada de calor. Os animais ventilados receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação via suporte de intubação com cone integrado do nariz. Cada rato foi ventilado ou mantido com sucesso em um cone de nariz a baixas taxas de fluxo não superiores a 141 mL/min de ar de quarto (RA) ou oxigênio (O2) por 15 minutos. As frequências cardíacas dos animais e a saturação de oxigênio no sangue permaneceram estáveis, com poucas mudanças significativas em qualquer medição para todos os grupos. O SpO2 permaneceu entre 82-99% para todos os grupos, enquanto a temperatura corporal foi mantida entre 36,5-37,5 °C. Observamos que tanto a posição do pulso-oxímetro quanto a temperatura corporal influenciaram as medidas de SpO2. Se observamos uma leitura inválida do oxímetro de pulso, ajustamos a colocação do sensor e do nível de aquecimento para manter a temperatura do corpo do núcleo estável.
Foi realizada uma ANOVA bidirecional com correção de Bonferroni para determinar a significância dos dados na Figura 5, Figura 6 e Figura 7. Um valor pinferior a 0,05 foi considerado significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagrama de configuração de tubulação para indução anestésico e manutenção do cone do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagrama de configuração de tubo para indução anestésico, intubação e ventilação. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: Os camundongos receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação através de um suporte de intubação com um cone integrado do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Colocação integrada do sensor de oxímetro de pulso sobre a pata traseira. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: A frequência cardíaca média ao longo de 15 minutos ± SD com ar de quarto (RA) ou 100% oxigênio (O2) fornecido através do cone do nariz ou ventilado através do tubo traqueal (n=5/grupo). Não foi observada diferença significativa entre os grupos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valores da frequência cardíaca (bpm) registrados após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios da frequência cardíaca calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na frequência cardíaca durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Os níveis de saturação de oxigênio tecidual (%) após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios de SpO2 calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na SpO2 durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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5.7K visualizações.  Kent Scientific Corporation. Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

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The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

O Uso de cistometria em pequenos roedores: Um Estudo de Chemosensation Bexiga

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Medicina

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Uso de Modelo Animal de Sepse para avaliar novas terapias à base de plantas

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

O uso de um baixo fluxo Sistema de Anestesia Digital para camundongos e ratos

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Uso de um Modelo de Leitão para o Estudo da Neurotoxicidade de Desenvolvimento induzida por Anestesismo (AIDN): Uma Abordagem de Neurociências Translacionais

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Sucrose Preference and Novelty-Induced Hypophagia Tests in Rats using an Automated Food Intake Monitoring System

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral studies in animal models. In this protocol, to study depression-like and anhedonic behavior in rats, the established sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests are combined with an automated food and liquid intake monitoring system. Prior to testing, in the sucrose preference paradigm, male rats are trained for at least 2 days to consume a sucrose solution in addition to tap water. During the test, rats are again exposed to water and sucrose solution. Consumption is registered every second by the automated system. The ratio of sucrose to total water intake (sucrose preference ratio) is a surrogate parameter for anhedonia. In the novelty-induced hypophagia test, male rats undergo a training period in which they are exposed to a palatable snack. During training, rodents show a stable baseline snack intake. On test day, the animals are transferred from home cages into a fresh, empty cage representing a novel unknown environment with access to the known palatable snack. The automated system records the total intake and its underlying microstructure (e.g., latency to approaching the snack), providing insight into anhedonic and anxious behaviors. The combination of these paradigms with an automated measuring system provides more detailed information, along with higher accuracy by reducing measuring errors. However, the tests use surrogate parameters and only depict depression and anhedonia in an indirect manner.

Presented here is a protocol to study depression-like and anhedonic behavior in rats. It combines two well-established behavioral methods, the sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests, with an automated food and liquid intake monitoring system, to indirectly investigate rodent behavior using surrogate parameters.

Preferência por sacarose e testes de hipofagia induzidos por novidades em ratos usando um sistema automatizado de monitoramento da ingestão de alimentos

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral ...

Reconstrução 3D para o diagnóstico e tratamento de nódulos pulmonares

A 3D Digital Model for the Diagnosis and Treatment of Pulmonary Nodules

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating pulmonary nodules, and these approaches are progressively being acknowledged and adopted by physicians and patients. Nonetheless, constructing a relatively universal 3D digital model of pulmonary nodules for diagnosis and treatment is challenging due to device differences, shooting times, and nodule types. The objective of this study is to propose a new 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation. Many AI-driven pulmonary nodule detection and recognition methods employ deep learning techniques to capture the radiological features of pulmonary nodules, and these methods can achieve a good area under-the-curve (AUC) performance. However, false positives and false negatives remain a challenge for radiologists and clinicians. The interpretation and expression of features from the perspective of pulmonary nodule classification and examination are still unsatisfactory. In this study, a method of continuous 3D reconstruction of the whole lung in horizontal and coronal positions is proposed by combining existing medical image processing technologies. Compared with other applicable methods, this method allows users to rapidly locate pulmonary nodules and identify their fundamental properties while also observing pulmonary nodules from multiple perspectives, thereby providing a more effective clinical tool for diagnosing and treating pulmonary nodules.

Autor em destaque: um modelo digital 3D para o diagnóstico e tratamento de nódulos pulmonares  

The objective of this study is to develop a novel 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a communication bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation.

Modelo Digital 3D para Diagnóstico e Tratamento de Nódulos Pulmonares

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating ...

Análise quantitativa da distribuição da rigidez hepática

A Three-Dimensional Digital Model for Early Diagnosis of Hepatic Fibrosis Based on Magnetic Resonance Elastography

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the disease. Despite the good progress made with the liver stiffness map (LSM) based on magnetic resonance elastography (MRE), there are still some limitations that need to be overcome, including manual focus determination, manual selection of regions of interest (ROIs), and discontinuous LSM data without structural information, which makes it impossible to evaluate the liver as a whole. In this study, we propose a novel three-dimensional (3D) digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis based on MRE.
MRE is a non-invasive imaging technique that employs magnetic resonance imaging (MRI) to measure the liver stiffness at the scanning site through human-computer interaction. Studies have indicated a significant positive correlation between the LSM obtained through MRE and the degree of hepatic fibrosis. However, for clinical purposes, a comprehensive and precise quantification of the degree of hepatic fibrosis is necessary. To address this, the concept of Liver Stiffness Distribution (LSD) was proposed in this study, which refers to the 3D stiffness volume of each liver voxel obtained by the alignment of 3D liver tissue images and MRE indicators. This provides a more effective clinical tool for the diagnosis and treatment of hepatic fibrosis.

Autor em destaque: Avançando no diagnóstico de fibrose hepática usando elastografia por ressonância magnética e IA 

The objective of this study was to develop a novel three-dimensional digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis, which includes the stiffness of each voxel in the patient's liver and can thus, be used to calculate the distribution ratio of the patient's liver at different fibrosis stages.

Modelo digital tridimensional para diagnóstico precoce de fibrose hepática baseado em elastografia por ressonância magnética

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the ...