著者は謝辞を持っていません。

すべての動物研究は、パデュー動物ケアと使用委員会によって承認されました。
1. 低流量気化器のセットアップ
<ol><li>イロフルランまたはセボフルランの配達<ol>
<li>キャリアガスの供給源を選択します。内部エアポンプを利用するには、システムの背面にある入口ポートから赤いキャップを取り外し、システムが室内の空気を吸い込むことを可能にします。圧縮ガスを使用するには、圧力調整器または圧力減圧器を15 PSIに設定し、システム背面の圧縮ガスポートに接続します。</li>
		<li>炭キャニスターを排気口に接続します。</li>
		<li>アクセサリコネクタを、システム前面のインスピタリポートと呼気用ポートに接続します。青いクリップで分岐に誘導チャンバーを接続し、鼻コーンを白いクリップで分岐します(図1)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>機械換気用<ol>
<li>挿管コネクタのチューブを黄色のコード化されたクリップに接続します(図2)。</li>
		<li>デッドスペースキャリブレーションを実行して、換気装置をキャリブレーションします。 [ベント実行] 画面で [セットアップ]をタップし、[ キャリブとテスト] をタップします。 デッドスペースのキャリブレーションを 選択し、 ダイヤルBを押します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>パルスオキシメトリー用<ol>
<li>センサーをシステム背面のポートに接続します(MouseSTATと表示)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>温暖化のため<ol>
<li>ウォーミングパッドをシステム前面の「パッドパワー」ポートに接続します。</li>
		<li>一方のセンサーを「ボディセンサー」ポートに接続し、もう一方のセンサーを「パッドセンサー」ポートに接続します。パッドセンサーをウォーミングパッドに固定します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 設定を構成する
<ol><li>麻酔用<ol>
<li>麻酔システムの電源を入れます。[ アネスト実行] 画面で、[ セットアップ] をタップします。</li>
		<li>麻酔薬を選択します。[ アネスト]をタッチし、[ダイヤル B] をオンにして イロフルラン または セボフルランを選択します。</li>
		<li>シリンジのサイズを設定します。[ シリンジ サイズ]をタップし、[ダイヤル B] をタップしてサイズを選択します。</li>
		<li>[戻る] をタップして、 アネスト実行画面に戻ります。</li>
		<li>ボトルトップアダプターを使用して、注射器に麻酔薬を充填します。</li>
		<li>注射器を麻酔システムに接続します。必要に応じてプッシャーブロックを後方に移動するには、[ 削除] を押します。</li>
		<li>注射器を盛り付けろ。押し出しブロックがシリンジプランジャーの上部に触れるまで、プッシャーブロックを前方に動かすために Prime をタッチして押さえます。 プライム ボタンを押しながらBを回すとプッシャーブロック速度が調節されます。</li>
	</ol>
</li>
	<li>機械換気用<ol>
<li>[ ベント実行画面 ] タブをタップし、[ セットアップ]をタップします。</li>
		<li>体重をタッチし、動物の体重を入力します。</li>
		<li>タッチ 優先順位 は、ボリュームまたは圧力制御換気を選択します。体重設定は、適切な呼吸数と潮の体積を自動的に設定します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>パルスオキシメトリー用<ol>
<li>[Oxi Run Screen]タブをタップし、[セットアップ]をタップします。</li>
		<li>HRをタッチし、ダイヤル B を回して、心拍数の最小読み取りを設定します。プリセットを使用できます。</li>
	</ol>
</li>
	<li>温暖化のため<ol>
<li>ウォームラン画面から[セットアップ]をタップします。温暖化方法と目標温度設定を選択します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 麻酔の配信を開始する
<ol><li>マウスを麻酔する<ol>
<li>アネスト実行画面から「誘導開始」をタッチして、エアーフローを開始します。デフォルトの誘導流量は 500 mL/min です。</li>
		<li>マウスを誘導チャンバーに置き、蓋をしっかりと閉じます。 麻酔薬濃度 ダイヤルをイオブルランの場合は3%に調整します。</li>
		<li>マウスが目的の麻酔面に到達するまで監視し、呼吸率の低下とチャンバーが転倒したときの右反射の喪失によって決定されます。必要に応じて麻酔 剤濃度 ダイヤルを調整します。</li>
		<li>動物が正しい反射を失い、十分に麻酔が付いたら、 誘導を停止をタッチします。</li>
		<li>必要に応じて、残存麻酔ガスのチャンバーを空にするために フラッシュチャンバー をタッチします。</li>
		<li>ノーズコーンにつながるクランプを開き、チャンバーに通じるクランプを閉じます。</li>
		<li>タッチ スタートノーズコーン.[ボディ ウェイト] 設定では、ノーズ コーンの流量を決定しますが、ダイヤル A を回すことで手動で調整できます。</li>
		<li>すぐにノーズコーンを装着し、赤外線ウォーミングパッドの上に動物を中央に配置します。</li>
		<li>動物センサーを直腸プローブとして挿入します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 機械換気を開始
<ol><li>動物を挿管します。<ol>
<li>動物を麻酔しながら挿管段階に動物を移す。</li>
		<li>垂直挿管段階に固定された糸を使用して、動物を上切歯から吊り下げます(図3)。</li>
		<li>動物の舌をそっと横にずらし、挿管キットに付属のライトを使用して気管を視覚化します。</li>
		<li>気管チューブを慎重に挿入し、小さな空気の膀胱をチューブに接続し、肺が膨張するかどうかを確認することによって、正しい配置を確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>気管内チューブを換気チューブに接続します。</li>
	<li>[鼻のコーンを止める]をタッチし、[人工呼吸器の開始]をタッチします。 注: [体重]設定では、適切な呼吸数と潮量が自動的に決定されます。圧力制御換気を行うには、15-18 cm H2O. 外科プロトコルごとに必要に応じて人工呼吸器の設定を調整する間で、目標の吸気圧力を設定します。</li>
</ol>生理的モニタリングを開始
<ol><li>動物の後足の上にセンサーを置きます(図4)。パルスオキシメータはHRとSpO2 の読み取りを自動的に開始します。 オキシラン画面タブ をタッチしてパルスオキシメトリーデータを表示します。</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWard%2C+CS+%22Physical+principles+and+maintenance.+Anaesthetic+equipment%22">Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment</a>. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436(2016).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+%26+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media & Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li>
<li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging%3A+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Imaging+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192(2008).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTranquilli%2C+WJ+%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+and+Pharmaceutical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals.+8th+edn%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn</a>. , The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
<li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+%28Cavia+porcellus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li>
<li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li>
</ol>

このプロジェクトは、ケントサイエンティフィック株式会社の設備と資金で支援されました。著者クリスタ・ビギアレリとデイブ・フィッツミラーは、この記事で使用される機器を製造するケント・サイエンティフィック・コーポレーションの従業員です。この記事のオープンアクセス出版物はケントサイエンティフィック株式会社が主催しています。

このデジタル低流量麻酔システムは、麻酔、換気、温暖化、および生理学的モニタリングシステムを単一の装置に統合します。さらに、システムは、それがキャリアガスとして使用するために周囲の空気を引き込むことを可能にする内部ポンプを含み、圧縮ガスの供給源の必要性を排除する。
この手順では、システムは麻酔気化器、機械換気装置、パルスオキシメータ、およびウォーミングパッドを交換するための唯一の装置として使用されます。以前は、100mL/min2の流量で麻酔送達を実証しました。流量は液体麻酔薬の体積を直接制御するので、この麻酔伝達技術では流量設定が重要です。また、低流量を使用して麻酔液1,2を節約する方法も以前に実証しました。従来の気化器が機械式人工呼吸器に接続されている場合、気化器はガス流からの換気口サンプル中に連続的に動かなければなりません。人工呼吸器を内蔵したデジタル気化器の場合、換気装置によって換気に必要なガスのみが出力される。これにより、麻酔液、キャリアガス、および炭フィルターに関連するコストが削減されます。
低流量デジタル気化器を使用することには多くの利点がありますが、制限もあります。このシステムはげっ歯類および他の小さい哺乳動物にとって理想的な低流量で作動するように設計されているが、1000 mL/minの流速より上の麻酔を提供しない。この特定のシステムは、したがって、小動物種にのみ適しています。統合された脈拍の酸化器は足の使用のためのセンサーを含んでいる。センサーは尾部の使用のために推薦されない、ある特定の外科処置のための制限であるかもしれない。また、このシステムを通して足センサを介して呼吸速度を監視できる一方で、長期間にわたって一貫した呼吸記録を得ることは困難な場合がある。最後に、従来の気化器とは異なり、このデジタルシステムは電気を必要とします。バッテリは、電力が利用できない場合や停電が発生した場合に使用でき、数時間の使用によってシステムに電力を供給できます。
このセットアップおよびプロトコルは統合された換気装置および生理学的モニタリングモジュールが付いたデジタル、低流量麻酔システムの安全で有効な使用を示す。このセットアップは限られたベンチスペースを持つあらゆる実験室のために有用であろう、または外科分野の近くに装置および管の複数の部分を収容することは不可能である。圧縮ガスタンクと別々の生理学的モニタリング装置の除去を含むオールインワンシステムには多くの利点があります。全体的に、この統合システムは従来の気化器の使用が理想的ではないグループによって考慮することができる。

動物モデルを含む研究には、多くの場合、特殊なデータ収集装置が必要です。小さな動物の手術に一般的に使用される麻酔気化器の2つの一般的なタイプがあります。伝統的な麻酔気化器は、気圧と気流1、3、4、5、6、7、8、9、10に基づく揮発性麻酔薬の受動的気化に依存しています。それらは10 L/minに0.5 L/minの流量で作動するように設計され、大きい動物モデル11のために理想的である。
我々は最近、従来の気化器12,13と比較して低流量のデジタル気化器の効果を実証した。低流量のデジタル麻酔システムは、動物の分量14、15、16の非常に低い流量の1.5-2.2倍の速度で鼻錐に動物を維持するために使用することができる。
デジタル麻酔システムを使用するには、多くの利点があります。それはキャリアのガスとして使用するために周囲の空気で引き込む作り付けのポンプを、組み込む。これにより、圧縮ガスを使用せずに麻酔を投与することができます。最近の研究17,18は、酸素の代わりに空気をキャリアガスとして用いることも、多くの手順に有益であり得る可能性を示唆している。
また、生理学的モニタリングおよび温暖化機能は、デジタル低流量麻酔システムに取り付けることもできます。ほとんどの機関では、動物の温暖化と生理学的モニタリングは、施設動物のケアと使用委員会19、20、21、22によって必要とされます。麻酔薬の生理的影響を比較した研究は、体温、心機能、および呼吸機能23、24、25の急激な鬱病を示している。動物を温めパッドの上に置いて、体温を監視し維持することがしばしば必要です。温湯器、電気暖房パッド、ヒートランプなど、動物の温暖化の方法はたくさんありますが、それぞれに大きな欠点があります。動物の温暖化の異なる方法を比較する研究では、遠赤外線温暖化が最も有益であることが分かった。デジタル気化器は特定の動物の体温を維持するために家庭の遠赤外線の暖まるの組み込み。これにより、追加のウォーミングパッドコントローラの必要性がなくなります。
体温のモニタリングに加えて、パルスオキシメトリーは、動物の心拍数と酸素飽和度を監視する一般的な方法です。この非侵襲的な方法は、単純で正確であり、血液酸素化レベルを調節する動物の能力の全体的な評価を提供します。パルスオキシメトリー用の足センサーは、前に示したように、麻酔システムに接続することができます2.
機械的換気は、多くの場合、動物が麻酔のより長い期間の下にある場合、または動物の呼吸パターンを制御する必要がある場合に必要とされます。低流量のデジタル気化器は圧力制御または容積制御の制御された呼吸を提供する機能を有する。統合された換気装置は外的な換気装置および余分な管のセットアップの条件のための必要性を除去する。
これらの共通のモニタと機能はすべて単一の機器に組み合わされるため、チューブの設定は大幅に簡素化されます。このプロトコルの目的は、オールインワンデジタル麻酔システムのセットアップと使用を実証することです。

<table><tbody><tr><td>Intubation Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td></tr><tr><td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>Glass bottle 250mL</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>Oxygen Tank</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>Medical Grade O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent Automatic Ventilator</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td></tr><tr><td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td></tr></tbody></table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

低流量のデジタル気化器は、一般的に、揮発性麻酔薬をキャリアガスの流れに直接投与するためにシリンジポンプを利用します。動物の福祉勧告に従って、動物は麻酔を必要とする処置の間に温められ、監視される。一般的な麻酔および生理学的モニタリング装置はガスタンク、麻酔気化器および立場、加温制御装置およびパッド、機械換気装置および脈拍の酸化計を含んでいる。また、データ収集や機器ソフトウェアの実行には、コンピュータが必要です。小さなスペースやフィールドワークを行う場合、限られたスペースですべての機器を構成することは困難な場合があります。
このプロトコルの目的は、圧縮酸素と室内空気の両方を使用した低流量デジタル気化器の使用に関するベストプラクティスを示すとともに、統合された機械式人工呼吸器、パルスオキシメータ、および高い範囲の麻酔と齧歯類に理想的な生理学的モニタリングスイートとして遠赤外線の温暖化を示すことです。

生後10週、雄、野生型C57Bl6jマウスの重さ25.41±0.8gがこの研究に使用された。マウスは麻酔を受け、鼻コーンで維持されるか、挿管され、心拍数と酸素飽和度を監視しながら1.5〜2.5%のイオブルランを備えた統合された機械人工呼吸器上で維持された。動物はマイクロアイソレーションケージでグループ収容され、ボトルで標準的なげっ歯類のチョウと水への自由なアクセスを提供しました。
心拍数とSpO2は、パルスオキシメトリーを介してメンテナンス中に監視した(図5、図6、図7、)。体温は、赤外線加熱パッドとヒートランプを介して36.5〜37.5°Cに維持された。換気された動物は統合された鼻のコーンと挿管の立場を通して挿管のプロシージャの間にイオブルランの連続的な配達を受けた。各マウスは、15分間、141 mL/minの室内空気(RA)または酸素(O2)を超えない低流量で、鼻コーン上で正常に換気または維持されました。動物の心拍数と血中酸素飽和度は安定したままで、すべての群の測定に有意な変化はほとんどなかった。SpO2は全群で82~99%の間にとどまり、体温は36.5~37.5°Cの間に維持された。 パルスオキシメーターの位置と体温の両方がSpO2の測定に影響を与えるのを観察しました。パルスオキシメータからの無効な読み取りを観察した場合、センサーの配置と加熱レベルを調整して、コア体温を安定に保ちます。
図 5 、図 6、図7のデータの重要性を判断するために、ボンフェローニ補正を伴う双方向の ANOVA が実行されました。0.05 未満のp値は有意であると考えられた。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> 図1:麻酔誘導および鼻コーンメンテナンスのためのチューブセットアップの図。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> 図2:麻酔誘導、挿管、換気のためのチューブ設定図。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> 図3:マウスは、統合された鼻コーンを備えた挿管スタンドを介して挿管手順中にイオブルランの連続送達を受けた。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> 図4:後足の上に一体型パルスオキシメータセンサーを配置。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> 図5:15分以上 ±の平均心拍数は、ルームエア(RA)または100%酸素(O2)が鼻コーンを通って送達されるか、気管管(n=5/群)を通して換気されたSDを有する。群間に有意差は認められない。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> 図6:低流動麻酔系による初期麻酔誘導後に記録された心拍数値(bpm)15 分間の 30 秒間隔から計算された平均心拍数値。各データポイントは、各グループ内のすべての動物の平均±SDを表します(n=5)。どのグループでも15分間の心拍数の有意な変化は認められなかった。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> 図7:組織酸素飽和度(%)低流動麻酔システムによる最初の麻酔誘導の後。15 分間の 30 秒の時間間隔から計算された平均 SpO2 値。各データポイントは、各グループ内のすべての動物の平均±SDを表します(n=5)。SpO2 では、どのグループでも15分間有意な変化は認められなかった。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

ここでは、人工呼吸器と生理学的モニタリングモジュールを内蔵したデジタル低流量麻酔システムを用いて、マウスに麻酔ガスを安全かつ効果的に管理するプロトコルを提示する。

げっ歯類のための統合された低流量麻酔気化器、換気装置および生理学的モニタリングシステムの使用

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

5.9K ビュー.  Kent Scientific Corporation. ここでは、人工呼吸器と生理学的モニタリングモジュールを内蔵したデジタル低流量麻酔システムを用いて、マウスに麻酔ガスを安全かつ効果的に管理するプロトコルを提示する。

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Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

局所または全身薬理学的介入後のマウスの揮発性全身麻酔の感度変化を評価する

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

医学

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. As this technology expands and improves, the ability to potentially evaluate and improve the quality of substandard lungs prior to transplant is a critical need. In order to more rigorously evaluate these approaches, a reproducible animal model needs to be established that would allow for testing of improved techniques and management of the donated lungs as well as to the lung-transplant recipient. In addition, an EVLP animal model of associated pathologies, e.g., ventilation induced lung injury (VILI), would provide a novel method to evaluate treatments for these pathologies. Here, we describe the development of a rat EVLP lung program and refinements to this method that allow for a reproducible model for future expansion. We also describe the application of this EVLP system to model VILI in rat lungs. The goal is to provide the research community with key information and &#8220;pearls of wisdom&#8221;/techniques that arose from trial and error and are critical to establishing an EVLP system that is robust and reproducible.

Method of Isolated Ex Vivo Lung Perfusion in a Rat Model: Lessons Learned from Developing a Rat EVLP Program

Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed lung transplantation in humans to become more readily available by enabling the ability to assess organs and expand the donor pool. Here, we describe the development of a rat EVLP program and refinements that allow for a reproducible model for future expansion.

孤立の方法<em&gt;エクスビボ</emラットモデルにおける&gt;肺灌流：ラットEVLPプログラムの開発の教訓

The number of acceptable donor lungs available for lung transplantation is severely limited due to poor quality. Ex-Vivo Lung Perfusion (EVLP) has allowed ...

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

非拘束EEG Radiotelemetry：硬膜外とディープ脳内定位EEG電極配置

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

神経科学

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

マウスやラットのための低フローデジタル麻酔システムの利用

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

マウスにおける線込みおよび脊髄窓移植

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

The forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational tool permitting the experimental assessment of lung function in mice in a comprehensive, detailed, precise and reproducible manner. It provides measurements of respiratory system mechanics through the analysis of pressure and volume signals acquired in reaction to predefined, small amplitude, oscillatory airflow waveforms, which are typically applied at the subject's airway opening. The present protocol details the steps required to adequately execute forced oscillation measurements in mice using a computer-controlled piston ventilator (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada). The description is divided into four parts: preparatory steps, mechanical ventilation, lung function measurements, and data analysis. It also includes details of how to assess airway responsiveness to inhaled methacholine in anesthetized mice, a common application of this technique which also extends to other outcomes and various lung pathologies. Measurements obtained in na&iuml;ve mice as well as from an oxidative-stress driven model of airway damage are presented to illustrate how this tool can contribute to a better characterization and understanding of studied physiological changes or disease models as well as to applications in new research areas.

The present protocol provides a detailed step-by-step description of the procedures required to execute measurements of respiratory system mechanics as well as the assessment of airway responsiveness to inhaled methacholine in mice using the forced oscillation technique (flexiVent; SCIREQ Inc, Montreal, Qc, Canada).

強制振動法を用いたマウスにおける呼吸器系の力学の評価

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

生物学

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

マウスにおける閉鎖胸腔カテーテル法による心機能および圧力容積ループの両心室評価

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

マウスで圧力ボリュームループを測定します

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

Evaluation of Apoptosis and Lung Injury in DCD Donor Lungs Preserved by EVLP

Establishment of a Novel Ex Vivo Lung Perfusion System for Rat Lungs After Circulatory Death

The increasing scarcity of donor lungs for transplantation has spurred significant interest in the utilization of organs procured from donors after cardiac death (DCD). However, a critical challenge remains in maximizing the number of viable lungs that meet stringent criteria for clinical use. Ex vivo lung perfusion (EVLP) emerges as a promising technology to evaluate and potentially improve the function of donated lungs. This paper describes the development of a cost-effective and reproducible small animal experimental platform specifically designed for EVLP research. This platform offers a high degree of customization, enabling researchers to tailor experimental parameters to address specific research questions within the field of EVLP. The team established a rat model to simulate DCD and implemented a two-stage preservation approach. Lungs were subjected to static cold storage using a perfusate solution at 4 &#176;C for 4 h, followed by normothermic EVLP for another 4 h. Researchers evaluated various lung function parameters, including pulmonary vascular resistance, pulmonary dynamic compliance, blood gas measurements of the perfusate, and apoptotic cell death in lung tissues. The study demonstrates that EVLP could significantly improve the functional performance of DCD lungs compared to simple cold storage at 4 &#176;C, suggesting that EVLP has the potential to mitigate ischemia-reperfusion injury and enhance graft function following circulatory death, thereby increasing the pool of transplantable lungs.

The objective is to develop a new ex vivo lung perfusion (EVLP) model in rats that can sustain consistent lung function for 4 h throughout EVLP and furnish the industry with implementation specifics that will offer a sturdy method for applying EVLP to rodent models.

The increasing scarcity of donor lungs for transplantation has spurred significant interest in the utilization of organs procured from donors after ...

倒立顕微鏡を用いた皮膚細胞の動態追跡のための生体内イメージング

Streamlined Intravital Imaging Approach for Long-Term Monitoring of Epithelial Tissue Dynamics on an Inverted Confocal Microscope

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It is therefore critical to optimize imaging approaches that facilitate the observation of cell dynamics in situ, where tissue structure and composition remain unperturbed. The epidermis is the body&#39;s outermost barrier, as well as the source of the most prevalent human cancers, namely cutaneous skin carcinomas. The accessibility of skin tissue presents a unique opportunity to monitor epithelial and dermal cell behaviors in intact animals using noninvasive intravital microscopy. Nevertheless, this sophisticated imaging approach has primarily been achieved using upright multiphoton microscopes, which represent a significant barrier for entry for most investigators. This study presents a custom-designed, 3D-printed microscope stage insert suitable for use with inverted confocal microscopes, streamlining the long-term intravital imaging of ear skin in live transgenic mice. We believe this versatile invention, which may be customized to fit the inverted microscope brand and model of choice and adapted to image additional organ systems, will prove invaluable to the greater scientific research community by significantly enhancing the accessibility of intravital microscopy. This technological advancement is critical for bolstering our understanding of live cell dynamics in normal and disease contexts.

著者スポットライト:In vivo Intravital Imagingに倒立共焦点顕微鏡を使用するためのツールの開発 

The protocol presents a new tool to simplify intravital imaging using inverted confocal microscopy.

倒立共焦点顕微鏡での上皮組織動態を長期モニタリングするための合理化された生体内イメージングアプローチ

Understanding normal and aberrant in vivo cell behaviors is necessary to develop clinical interventions to thwart disease initiation and progression. It ...