Name: use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents at JoVE.com

Die Autoren haben keine Anerkennung.

Alle Tierversuche wurden vom Purdue Animal Care and Use Committee genehmigt.
1. Einrichtung des Low-Flow-Verdampfers
<ol><li>Isoflurane oder Sevofluran Lieferung<ol>
<li>Wählen Sie eine Trägergasquelle aus. Um die interne Luftpumpe zu nutzen, entfernen Sie die rote Kappe aus dem Einlassanschluss auf der Rückseite des Systems, so dass das System Raumluft aufnehmen kann. Um komprimiertes Gas zu verwenden, verwenden Sie einen Druckregler oder Druckminderer, der auf 15 PSI eingestellt ist, und schließen Sie ihn an den Komprimierten Gasanschluss auf der Rückseite des Systems an.</li>
		<li>Schließen Sie den Holzkohlekanister an den Auspuffanschluss an.</li>
		<li>Schließen Sie den Zubehöranschluss an die Inspiratory- und Expiratory-Ports an der Vorderseite des Systems an. Verbinden Sie die Induktionskammer mit Zweigen mit blauen Clips und den Nasenkegel mit Zweigen mit weißen Clips (Abbildung 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für die mechanische Belüftung<ol>
<li>Schließen Sie den Intubationsanschluss mit den gelbcodierten Clips an (Abbildung 2).</li>
		<li>Kalibrieren Sie das Beatmungsgerät, indem Sie eine Totraumkalibrierung durchführen. Tippen Sie auf dem Vent Run Screenauf Setupund dann auf Calib & Tests. Wählen Sie Deadspace Calibration und drücken Sie Dial B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für Pulsoximetrie<ol>
<li>Schließen Sie den Sensor an den Anschluss auf der Rückseite des Systems mit der Bezeichnung MouseSTAT an.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zur Erwärmung<ol>
<li>Schließen Sie das Wärmepad an den "Pad Power"-Anschluss an der Vorderseite des Systems an.</li>
		<li>Schließen Sie einen Sensor an den "Body Sensor"-Anschluss und den anderen an den "Pad Sensor"-Anschluss an. Befesten Sie den Pad-Sensor am Wärmepad.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Konfigurieren Sie die Einstellungen
<ol><li>Für Anästhesie<ol>
<li>Stromversorgung des Anästhesiesystems. Tippen Sie auf dem Anest Run Screenauf Setup.</li>
		<li>Wählen Sie das Anästhetikum aus. Tippen Sie auf Typ Anest, und drehen Sie dann Dial B, um Isoflurane oder Sevofluran auszuwählen.</li>
		<li>Stellen Sie die Spritzengröße ein. Berühren Sie die Spritzengröße, und aktivieren Sie dann Zifferblatt B, um eine Größe auszuwählen.</li>
		<li>Berühren Sie zurück, um zum Anest Run Screenzurückzukehren.</li>
		<li>Füllen Sie die Spritze mit dem Flaschendeckeladapter mit Anästhetikum.</li>
		<li>Schließen Sie die Spritze an das Anästhesiesystem an. Berühren Sie Entfernen, um den Pusher-Block bei Bedarf rückwärts zu bewegen.</li>
		<li>Prime die Spritze. Berühren und halten Sie Prime, um den Drückerblock nach vorne zu bewegen, bis der Schubblock die Oberseite des Spritzenkolbens berührt. Das Drehen von B beim Halten der Prime-Taste regelt die Druckblockgeschwindigkeit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für die mechanische Belüftung<ol>
<li>Berühren Sie die Registerkarte Entlüftungsbildschirm, und richten Sie dann Setupein.</li>
		<li>Berühren Sie das Körpergewicht und geben Sie das Gewicht des Tieres ein.</li>
		<li>Berühren Sie Priorität, um Volumen oder druckgesteuerte Belüftung zu wählen. Die Einstellung Körpergewicht legt automatisch die entsprechenden Atemfrequenzen und Gezeitenmengen fest.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für Pulsoximetrie<ol>
<li>Berühren Sie die Registerkarte Oxi Run Screen, und richten Sie dann Setupein.</li>
		<li>Berühren Sie HR, und drehen Sie Dial B, um die minimale zulässige Herzfrequenzmessung festzulegen. Voreinstellungen sind verfügbar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zur Erwärmung<ol>
<li>Tippen Sie auf dem Warm Run Screenauf Setup. Wählen Sie eine Erwärmungsmethode und eine Zieltemperatureinstellung aus.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Beginnen Sie die Anästhesie-Lieferung
<ol><li>Anästhesisieren der Maus<ol>
<li>Berühren Sie vom Anest Run ScreenStart Induction, um den Luftstrom zu starten. Die Standard-Induktionsdurchflussrate beträgt 500 ml/min. Das Drehrad A passt den Durchfluss nach Bedarf an.</li>
		<li>Legen Sie die Maus in die Induktionskammer und schließen Sie den Deckel fest. Stellen Sie das Anästhesiemittel-Konzentrationszifferblatt für Isofluran auf 3 % ein.</li>
		<li>Überwachen Sie, bis die Maus die gewünschte Anästhesieebene erreicht hat, bestimmt durch eine Abnahme der Atmungsrate und einen Verlust des Rechtenreflexes, wenn die Kammer gekippt wird. Passen Sie das Anästhesiemittel-Konzentrationszifferblatt nach Bedarf an.</li>
		<li>Sobald das Tier den Rechtenreflex verloren hat und ausreichend beäpftisiert ist, berühren Sie Stop Induction.</li>
		<li>Berühren Sie auf Wunsch Flush Chamber, um die Kammer des Restanästhetikums zu entleeren.</li>
		<li>Öffnen Sie die Klemmen, die zum Nasenkegel führen, und schließen Sie die Klemmen, die zur Kammer führen.</li>
		<li>Touch Start Nase Kegel. Die Einstellung Körpergewicht bestimmt den Nasenkegeldurchfluss, kann jedoch manuell durch Drehen von Dial A eingestellt werden.</li>
		<li>Passen Sie sofort den Nasenkegel an und zentrieren Sie das Tier auf das Infrarot-Wärmepad.</li>
		<li>Setzen Sie den Animal Sensor als Rektalsonde ein.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Beginnen Sie mit der mechanischen Belüftung
<ol><li>Intubieren Sie das Tier.<ol>
<li>Übertragen Sie das Tier in das Intubationsstadium, während das Tier anästhetisiert bleibt.</li>
		<li>Das Tier mit einem auf der vertikalen Intubationsstufe fixierten Faden von seinen oberen Schneidezähnen aussetzen (Abbildung 3).</li>
		<li>Verdrängen Sie vorsichtig die Zunge des Tieres zur Seite und visualisieren Sie die Luftröhre mit den Lichtern im Intubationskit.</li>
		<li>Legen Sie vorsichtig Trachealrohr und überprüfen Sie die korrekte Platzierung durch den Anschluss der kleinen Luftblase an das Rohr und überprüfen, ob die Lunge aufbläht.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schließen Sie das Endotrachealrohr an die Lüftungsschläuche an.</li>
	<li>Touch Stop Nose Cone, und berühren Sie dann Start Ventilator. HINWEIS: Die Einstellung Körpergewicht bestimmt automatisch die richtige Atmungsrate und Gezeitenvolumina. Um eine druckgesteuerte Belüftung durchzuführen, stellen Sie den Inspiratorischen Druck zwischen 15-18 cmH2O ein. Nehmen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts je nach chirurgischen Protokollen an.</li>
</ol>5. Beginnen Sie mit der physiologischen Überwachung
<ol><li>Legen Sie den Sensor über die Hinterpfote des Tieres (Abbildung 4). Das Pulsoximeter beginnt automatisch mit dem Lesen von HR und SpO2. Berühren Sie die Oxi Run Screen Tab, um Pulsoximetriedaten anzuzeigen.</li>
</ol>

<ol>
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Dieses Projekt wurde von der Kent Scientific Corporation mit Ausrüstung und Finanzierung unterstützt. Die Autoren Krista Bigiarelli und Dave FitzMiller sind Mitarbeiter der Kent Scientific Corporation, die in diesem Artikel verwendete Geräte herstellt. Open-Access-Publikation dieses Artikels wird von Kent Scientific Corporation gesponsert.

Dieses digitale Low-Flow-Anästhesiesystem integriert Anästhesie-, Belüftungs-, Erwärmungs- und physiologische Überwachungssysteme in einem einzigen Gerät. Darüber hinaus enthält das System eine interne Pumpe, die es ermöglicht, Umgebungsluft für den Einsatz als Trägergas zu ziehen, wodurch eine Quelle von komprimiertem Gas entfällt.
Bei diesem Verfahren wird das System als einziges Gerät verwendet, um einen Anästhetikum-Verdampfer, mechanisches Beatmungsgerät, Pulsoximeter und Wärmepad zu ersetzen. Zuvor haben wir eine Anästhesieabgabe mit einer Durchflussrate von 100mL/min2demonstriert. Die Durchflussmengeneinstellungen sind für diese Anästhesie-Zufuhrtechnik entscheidend, da die Durchflussrate direkt das Volumen der verwendeten Flüssiganästhetikum steuert. Wir haben auch zuvor gezeigt, wie die Verwendung niedriger Durchflussraten Anästhesieflüssigkeit1,2einsparen kann. Wenn ein herkömmlicher Verdampfer an ein mechanisches Beatmungsgerät angeschlossen ist, muss der Verdampfer kontinuierlich laufen, während der Ventilator Proben aus dem Gasstrom einlupft. Beim digitalen Verdampfer mit integriertem Ventilator wird nur das für die Belüftung notwendige Gas vom Beatmungsgerät ausgedünnt. Dies reduziert die Kosten für Anästhesieflüssigkeiten, Trägergase und Holzkohlefilter.
Obwohl es viele Vorteile für die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Verdampfers gibt, gibt es auch Einschränkungen. Dieses System ist für den Betrieb mit niedrigen Durchflussraten ideal für Nagetiere und andere kleine Säugetiere ausgelegt, liefert aber keine Anästhesie über durchFlussraten von 1000 ml/min. Dieses spezielle System ist daher nur für kleine Tierarten geeignet. Das integrierte Pulsoximeter enthält einen Sensor nur für den Pfoteneinsatz. Der Sensor wird nicht für den Einsatz am Schwanz empfohlen, was eine Einschränkung für bestimmte chirurgische Eingriffe sein kann. Während die Atmungsrate über dieses System über den Pfotensensor überwacht werden kann, kann es schwierig sein, über einen längeren Zeitraum konsistente Atemaufnahmen zu erhalten. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer benötigt dieses digitale System Schließlich Strom. Batterien stehen für den Einsatz in Fällen zur Verfügung, in denen elektrischer Strom nicht verfügbar ist oder im Falle eines Stromausfalls, und können das System durch mehrere Stunden Nutzung mit Strom versorgen.
Dieses Setup und Protokoll demonstrieren den sicheren und effektiven Einsatz eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen. Dieses Setup wird für alle Labore mit begrenzten Bankräumen nützlich sein, oder wo es nicht möglich ist, mehrere Geräte und Schläuche in der Nähe eines chirurgischen Feldes unterzubringen. Ein All-in-One-System bietet zahlreiche Vorteile, darunter die Eliminierung von Komprimierten Gastanks und separate physiologische Überwachungsgeräte. Insgesamt könnte dieses integrierte System von Gruppen in Betracht gezogen werden, bei denen der Einsatz eines herkömmlichen Verdampfers nicht ideal ist.

Die Forschung mit Tiermodellen erfordert häufig spezielle Datenerfassungsgeräte. Es gibt zwei häufige Arten von Anästhesie-Verdampfer häufig für kleine Tierchirurgie verwendet. Herkömmliche Anästhesieverdampfer verlassen sich auf die passive Verdampfung von flüchtigen Anästhetika auf Basis von atmosphärischem Druck und Gasstrom1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Sie sind für den Betrieb mit Durchflussraten von 0,5 l/min bis 10 l/min ausgelegt und eignen sich daher ideal für große Tiermodelle11.
Wir haben vor kurzem die Auswirkungen eines Low-Flow-Digital-Verdampfers im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer12,13demonstriert. Das low-flow digital anesthesia system kann verwendet werden, um ein Tier auf einem Nasenkegel mit sehr niedrigen Durchflussraten von 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen des Tieres14,15,16zu halten.
Die Verwendung eines digitalen Anästhesiesystems bietet zahlreiche Vorteile. Es verfügt über eine eingebaute Pumpe, die Umgebungsluft anzieht, um sie als Trägergas zu verwenden. Dies ermöglicht es dem Anwender, Anästhesie ohne Denkanz zu verabreichen. Jüngste Studien17,18 haben vorgeschlagen, dass die Verwendung von Luft anstelle von Sauerstoff als Trägergas für viele Verfahren von Vorteil sein kann.
Physiologische Überwachungs- und Erwärmungsfunktionen können auch in das digitale Low-Flow-Anästhesiesystem eingebaut werden. In den meisten Einrichtungen sind die Erwärmung und physiologische Überwachung von Tieren und Gesundheitsfürsorge und Verwendungsausschüssen. 19,20,21,22erforderlich. Studien zum Vergleich der physiologischen Wirkungen von Anästhetika haben eine drastische Depression der Körpertemperatur, der Herzfunktion und der Atemfunktion23,24,25gezeigt. Es ist oft erforderlich, das Tier auf ein wärmendes Pad zu legen, um eine normale Körpertemperatur zu überwachen und aufrechtzuerhalten. Es gibt viele Methoden der Tiererwärmung zur Verfügung, wie Warmwasserbereiter, elektrische Heizkissen und Wärmelampen, aber jede von ihnen hat erhebliche Nachteile. In Studien, die verschiedene Methoden der Tiererwärmung vergleichen, wurde festgestellt, dass die Ferninfraroterwärmung die vorteilhaftesten26ist. Der digitale Verdampfer beinhaltet eingebaute hausotherme Ferninfraroterwärmung, um eine bestimmte Körpertemperatur zu erhalten. Dadurch entfällt der Bedarf an zusätzlichen Wärmepad-Controllern.
Neben der Überwachung der Körpertemperatur ist die Pulsoximetrie eine beliebte Methode zur Überwachung der Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung des Tieres. Diese nichtinvasive Methode ist einfach, genau und bietet eine Gesamtbewertung der Fähigkeit des Tieres, den Sauerstoffgehalt im Blut zu regulieren. Ein Pfotensensor für die Pulsoximetrie kann an das Anästhesiesystem angeschlossen werden, wie wir bereits2gezeigt haben.
Mechanische Belüftung ist oft erforderlich, wenn das Tier unter längeren Anästhesiezeiten steht oder wenn das Atmungsmuster des Tieres kontrolliert werden muss. Der Low-Flow-Digital-Verdampfer ist in der Lage, kontrollierte Atemzüge in der Druck- oder Lautstärkeregelung zu liefern. Ein integriertes Beatmungsgerät macht ein externes Beatmungsgerät und überschüssige Rohreinstellungen überflüssig.
Da alle diese gängigen Monitore und Funktionen zu einem einzigen Gerät kombiniert werden, wird die Rohreinrichtung erheblich vereinfacht. Der Zweck dieses Protokolls ist es, die Einrichtung und Verwendung eines All-in-One-Digitalanästhesiesystems zu demonstrieren.

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

Low-Flow-Digital-Verdampfer verwenden häufig eine Spritzenpumpe, um flüchtige Anästhetika direkt in einen Strom von Trägergas zu verabreichen. Gemäß Tierschutzempfehlungen werden die Tiere während der anästhesiepflichtigen Eingriffe erwärmt und überwacht. Zu den gängigen Anästhesie- und physiologischen Überwachungsgeräten gehören Gastanks, Anästhesieverdampfer und -ständer, Wärmeregler und -pads, mechanische Beatmungsgeräte und Pulsoximeter. Ein Computer ist auch für die Datenerfassung und den Betrieb von Gerätesoftware erforderlich. In kleineren Räumen oder bei Feldarbeiten kann es schwierig sein, all diese Geräte auf begrenztem Raum zu konfigurieren.
Das Ziel dieses Protokolls ist es, Best Practices für die Verwendung eines low-flow digitalen Verdampfers mit komprimiertem Sauerstoff und Raumluft zu demonstrieren, zusammen mit einem integrierten mechanischen Beatmungsgerät, Pulsoximeter und Weitinfraroterwärmung als All-inclusive-Anästhesie und physiologische Überwachungssuite ideal für Nagetiere.

Für diese Studie wurden zehn Wochen alte, männliche, wilde Mäuse des Typs C57Bl6j mit einem Gewicht von 25,41 ± 0,8 g verwendet. Die Mäuse wurden anästhesiert und auf einem Nasenkegel gehalten oder intubiert und auf einem integrierten mechanischen Beatmungsgerät mit 1,5-2,5% Isofluran gewartet, während Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung überwacht wurden. Die Tiere wurden in Mikroisolationskaging untergebracht und boten freien Zugang zu Standard-Nagetier-Chow und Wasser per Flasche.
Herzfrequenz und SpO2 wurden während der Wartung über Pulsoximetrie überwacht(Abbildung 5, Abbildung 6und Abbildung 7,). Die Körpertemperatur wurde über ein Infrarot-Heizkissen und eine Wärmelampe bei 36,5-37,5 °C gehalten. Belüftete Tiere erhielten während des Intubationsvorgangs kontinuierlich Isofluran über Intubationsständer mit integriertem Nasenkegel. Jede Maus wurde erfolgreich 15 Minuten lang mit einem Nasenkegel bei niedrigen Durchflussraten von nicht mehr als 141 ml/min Raumluft (RA) oder Sauerstoff (O2) belüftet oder gewartet. Die Herzfrequenzen und die Sauerstoffsättigung des Blutes blieben stabil, wobei es in beiden Messungen für alle Gruppen nur wenige signifikante Veränderungen gab. SpO2 blieb für alle Gruppen zwischen 82-99%, während die Körpertemperatur zwischen 36,5-37,5 °C gehalten wurde. Wir beobachteten, dass sowohl die Position des Pulsoximeters als auch die Körpertemperatur die SpO2-Messungen beeinflussten. Wenn wir einen ungültigen Messwert aus dem Puls-Oximeter beobachtethaben, haben wir die Platzierung des Sensors und den Heizpegel angepasst, um die Körpertemperatur des Kernkörpers stabil zu halten.
Eine zweiseitig durchgeführte ANOVA mit Bonferroni-Korrektur wurde durchgeführt, um die Signifikanz der Daten in Abbildung 5, Abbildung 6 und Abbildung 7zu bestimmen. Ein p-Wertkleiner als 0,05 wurde als signifikant angesehen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Abbildung 1: Diagramm des Schlauchaufbaus für die Anästhesieinduktion und Dienosekegelpflege. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Abbildung 2: Diagramm des Rohraufbaus für Anästhesieind, Intubation und Belüftung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Abbildung 3: Mäuse erhielten während des Intubationsvorgangs eine kontinuierliche Lieferung von Isofluran über einen Intubationsständer mit integriertem Nasenkegel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Abbildung 4: Integrierte Pulsoximeter-Sensorplatzierung über der Hinterpfote. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Abbildung 5: Durchschnittliche Herzfrequenz über 15 Minuten ± SD mit Raumluft (RA) oder 100% Sauerstoff (O2), die durch Nasenkegel oder durch Trachealrohr (n=5/Gruppe) belüftet wird. Zwischen den Gruppen wurde kein signifikanter Unterschied beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Abbildung 6: Herzfrequenzwerte (bpm), die nach der ersten Anästhesieinduktion mit dem Niedrigstromanästhesiesystem aufgezeichnet wurden. Durchschnittliche Herzfrequenzwerte, berechnet aus 30-Sekunden-Zeitintervallen über einen Zeitraum von 15 Minuten. Jeder Datenpunkt steht für den Mittelwert ± SD aller Tiere in jeder Gruppe (n=5). In keiner Gruppe wurden über den 15-Minuten-Zeitraum signifikante Veränderungen der Herzfrequenz beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Abbildung 7: Die Gewebesauerstoffsättigung (%) nach der ersten Anästhesieinduktion mit dem Niedrigstromanästhesiesystem. Durchschnittliche SpO 2-Werte, die aus 30-Sekunden-Zeitintervallen über einen Zeitraum von 15 Minuten berechnet werden. Jeder Datenpunkt steht für den Mittelwert ± SD aller Tiere in jeder Gruppe (n=5). In keiner Gruppe wurden signifikante Veränderungen der SpO2 über den 15-Minuten-Zeitraum beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Hier stellen wir ein Protokoll zur sicheren und effektiven Verabreichung von Anästhetikum gasanmäusen mithilfe eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen vor.

Einsatz eines integrierten Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator und Physiologisches Überwachungssystem für Nagetiere

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

5.8K Aufrufe.  Kent Scientific Corporation. Hier stellen wir ein Protokoll zur sicheren und effektiven Verabreichung von Anästhetikum gasanmäusen mithilfe eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen vor.

Serie: Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

Beurteilung von Veränderungen in volatilen Vollnarkose Empfindlichkeit von Mäusen nach lokalen oder systemischen pharmakologischen Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Forschung

Medizin

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

Methode Isolated<em&gt; Ex vivo</em&gt; Lung Perfusion in einem Rattenmodell: Lehren aus Entwicklung einer Ratte EVLP Programm gelernt

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Nicht beschränkende EEG Radiotelemetrie: epidurale und Deep Intrazerebrale Stereotaktische EEG Elektrodenplatzierung

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Neurowissenschaften

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminektomie und Rückenmarksfenster-Implantation in der Maus

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

Auswertung der Atemwege Mechanik in Mäuse mit den Forced Oscillation Technique

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

Biologie

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

Biventrikuläre Beurteilung der Herzfunktion und der Druck-Volumen-Schleifen durch Closed-Thorax-Katheterisierung bei Mäusen

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Mess Druck Volumen Loops in der Maus

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Intravitale Bildgebung mit einem inversen Mikroskop zur Verfolgung der Dynamik von Hautzellen

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung eines Werkzeugs für den Einsatz von inversen konfokalen Mikroskopen für die In-vivo-Intravitalbildgebung 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

Optimierter intravitaler Bildgebungsansatz für die Langzeitüberwachung der Dynamik des Epithelgewebes auf einem inversen konfokalen Mikroskop

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...