Yazarların hiçbir bildirimi yok.

Tüm hayvan çalışmaları Purdue Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı.
1. Düşük akışlı buharlaştırıcının kurulumu
<ol><li>Isoflurane veya sevoflurane teslimatı<ol>
<li>Bir taşıyıcı gaz kaynağı seçin. İç hava pompasını kullanmak için, sistemin arkadaki Giriş bağlantı noktasından kırmızı kapağı çıkarın ve sistemin oda havasını almasını sağlar. Sıkıştırılmış gaz kullanmak için, 15 PSI'a ayarlanmış bir basınç regülatörü veya basınç azaltıcı kullanın ve sistemin arkadaki Sıkıştırılmış Gaz bağlantı noktasına bağlanın.</li>
		<li>Kömür bidonlarını egzoz bağlantı noktasına bağlayın.</li>
		<li>Aksesuar Konnektörünü sistemin önündeki Inspiratory ve Expiratory bağlantı noktalarına bağlayın. İndüksiyon odasını mavi klipsli dallara ve burun konisini beyaz klipsli dallara bağlayın (Şekil 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mekanik havalandırma için<ol>
<li>Entübasyon konnektörü boruyu sarı kodlu klipslere bağlayın (Şekil 2).</li>
		<li>Bir deadspace kalibrasyonu gerçekleştirerek ventilatörü kalibre edin. Havalandırma Çalıştırma Ekranı'ndan Kur'a ve ardından Calib & Tests 'edokunun. Deadspace Calibration'ı seçin ve B Tuşu 'yabasın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Darbe oksimetresi için<ol>
<li>Sensörü sistemin arkasında MouseSTAT etiketli bağlantı noktasına bağlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Isınma için<ol>
<li>Isınma yastığını sistemin önündeki 'Pad Power' bağlantı noktasına bağlayın.</li>
		<li>Bir sensörü "Gövde Sensörü" bağlantı noktasına, diğerini de 'Pad Sensörü' bağlantı noktasına bağlayın. Ped Sensör'lerini ısıtma yastığına sabitleyin.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Ayarları yapılandırma
<ol><li>Anestezi için<ol>
<li>Anestezi sisteminin gücü. Anest Run Screen'den Kurulum 'adokunun.</li>
		<li>Anestezik ajanı seçin. Anest Türü'ne dokunun ve sonra Isoflurane veya Sevoflurane 'yi seçmek için B Tuşla 'yı çevirin. </li>
		<li>Şırınd boyutunu ayarlayın. Şırınd Boyutu 'nadokunun ve bir boyut seçmek için B Tuşla'yı çevirin.</li>
		<li>Anest Run Screen'e dönmek için Geri dokunun.</li>
		<li>Şişe üst adaptörünü kullanarak şırınnayı anestezi ile doldurun.</li>
		<li>Şırınnayı anestezi sistemine bağlayın. Gerekirse itici bloğunu geriye doğru hareket ettirmek için Kaldır'a dokunun.</li>
		<li>Şırınnayı hazırla. İtici bloğu şırıngan pistonunun tepesine temas edene kadar itici bloğu ileriye taşımak için Prime'a dokunup basılı tutun. Prime düğmesini tutarken B'nin dönmesi itici blok hızını düzenler.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mekanik havalandırma için<ol>
<li>Havalandırma Çalıştırma Ekranı sekmesine ve ardından Kur'a dokunun.</li>
		<li>Vücut Ağırlığına dokunun ve hayvanın ağırlığını girin.</li>
		<li>Ses seviyesini veya basınç kontrollü havalandırmayı seçmek için Touch Priority. Vücut Ağırlığı ayarı otomatik olarak uygun solunum hızını ve gelgit hacimlerini ayarlar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Darbe oksimetresi için<ol>
<li>Oxi Çalıştırma Ekranı sekmesine ve ardından Kur'a dokunun.</li>
		<li>İk'ya dokunun ve izin verilen minimum kalp atış hızı okumasını ayarlamak için B Tuşla'yı çevirin. Hazır ayarlar mevcuttur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Isınma için<ol>
<li>Sıcak Çalıştırma Ekranından Kur'a dokunun. Bir ısınma yöntemi ve hedef sıcaklık ayarı seçin.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Anestezi doğumuna başlayın
<ol><li>Fareyi uyuşturun<ol>
<li>Anest Run Ekranından,hava akışına başlamak için İndüksiyonu Başlat'a dokunun. Varsayılan İndüksiyon akış hızı 500 mL/dk'dır.</li>
		<li>Fareyi kapağı sıkıca kapatarak indüksiyon odasına yerleştirin. Anestezik Ajan Konsantrasyon kadranını izofluran için %3 olarak ayarlayın.</li>
		<li>Fare istenen anestezik düzleme ulaşana kadar izleyin, solunum hızında bir azalma ve oda devrildiğinde sağ refleks kaybı ile belirlenir. Anestezik Ajan Konsantrasyon kadranını gerektiği gibi ayarlayın.</li>
		<li>Hayvan sağ refleksini kaybettikten ve yeterince uyuşturulduktan sonra, Dur İndüksiyonunadokunun.</li>
		<li>İstenirse, artık anestezik gaz odasını boşaltmak için Flush Chamber'a dokunun.</li>
		<li>Burun konisine giden kelepçeleri açın ve odaya giden kelepçeleri kapatın.</li>
		<li>DokunmaTik Başlangıç Burun Konisi. Vücut Ağırlığı ayarı burun konisi akış hızını belirler, ancak A Tuşlama döndürülerek manuel olarak ayarlanabilir.</li>
		<li>Burun konisini hemen takın ve hayvanı kızılötesi ısıtma yastığına ortalanın.</li>
		<li>Hayvan Sensör'lü sensörü rektal prob olarak takın.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Mekanik havalandırmaya başlayın
<ol><li>Hayvanı entübe edin.<ol>
<li>Hayvanı uyuştururken entübasyon aşamasına aktarın.</li>
		<li>Dikey entübasyon aşamasına sabitlenmiş bir iplik kullanarak hayvanı üst kesici dişlerinden askıya alın (Şekil 3).</li>
		<li>Hayvanın dilini yavaşça yana doğru yerleştirin ve entübasyon kitinde sağlanan ışıkları kullanarak nefes borusunun görselleştirilmesi.</li>
		<li>Trakeal tüpü dikkatlice yerleştirin ve küçük hava kesesini tüpe bağlayarak ve akciğerlerin şişip şişmedığını kontrol ederek doğru yerleşimi doğrulayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Endotrakeal tüpü havalandırma tüpüne bağlayın.</li>
	<li>Burun Konisini Durdur'a dokunun ve ardından Ventilatörü Başlat 'adokunun. NOT: Vücut Ağırlığı ayarı, uygun solunum hızını ve gelgit hacimlerini otomatik olarak belirler. Basınç kontrollü havalandırma yapmak için hedef inspiratuar basıncı 15-18 cm H2O arasında ayarlayın.</li>
</ol>5. Fizyolojik izlemeye başlayın
<ol><li>Sensörü hayvanın arka pençesinin üzerine yerleştirin (Şekil 4). Pulse Oximeter, HR ve SpO2'yi otomatik olarak okumaya başlayacaktır. Darbe oksimetre verilerini görüntülemek için Oxi Çalıştırma Ekranı Sekmesine dokunun.</li>
</ol>

<ol>
	<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> American Journal of Veterinary Research. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Low-flow+Digital+Anesthesia+System+for+Mice+and+Rats.">Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e54436 (2016).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> British Journal of Anaesthesia. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Mullin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+anesthesia+carrier+gas+on+in+vivo+circulation+times+of+ultrasound+microbubble+contrast+agents+in+rats.">Effect of anesthesia carrier gas on in vivo circulation times of ultrasound microbubble contrast agents in rats.</a> Contrast Media &amp; Molecular Imaging. 6 (3), 126-131 (2011).</li><li>Flores, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging:+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen.">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192 (2008).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed. 335, (2011).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edn. , (2011).</li><li>Zarndt, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+far-infrared+active+warming+device+in+Guinea+pigs+(Cavia+porcellus).">Use of a far-infrared active warming device in Guinea pigs (Cavia porcellus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 779-782 (2015).</li><li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas.">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li></ol>

Bu proje Kent Scientific Corporation tarafından ekipman ve finansman ile desteklendi. Yazarlar Krista Bigiarelli ve Dave FitzMiller, bu makalede kullanılan ekipmanları üreten Kent Scientific Corporation'ın çalışanlarıdır. Bu makalenin açık erişimli yayını Kent Scientific Corporation sponsorluğunda yayınlanmıştır.

Bu dijital düşük akışlı anestezi sistemi anestezi, havalandırma, ısınma ve fizyolojik izleme sistemlerini tek bir ekipmana entegre eder. Ek olarak, sistem bir iç pompa içerir, bu da taşıyıcı gaz olarak kullanılmak üzere ortam havasına çekilmesine izin verir ve basınçlı gaz kaynağı ihtiyacını ortadan kaldırır.
Bu prosedürde, sistem anestezik buharlaştırıcı, mekanik ventilatör, darbe oksimetresi ve ısıtma yastığını değiştirmek için tek bir ekipman parçası olarak kullanılır. Daha önce 100mL / dk2akış hızında anestezik teslimat gösterdik. Akış hızı, kullanılan sıvı anestezinin hacmini doğrudan kontrol ettiği için bu anestezik teslimat tekniği için kritik öneme sahiptir. Ayrıca daha önce düşük akış hızlarının kullanılmasının anestezik sıvı1,2. Geleneksel bir buharlaştırıcı mekanik bir ventilatöre bağlandığında, ventilatör gaz akışından numune alırken buharlaştırıcı sürekli olarak çalışmalıdır. Entegre ventilatörlü dijital buharlaştırıcı durumunda, sadece havalandırma için gerekli gaz ventilatör tarafından çıkar. Bu, anestezik sıvı, taşıyıcı gazlar ve kömür filtreleri ile ilgili maliyetleri azaltır.
Düşük akışlı bir dijital buharlaştırıcı kullanmanın birçok avantajı olsa da, sınırlamalar da vardır. Bu sistem kemirgenler ve diğer küçük memeliler için ideal olan düşük akış hızlarında çalışmak üzere tasarlanmıştır, ancak 1000 mL / dk akış hızlarının üzerinde anestezi sağlamaz. Bu nedenle bu özel sistem sadece küçük hayvan türleri için uygundur. Entegre darbe oksimetresi sadece pençe kullanımı için bir sensör içerir. Sensör kuyrukta kullanılması önerilmez, bu da belirli cerrahi prosedürler için bir sınırlama olabilir. Ayrıca, solunum hızı pençe sensörü aracılığıyla bu sistem üzerinden izlenebiliyorken, uzun bir süre boyunca tutarlı solunum kayıtları elde etmek zor olabilir. Son olarak, geleneksel bir buharlaştırıcının aksine, bu dijital sistem elektrik gerektirir. Piller, elektrik gücünün kullanılamadığı durumlarda veya elektrik kesintisi durumunda kullanılabilir ve sisteme birkaç saatlik kullanım yoluyla güç sağlayabilir.
Bu kurulum ve protokol, entegre ventilatör ve fizyolojik izleme modülleri ile dijital, düşük akışlı anestezi sisteminin güvenli ve etkili kullanımını göstermektedir. Bu kurulum, sınırlı tezgah alanına sahip veya cerrahi bir alanın yakınında birden fazla ekipman ve boru parçası barındırmanın mümkün olmadığı laboratuvarlar için yararlı olacaktır. Sıkıştırılmış gaz tanklarının ve ayrı fizyolojik izleme ekipmanlarının ortadan kaldırılması da dahil olmak üzere hepsi bir arada sistemin sayısız faydası vardır. Genel olarak, bu entegre sistem, geleneksel bir buharlaştırıcı kullanımının ideal olmadığı gruplar tarafından düşünülebilir.

Hayvan modellerini içeren araştırmalar genellikle özel veri toplama ekipmanı gerektirir. Küçük hayvan cerrahisi için yaygın olarak kullanılan iki yaygın anestezik buharlaştırıcı türü vardır. Geleneksel anestezik buharlaştırıcılar, atmosferik basınç ve gaz akışına dayalı uçucu anesteziklerin pasif buharlaşmasına dayanır 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. 0,5 L/dk ila 10 L/dk akış hızlarında çalışacak şekilde tasarlanmıştır, bu da onları büyük hayvan modelleri11için ideal hale getirir.
Son zamanlarda geleneksel bir buharlaştırıcı ile karşılaştırıldığında düşük akışlı bir dijital buharlaştırıcının etkilerini gösterdik12,13. Düşük akışlı dijital anestezi sistemi, burun konisi üzerindeki bir hayvanı, hayvanın dakika hacmi 14 , 15,16'nın1,5-2,2katı çok düşük akış hızlarında tutmak için kullanılabilir.
Dijital anestezi sistemi kullanmanın sayısız faydası vardır. Taşıyıcı gaz olarak kullanmak için ortam havasını çeken dahili bir pompa içerir. Bu, kullanıcının sıkıştırılmış gaz kullanmadan anestezi uygulaymasını sağlar. Son çalışmalar17,18, taşıyıcı gaz olarak oksijen yerine hava kullanmanın birçok prosedür için faydalı olabileceğini öne sürmektedir.
Fizyolojik izleme ve ısınma yetenekleri dijital düşük akışlı anestezi sistemine de kurulabilir. Çoğu kurumda, kurumsal hayvan bakım ve kullanım komiteleri 19 , 20,21,22tarafından hayvan ısıtma ve fizyolojik izlemegereklidir. Anestezik ajanların fizyolojik etkilerini karşılaştıran çalışmalar, vücut ısısı, kardiyak fonksiyon ve solunum fonksiyonu23 , 24,25. Normal bir vücut sıcaklığını izlemek ve korumak için hayvanı bir ısıtma yastığına yerleştirmek genellikle gereklidir. Ilık su ısıtıcıları, elektrikli ısıtma pedleri ve ısı lambaları gibi birçok hayvan ısıtma yöntemi vardır, ancak bunların her birinin önemli dezavantajları vardır. Hayvan ısınmasının farklı yöntemlerini karşılaştıran çalışmalarda, uzak kızılötesi ısınmanın en faydalı olduğu bulunmuştur26. Dijital buharlaştırıcı, belirli bir hayvan vücut sıcaklığını korumak için yerleşik homeotermik uzak kızılötesi ısınma içerir. Bu, ek ısıtma pedi kontrolörlerinin ihtiyaçlarını ortadan kaldırır.
Vücut sıcaklığını izlemenin yanı sıra, nabız oksimetresi hayvanın kalp atış hızını ve oksijen doygunluğunu izlemek için popüler bir yöntemdir. Bu noninvaziv yöntem basit, doğrudur ve hayvanın kan oksijenlenme seviyelerini düzenleme yeteneğinin genel bir değerlendirmesini sağlar. Nabız oksimetresi için bir pençe sensörü, daha önce gösterdiğimiz gibi anestezi sistemine bağlanabilir2.
Mekanik havalandırma genellikle hayvan daha uzun anestezi süreleri altında olduğunda veya hayvanın solunum düzeninin kontrol edilmesi gerektiğinde gereklidir. Düşük akışlı dijital buharlaştırıcı, basınç veya hacim kontrolünde kontrollü nefes alma yeteneğine sahiptir. Entegre ventilatör, harici bir ventilatör ihtiyacını ve fazla boru kurulum gereksinimlerini ortadan kaldırır.
Tüm bu ortak monitörler ve özellikler tek bir ekipman parçasında birleştirildiğinden, boru kurulumu önemli ölçüde basitleştirilmiştir. Bu protokolün amacı, hepsi bire bir dijital anestezi sisteminin kurulumunu ve kullanımını göstermektir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Intubation Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>ETM-MSE</td>
			<td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>1182097</td>
			<td>Glass bottle 250mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-03</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank</td>
			<td>Indiana Oxygen Company</td>
			<td>23-160246</td>
			<td>Medical Grade O2 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoVent Automatic Ventilator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-04</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SOMNO-MSEKIT</td>
			<td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

Düşük akışlı dijital buharlaştırıcılar genellikle uçucu anestezikleri taşıyıcı gaz akışına doğrudan uygulamak için bir şırınna pompası kullanırlar. Hayvan refahı önerilerine göre, hayvanlar anestezi gerektiren işlemler sırasında ısıtılır ve izlenir. Yaygın anestezi ve fizyolojik izleme ekipmanları arasında gaz tankları, anestezik buharlaştırıcılar ve standlar, ısıtma kontrolörleri ve pedleri, mekanik ventilatörler ve darbeli oksimetreler bulunur. Veri toplama ve ekipman yazılımını çalıştırmak için bir bilgisayar da gereklidir. Daha küçük alanlarda veya saha çalışması yaparken, tüm bu ekipmanı sınırlı alanda yapılandırmak zor olabilir.
Bu protokolün amacı, kemirgenler için ideal olan her şey dahil anestezi ve fizyolojik izleme paketi olarak entegre mekanik ventilatör, darbe oksimetresi ve uzak kızılötesi ısınma ile birlikte hem basınçlı oksijen hem de oda havası kullanarak düşük akışlı bir dijital buharlaştırıcının kullanımı için en iyi uygulamaları göstermektir.

Bu çalışma için 25,41 ± 0,8 g ağırlığında on haftalık, erkek, yabani tip C57Bl6j fareler kullanılmıştır. Fareler bir burun konisi üzerinde uyuşturuldu ve bakımı yapıldı veya entübe edildi ve kalp atış hızı ve oksijen doygunluğu izlenirken% 1.5-2.5 izofluran ile entegre bir mekanik ventilatörde muhafaza edildi. Hayvanlar mikroisolasyon kafeslerinde grup halinde barındırıldı ve standart kemirgen chow ve suya şişe ile ücretsiz erişim sağladı.
Kalp atış hızı ve SpO2, bakım sırasında nabız oksimetresi(Şekil 5, Şekil 6ve Şekil 7, ) ile izlendi. Vücut ısısı kızılötesi ısıtma yastığı ve ısı lambası ile 36,5-37,5 °C'de korundu. Havalandırılan hayvanlar entegre burun konisi ile entübasyon standı ile entübasyon işlemi sırasında sürekli izofluran teslimatı aldı. Her fare, 15 dakika boyunca oda havasının (RA) veya oksijenin (O2)141 mL/dk'sını geçmeyen düşük akış hızlarında bir burun konisi üzerinde başarıyla havalandırıldı veya bakımı yapıldı. Hayvanların kalp atış hızları ve kan oksijen doygunluğu, tüm gruplar için her iki ölçümde de birkaç önemli değişiklikle sabit kaldı. SPO2 tüm gruplar için %82-99 arasında kalırken, vücut ısısı 36,5-37,5 °C arasında korundu. Hem nabız-oksimetre pozisyonunun hem de vücut sıcaklığının SpO2 ölçümlerini etkilediğini gözlemledik. Nabız oksimetresinden geçersiz bir okuma gözlemlediysek, çekirdek vücut sıcaklığını sabit tutmak için sensörün yerleşimini ve ısıtma seviyesini ayarladık.
Şekil 5 , Şekil 6 ve Şekil 7'dekiverilerin önemini belirlemek için Bonferroni düzeltmeli iki yönlü bir ANOVA gerçekleştirildi. 0,05'ten küçük bir p-değeri anlamlı olarak kabul edildi.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Şekil 1: Anestezik indüksiyon ve burun konisi bakımı için boru düzenek şeması. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Şekil 2: Anestezik indüksiyon, entübasyon ve havalandırma için boru kurulumu şeması. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Şekil 3: Fareler, entübasyon prosedürü sırasında entegre burun konisi olan bir entübasyon standı aracılığıyla sürekli izofluran teslimatı aldı. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Şekil 4: Arka pençe üzerine entegre darbe oksimetre sensörü yerleştirilmesi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Şekil 5: Oda havası (RA) veya %100 oksijen (O 2) ile burun konisi veya trakeal tüp(n=5/grup)ile havalandırılan SD ± 15 dakikadan fazla ortalama kalp atış hızı. Gruplar arasında anlamlı bir fark gözlenmedi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Şekil 6: Düşük akışlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyonu sonrasında kaydedilen kalp atış hızı değerleri (bpm). Ortalama kalp atış hızı değerleri 15 dakikalık bir süre boyunca 30 saniyelik zaman aralıklarından hesaplanır. Her veri noktası, her gruptaki tüm hayvanların ortalama ± SD'lerini temsil eder (n=5). Herhangi bir grupta 15 dakikalık süre boyunca kalp atış hızında önemli bir değişiklik gözlenmedi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Şekil 7: Doku oksijen doygunluk seviyeleri (%) düşük akışlı anestezi sistemi ile ilk anestezi indüksiyondan sonra. 15 dakikalık bir süre boyunca 30 saniyelik zaman aralıklarından hesaplanan ortalama SpO2 değerleri. Her veri noktası, her gruptaki tüm hayvanların ortalama ± SD'lerini temsil eder (n=5). SpO2'de herhangi bir grupta 15 dakikalık süre boyunca önemli bir değişiklik gözlenmedi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents at JoVE.com

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Burada, entegre ventilatör ve fizyolojik izleme modüllerine sahip dijital, düşük akışlı bir anestezi sistemi kullanarak farelere anestezik gazı güvenli ve etkili bir şekilde uygulamak için bir protokol sunuyoruz.

Kemirgenler için Entegre Düşük Akışlı Anestezik Buharlaştırıcı, Ventilatör ve Fizyolojik İzleme Sisteminin Kullanımı

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

use-an-integrated-low-flow-anesthetic-vaporizer-ventilator

Research

JoVE Journal

Medicine

5.7K Görüntüleme.  Kent Scientific Corporation. Burada, entegre ventilatör ve fizyolojik izleme modüllerine sahip dijital, düşük akışlı bir anestezi sistemi kullanarak farelere anestezik gazı güvenli ve etkili bir şekilde uygulamak için bir protokol sunuyoruz.

Video: Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

Küçük Kemirgenler sistometri ve Kullanımı: Mesane Chemosensation Çalışması

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Tıp

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Roman Bitkisel Tedaviler Değerlendirmek için Sepsis Hayvan Modeli kullanımı

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Fare ve Sıçanlarda için düşük akış Dijital Anestezi Sistemi Kullanımı

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Anesteziye Bağlı Gelişimsel Nörotoksisite (AIDN) Çalışması İçin Bir Piglet Modelinin Kullanımı: Bir Translasyonel Sinirbilimi Yaklaşımı

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Sucrose Preference and Novelty-Induced Hypophagia Tests in Rats using an Automated Food Intake Monitoring System

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral studies in animal models. In this protocol, to study depression-like and anhedonic behavior in rats, the established sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests are combined with an automated food and liquid intake monitoring system. Prior to testing, in the sucrose preference paradigm, male rats are trained for at least 2 days to consume a sucrose solution in addition to tap water. During the test, rats are again exposed to water and sucrose solution. Consumption is registered every second by the automated system. The ratio of sucrose to total water intake (sucrose preference ratio) is a surrogate parameter for anhedonia. In the novelty-induced hypophagia test, male rats undergo a training period in which they are exposed to a palatable snack. During training, rodents show a stable baseline snack intake. On test day, the animals are transferred from home cages into a fresh, empty cage representing a novel unknown environment with access to the known palatable snack. The automated system records the total intake and its underlying microstructure (e.g., latency to approaching the snack), providing insight into anhedonic and anxious behaviors. The combination of these paradigms with an automated measuring system provides more detailed information, along with higher accuracy by reducing measuring errors. However, the tests use surrogate parameters and only depict depression and anhedonia in an indirect manner.

Presented here is a protocol to study depression-like and anhedonic behavior in rats. It combines two well-established behavioral methods, the sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests, with an automated food and liquid intake monitoring system, to indirectly investigate rodent behavior using surrogate parameters.

Otomatik Gıda Alımı İzleme Sistemi Kullanan Sıçanlarda Sakaroz Tercihi ve Yenilik Kaynaklı Hipofaji Testleri

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral ...

Pulmoner Nodüllerin Tanı ve Tedavisi için 3D Rekonstrüksiyon

A 3D Digital Model for the Diagnosis and Treatment of Pulmonary Nodules

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating pulmonary nodules, and these approaches are progressively being acknowledged and adopted by physicians and patients. Nonetheless, constructing a relatively universal 3D digital model of pulmonary nodules for diagnosis and treatment is challenging due to device differences, shooting times, and nodule types. The objective of this study is to propose a new 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation. Many AI-driven pulmonary nodule detection and recognition methods employ deep learning techniques to capture the radiological features of pulmonary nodules, and these methods can achieve a good area under-the-curve (AUC) performance. However, false positives and false negatives remain a challenge for radiologists and clinicians. The interpretation and expression of features from the perspective of pulmonary nodule classification and examination are still unsatisfactory. In this study, a method of continuous 3D reconstruction of the whole lung in horizontal and coronal positions is proposed by combining existing medical image processing technologies. Compared with other applicable methods, this method allows users to rapidly locate pulmonary nodules and identify their fundamental properties while also observing pulmonary nodules from multiple perspectives, thereby providing a more effective clinical tool for diagnosing and treating pulmonary nodules.

Yazar Spotlight: Pulmoner Nodüllerin Tanı ve Tedavisi için Bir 3D Dijital Model  

The objective of this study is to develop a novel 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a communication bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation.

Pulmoner nodüllerin tanı ve tedavisi için 3D dijital model

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating ...

Karaciğer Sertliği Dağılımının Kantitatif Analizi

A Three-Dimensional Digital Model for Early Diagnosis of Hepatic Fibrosis Based on Magnetic Resonance Elastography

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the disease. Despite the good progress made with the liver stiffness map (LSM) based on magnetic resonance elastography (MRE), there are still some limitations that need to be overcome, including manual focus determination, manual selection of regions of interest (ROIs), and discontinuous LSM data without structural information, which makes it impossible to evaluate the liver as a whole. In this study, we propose a novel three-dimensional (3D) digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis based on MRE.
MRE is a non-invasive imaging technique that employs magnetic resonance imaging (MRI) to measure the liver stiffness at the scanning site through human-computer interaction. Studies have indicated a significant positive correlation between the LSM obtained through MRE and the degree of hepatic fibrosis. However, for clinical purposes, a comprehensive and precise quantification of the degree of hepatic fibrosis is necessary. To address this, the concept of Liver Stiffness Distribution (LSD) was proposed in this study, which refers to the 3D stiffness volume of each liver voxel obtained by the alignment of 3D liver tissue images and MRE indicators. This provides a more effective clinical tool for the diagnosis and treatment of hepatic fibrosis.

Yazar Spotlight: Manyetik Rezonans Elastografi ve Yapay Zeka Kullanarak Hepatik Fibroz Tanısını İlerletme 

The objective of this study was to develop a novel three-dimensional digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis, which includes the stiffness of each voxel in the patient's liver and can thus, be used to calculate the distribution ratio of the patient's liver at different fibrosis stages.

Hepatik fibrozisin erken tanısı için manyetik rezonans elastografiye dayalı üç boyutlu dijital model

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the ...