Name: use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents at JoVE.com

Os autores não têm reconhecimentos.

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais purdue.
1. Instalação do vaporizador de baixo fluxo
<ol><li>Entrega de isoflurane ou sevoflurano<ol>
<li>Selecione uma fonte de gás transportador. Para utilizar a bomba de ar interna, remova a tampa vermelha da porta de entrada na parte de trás do sistema, permitindo que o sistema ingestão de ar da sala. Para usar gás comprimido, use um regulador de pressão ou redutor de pressão definido para 15 PSI e conecte-se à porta de gás comprimido na parte de trás do sistema.</li>
		<li>Conecte o recipiente de carvão à porta de escape.</li>
		<li>Conecte o Conector do Acessório às portas Inspiratory e Expiratory na parte frontal do sistema. Conecte a câmara de indução a ramos com clipes azuis e o cone do nariz a ramos com clipes brancos(Figura 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Conecte o tubo do conector de intubação aos clipes amarelos codificados(Figura 2).</li>
		<li>Calibrar o ventilador realizando uma calibração no espaço morto. A partir da tela de ventilação, configuraçãode toque e, em seguida, Calib & Testes. Selecione a calibração do deadspace e pressione o Disce B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Conecte o sensor à porta na parte de trás do sistema, rotulado MouseSTAT.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Conecte a almofada de aquecimento à porta 'Pad Power' na parte frontal do sistema.</li>
		<li>Conecte um sensor à porta "Body Sensor" e o outro à porta 'Pad Sensor'. Fixar o sensor pad na almofada de aquecimento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Configure as configurações
<ol><li>Para anestesia<ol>
<li>Poder no sistema de anestesia. Da tela de execução anest, touch set Up.</li>
		<li>Escolha o agente anestésico. Toque no Tipo Aneste, em seguida, gire o Dial B para selecionar Isoflurane ou Sevoflurane.</li>
		<li>Ajuste o tamanho da seringa. Toque no tamanho da seringae, em seguida, gire o Mostrador B para selecionar um tamanho.</li>
		<li>Toque de volta para retornar à tela de corrida mais anest.</li>
		<li>Usando o adaptador de tampa da garrafa, encha a seringa com anestésico.</li>
		<li>Conecte a seringa ao sistema de anestesia. Toque em Remover para mover o bloco de empurrador para trás, se necessário.</li>
		<li>Prime a seringa. Toque e segure Prime para mover o bloco de empurrador para a frente até que o bloco de empurrador toque na parte superior do êmbolo da seringa. Girar B enquanto segura o botão Prime regula a velocidade do bloqueio do empurrador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para ventilação mecânica<ol>
<li>Toque na guia Tela de execução de ventilação e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque o Peso Corporal e digite o peso do animal.</li>
		<li>Toque em Prioridade para escolher ventilação controlada por volume ou pressão. A configuração de peso corporal define automaticamente a taxa respiratória adequada e os volumes das marés.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para oximetria de pulso<ol>
<li>Toque na guia Oxi Run Screen e, em seguida, configure.</li>
		<li>Toque no RH e gire o Dial B para definir a leitura mínima permitida da frequência cardíaca. Predefinições estão disponíveis.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para o aquecimento<ol>
<li>Da tela de corrida quente, configuraçãode toque . Escolha um método de aquecimento e ajuste de temperatura de destino.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inicie a entrega de anestesia
<ol><li>Anestesiar o rato<ol>
<li>A partir da tela Anest Run,toque em Iniciar a Indução para iniciar o fluxo de ar. A taxa de fluxo de indução padrão é de 500 mL/min. O mostrador de giro A ajusta a taxa de fluxo conforme necessário.</li>
		<li>Coloque o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico para 3% para isoflurane.</li>
		<li>Monitore até que o rato alcance o plano anestésico desejado, determinado por uma diminuição na taxa de respiração e uma perda de reflexo de retração quando a câmara é derrubada. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico conforme necessário.</li>
		<li>Uma vez que o animal tenha perdido o reflexo de redoeamento e seja suficientemente anestesiado, toque em Stop Induction.</li>
		<li>Se desejar, toque na Câmara flush para esvaziar a câmara de gás anestésico residual.</li>
		<li>Abra os grampos que levam ao cone do nariz e feche os grampos que levam à câmara.</li>
		<li>Toque no cone do nariz. A configuração de peso corporal determina a taxa de fluxo do cone do nariz, embora possa ser ajustada manualmente girando o Mostrador A.</li>
		<li>Encaixe imediatamente o cone do nariz e centralizar o animal na almofada de aquecimento infravermelho.</li>
		<li>Insira o sensor animal como uma sonda retal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Iniciar a ventilação mecânica
<ol><li>Entubar o animal.<ol>
<li>Transfira o animal para a fase de intubação mantendo o animal anestesiado.</li>
		<li>Suspenda o animal de seus incisivos superiores usando um fio fixado no estágio de intubação vertical(Figura 3).</li>
		<li>Desloque suavemente a língua do animal para o lado e visualize a traqueia usando as luzes fornecidas no kit de entubação.</li>
		<li>Insira cuidadosamente o tubo traqueal e verifique a colocação correta conectando a bexiga de ar pequena ao tubo e verificando se os pulmões inflam.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Conecte o tubo endotraqueal à tubulação de ventilação.</li>
	<li>Toque no Cone do Nariz do Toquee, em seguida, toque no Ventilador de Partida. NOTA: A configuração de peso corporal determina automaticamente a taxa de respiração adequada e os volumes das marés. Para realizar a ventilação controlada por pressão, ajuste a pressão inspiratória alvo entre 15-18 cm H2O. Faça ajustes nas configurações do ventilador conforme necessário nos protocolos cirúrgicos.</li>
</ol>5. Inicie o monitoramento fisiológico
<ol><li>Coloque o sensor sobre a pata traseira do animal(Figura 4). O Oximetro de Pulso começará a ler HR e SpO2 automaticamente. Toque na guia de tela Oxi Run para visualizar dados de oximetria de pulso.</li>
</ol>

<ol>
	<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. 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Este projeto foi apoiado com equipamentos e financiamento pela Kent Scientific Corporation. Os autores Krista Bigiarelli e Dave FitzMiller são funcionários da Kent Scientific Corporation que fabrica equipamentos usados neste artigo. A publicação de acesso aberto deste artigo é patrocinada pela Kent Scientific Corporation.

Este sistema digital de anestesia de baixo fluxo integra sistemas de anestesia, ventilação, aquecimento e monitoramento fisiológico em um único equipamento. Além disso, o sistema contém uma bomba interna, permitindo que ela desenhe ar ambiente para uso como gás transportador, eliminando a necessidade de uma fonte de gás comprimido.
Neste procedimento, o sistema é usado como um único equipamento para substituir um vaporizador anestésico, ventilador mecânico, oxímetro de pulso e almofada de aquecimento. Anteriormente, demonstramos a entrega anestésico a uma vazão de 100mL/min2. As configurações da taxa de fluxo são fundamentais para esta técnica de entrega anestésico, pois a taxa de fluxo controla diretamente o volume de anestésico líquido utilizado. Também demonstramos anteriormente como o uso de baixas taxas de fluxo economiza líquido anestésico1,2. Quando um vaporizador tradicional é conectado a um ventilador mecânico, o vaporizador deve funcionar continuamente enquanto o respirador inleta amostras do fluxo de gás. No caso do vaporizador digital com ventilador integrado, apenas o gás necessário para ventilação é a saída pelo ventilador. Isso reduz os custos associados ao líquido anestésico, gases portadores e filtros de carvão.
Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, há limitações também. Este sistema foi projetado para operar a baixas taxas de fluxo ideais para roedores e outros pequenos mamíferos, mas não fornece anestesia acima das taxas de fluxo de 1000 mL/min. Este sistema em particular é, portanto, adequado apenas para pequenas espécies animais. O oxímetro de pulso integrado inclui um sensor apenas para uso de patas. O sensor não é recomendado para uso na cauda, o que pode ser uma limitação para certos procedimentos cirúrgicos. Além disso, enquanto a taxa de respiração pode ser monitorada através deste sistema através do sensor de patas, pode ser difícil obter gravações respiratórias consistentes durante um longo período de tempo. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, este sistema digital requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso em casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de queda de energia, podendo alimentar o sistema através de várias horas de uso.
Esta configuração e protocolo demonstram o uso seguro e eficaz de um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico. Esta configuração será útil para quaisquer laboratórios com espaços limitados de banco, ou onde não é viável abrigar vários equipamentos e tubos perto de um campo cirúrgico. Há inúmeros benefícios para um sistema all-in-one, incluindo a eliminação de tanques de gás comprimido e equipamentos de monitoramento fisiológico separados. No geral, esse sistema integrado poderia ser considerado por grupos onde o uso de um vaporizador tradicional não é o ideal.

Pesquisas envolvendo modelos animais muitas vezes exigem equipamentos especializados de coleta de dados. Existem dois tipos comuns de vaporizador anestésico comumente usado para cirurgias de pequenos animais. Os vaporizadores anestésicos tradicionais dependem da vaporização passiva de anestésicos voláteis à base da pressão atmosférica e do fluxo de gás1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Eles são projetados para operar a taxas de fluxo de 0,5 L/min a 10 L/min, tornando-os ideais para grandes modelos animais11.
Recentemente demonstramos os efeitos de um vaporizador digital de baixo fluxo em comparação com um vaporizador tradicional12,13. O sistema de anestesia digital de baixo fluxo pode ser usado para manter um animal em um cone de nariz a taxas de fluxo muito baixas de 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal14,15,16.
Há inúmeros benefícios em usar um sistema de anestesia digital. Ele incorpora uma bomba embutida, que se desenha no ar ambiente para usar como gás transportador. Isso permite que o usuário administre anestesia sem o uso de gás comprimido. Estudos recentes17,18 sugeriram que o uso de ar em vez de oxigênio como gás transportador pode ser benéfico para muitos procedimentos.
Os recursos de monitoramento e aquecimento fisiológico também podem ser instalados no sistema digital de anestesia de baixo fluxo. Na maioria das instituições, o aquecimento animal e o monitoramento fisiológico são exigidos pelos Comitês Institucionais de Cuidado e Uso de Animais19,20,21,22. Estudos comparando os efeitos fisiológicos dos agentes anestésicos têm mostrado uma depressão drástica da temperatura corporal, função cardíaca e função respiratória23,24,25. Colocar o animal em uma almofada de aquecimento para monitorar e manter uma temperatura corporal normal é frequentemente necessário. Existem muitos métodos de aquecimento animal disponíveis, como aquecedores de água morna, almofadas elétricas de aquecimento e lâmpadas de calor, mas cada um deles tem desvantagens significativas. Em estudos comparando diferentes métodos de aquecimento animal, o aquecimento infravermelho distante tem sido o mais benéfico26. O vaporizador digital inclui o aquecimento infravermelho homeomérmico para manter uma temperatura corporal animal específica. Isso elimina as necessidades de quaisquer controladores adicionais de almofada de aquecimento.
Além de monitorar a temperatura corporal, a oximetria de pulso é um método popular de monitoramento da frequência cardíaca do animal e saturação de oxigênio. Este método não invasivo é simples, preciso e fornece uma avaliação geral da capacidade do animal de regular os níveis de oxigenação sanguínea. Um sensor de pata para oximetria de pulso pode ser conectado ao sistema de anestesia, como já demonstramosanteriormente 2.
A ventilação mecânica é frequentemente necessária quando o animal está em períodos mais longos de anestesia, ou sempre que o padrão de respiração do animal precisa ser controlado. O vaporizador digital de baixo fluxo tem a capacidade de fornecer respirações controladas tanto no controle de pressão quanto no volume. Um ventilador integrado elimina a necessidade de um ventilador externo e os requisitos de configuração de tubulação em excesso.
Como todos esses monitores e recursos comuns são combinados em um único equipamento, a configuração do tubo é substancialmente simplificada. O objetivo deste protocolo é demonstrar a configuração e o uso de um sistema de anestesia digital all-in-one.

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

Vaporizadores digitais de baixo fluxo geralmente utilizam uma bomba de seringa para administrar diretamente anestésicos voláteis em um fluxo de gás transportador. De acordo com as recomendações de bem-estar animal, os animais são aquecidos e monitorados durante os procedimentos que requerem anestesia. Equipamentos comuns de anestesia e monitoramento fisiológico incluem tanques de gás, vaporizadores e estandes anestésicos, controladores e almofadas de aquecimento, ventiladores mecânicos e oxímetros de pulso. Um computador também é necessário para a coleta de dados e para executar software de equipamento. Em espaços menores ou ao realizar o trabalho de campo, pode ser desafiador configurar todo este equipamento em espaço limitado.
O objetivo deste protocolo é demonstrar as melhores práticas para o uso de um vaporizador digital de baixo fluxo usando oxigênio comprimido e ar ambiente, juntamente com um ventilador mecânico integrado, oxímetro de pulso e aquecimento infravermelho distante como uma anestesia all-inclusive e suíte de monitoramento fisiológico ideal para roedores.

Dez semanas de idade, machos, camundongos tipo selvagem C57Bl6j pesando 25,41 ± 0,8 g foram utilizados para este estudo. Os camundongos foram anestesiados e mantidos em um cone de nariz ou entubados e mantidos em um ventilador mecânico integrado com isoflurane de 1,5-2,5% enquanto a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio foram monitoradas. Os animais foram agrupados em microsolação e forneceram livre acesso à comida de roedores padrão e água por garrafa.
A frequência cardíaca e a SpO2 foram monitoradas durante a manutenção via oximetria de pulso(Figura 5, Figura 6e Figura 7, A temperatura corporal foi mantida em 36,5-37,5 °C através de uma almofada de aquecimento infravermelha e lâmpada de calor. Os animais ventilados receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação via suporte de intubação com cone integrado do nariz. Cada rato foi ventilado ou mantido com sucesso em um cone de nariz a baixas taxas de fluxo não superiores a 141 mL/min de ar de quarto (RA) ou oxigênio (O2) por 15 minutos. As frequências cardíacas dos animais e a saturação de oxigênio no sangue permaneceram estáveis, com poucas mudanças significativas em qualquer medição para todos os grupos. O SpO2 permaneceu entre 82-99% para todos os grupos, enquanto a temperatura corporal foi mantida entre 36,5-37,5 °C. Observamos que tanto a posição do pulso-oxímetro quanto a temperatura corporal influenciaram as medidas de SpO2. Se observamos uma leitura inválida do oxímetro de pulso, ajustamos a colocação do sensor e do nível de aquecimento para manter a temperatura do corpo do núcleo estável.
Foi realizada uma ANOVA bidirecional com correção de Bonferroni para determinar a significância dos dados na Figura 5, Figura 6 e Figura 7. Um valor pinferior a 0,05 foi considerado significativo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Figura 1: Diagrama de configuração de tubulação para indução anestésico e manutenção do cone do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Figura 2: Diagrama de configuração de tubo para indução anestésico, intubação e ventilação. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Figura 3: Os camundongos receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação através de um suporte de intubação com um cone integrado do nariz. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Figura 4: Colocação integrada do sensor de oxímetro de pulso sobre a pata traseira. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Figura 5: A frequência cardíaca média ao longo de 15 minutos ± SD com ar de quarto (RA) ou 100% oxigênio (O2) fornecido através do cone do nariz ou ventilado através do tubo traqueal (n=5/grupo). Não foi observada diferença significativa entre os grupos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Figura 6: Valores da frequência cardíaca (bpm) registrados após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios da frequência cardíaca calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na frequência cardíaca durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Figura 7: Os níveis de saturação de oxigênio tecidual (%) após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios de SpO2 calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na SpO2 durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

5.8K visualizações.  Kent Scientific Corporation. Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

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Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

Avaliar as alterações na volátil Geral Anestésica Sensibilidade de Ratos após intervenção farmacológica local ou sistêmica

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Medicina

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

Método de Isolado<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusão pulmonar em um modelo de rato: Lições aprendidas com o desenvolvimento de um Programa PPEV Rat

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Não restrição EEG Radiotelemetria: Epidural e Deep intracerebral estereotáxica EEG Colocação de eletrodos

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Neurociência

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

O uso de um baixo fluxo Sistema de Anestesia Digital para camundongos e ratos

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Implante de janela de laminectomia e medula espinhal no mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Avaliação da mecânica respiratória em ratos usando a técnica de oscilações forçadas

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biologia

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Avaliação Biventricular da Função Cardíaca e Alças Pressão-Volume por Cateterismo Fechado de Tórax em Camundongos

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Imagens intravitais usando um microscópio invertido para rastrear a dinâmica das células da pele

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

Autor em destaque: Desenvolvendo uma ferramenta para o uso de microscópios confocais invertidos para imagens intravitais in vivo 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

Abordagem simplificada de imagem intravital para monitoramento de longo prazo da dinâmica do tecido epitelial em um microscópio confocal invertido

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...