כל זה לא היה אפשרי ללא תמיכתו של נאצר רוסאן. אני רוצה להודות לדאג מוריס, דניאל דונהיו וברנדה קלונברג ממתקן הדמיית העכברים של NIH ובן אצ'ה ממיקרו פוטוניקס על האימונים והדיון המועיל. אני גם מודה למנסורה נורוזי ראד מזאייס על סריקת דגימות בטן בקסרדיה 520 ורסה. גם לורן סמית', סמנתה סמית ורייצ'ל אנג עזרו בסריקה. מייק מארש ממערכות מחקר אובייקטים סיפק תמיכה טכנית שפירית. אני גם אסיר תודה על התמיכה של מכון הלב, הריאות והדם הלאומי (1K22HL137902-01) וקרנות סטארט אפ מאוניברסיטת ויומינג. אני גם מודה לסוקרים האנונימיים על ההצעות וההערות המועילות שלהם.

המחבר אינו מצהיר על אינטרסים מתחרים או פיננסיים.

הדמיית Drosophila melanogaster שלם בכל השלבים ההתפתחותיים נותרה אתגר, בעיקר בשל חוסר תאימות של מיקרוסקופיה אור עם עבה, פיגמנט חותך נמצא בחיה זו. בעוד שיטות הדמיה של בעלי חיים שלמים אחרות, כגון הדמיית תהודה מגנטית (MRI), טומוגרפיה קוהרנטית אופטית (OCT) ו ultramicroscopy בשילוב עם ניקוי רקמות שימשו בהצלחה זבובים50,51,52,53,54, μ-CT מציג מספר יתרונות שהופכים אותו אידיאלי עבור הדמיה חיה שלמה של אורגניזם זה13,15,30 . צילומי רנטגן חודרים בקלות את החתך הפיגמנטי ואורך הגל הקטן שלהם מאפשר הדמיה תת-מיקרונית. תיוג דורש השקעה מינימלית בכימיקלים זמינים נרחבים וללא כישורי ספסל מיוחדים13. סורקי μ-CT זמינים גם הם מסחרית, והעלויות דומות לפלטפורמות מיקרוסקופיות קלות, ובמקביל אטרקטיביות יותר למגוון רחב יותר של דיסציפלינות (גיאולוגיה, פליאונטולוגיה, הנדסה וכו ') שיכולות גם ליהנות לזמינותה במוסד. ניתן להשתמש במקורות רנטגן סינכרוטרון גם להדמיית μ-CT ברזולוציה גבוהה של חרקים קבועים וחיים31,55,56, אך הם נגישים פחות מסורקים מסחריים.
פרוטוקול זה מספק דרך יעילה להשיג תמונות μ-CT של מבוגרים מעופפים, גלמים, זחלים ועוברים תאיים. שים לב כי עבור רבים מהצעדים המתוארים לעיל, ניתן להחיל שיטות חלופיות גם כדי להכין דוגמאות להדמיה. מחקרים אחרים סיפקו השוואה מפורטת של של שלבי קיבעון, תיוג וייבוש שונים לשימוש בחרקים ואלה המעוניינים לאמץ טכניקה זו מוזמניםלהעריךאת היתרונות של כל גישה 1,4,13,29,30,57. בעוד פרוטוקול זה הוא פשוט יחסית, כמה הצעות מועילות מוצגות.
ראשית, יש לנקוט זהירות בעת שיבוש חתך של דגימות שלמות, כך שבבית רקמות רכות אינן משובשות באופן משמעותי. חשוב לתת לשלבי זחלים ופופאלים מוקדמים לעבור קיבעון במשך שעתיים בפתרון של בוין לפני לחטט. זה יקשיח את הרקמה ויגביל את כמות המולימפ כי יהיה למטלג מתוך חורי נקב, אשר יכול לשנות את ארכיטקטורת האיברים. מקטעי גוף בודדים (ראש, בית חזה ובטן) של המבוגר ניתן להפריד אם המבנה של עניין ממוקמים שם. מומלץ להשתמש באזמל כדי לחתוך בצורה נקייה את המקטעים האלה במקום להפריד אותם עם מלקחיים, אשר יכול לשבש את הארכיטקטורה 3D של המעיים או מערכת העצבים המרכזית, למשל. באשר לתזמון, מבוגרים בדרך כלל צריכים רק 16 שעות. עבור קיבוע מלא, בעוד שלבים זחל וגופל צריך 24 שעות. כמו כן, אם כתמי יוד או PTA נראה לא אחיד, המדגם יכול להיות ממוקם בחזרה בתמיסה לדגור זמן רב יותר עד אפילו כתמים מושגת. לבסוף, דגימות hydrated לא צריך להיות ממוקם ב 4 °C (50 °F), כמו זה נראה לגרום להיווצרות של בועות אוויר בתוך חלל הגוף לאחר התחממות לטמפרטורת החדר.
שנית, הרכבה מדגם ישתנה לפי מכשיר, סוג שלב והאם המדגם צריך להישאר hydrated או כבר נקודה קריטית מיובשת. אם hydrated, להבטיח את המדגם לא לדלוף ואולי להרוס את הסורק. בעת הרכבת הדגימה בתוך קצה פיפטה, הקפידו לדחוף בעדינות עם חפץ קהה עד שהדגימות נתקלות בהתנגדות קלה ולא יכולות לזוז. לחיצה קשה מדי עלולה להוביל לעיוות בקצרה ולפגמים מבניים. כמו כן, ודא כי המדגם מיושר במחזיק קרוב ככל האפשר לציר הסיבוב. כל תנודה תגדיל את זמני הסריקה בשל שדה הראייה הגדול יותר ותפחית את הרזולוציה של טומוגרמה הסופית לאחר השחזור.
שלישית, הגדרות הסורק לרכישת תמונות הקרנה ישתנו גם הן לפי מכשיר. כדי למקסם את יכולות הרזולוציה של הסורק, גודל ספוט קרן הרנטגן צריך להיות קטן ככל האפשר (5-10 מיקרומטר). ניתן להשיג זאת על ידי איזון מתח רנטגן והגדרות זרם, כך שההספק הכולל הוא 3-4 W. עם הגדרות אלה וזמן החשיפה המתאים במצלמה, ניתן להשיג חיווי נכון של קרן הרנטגן על ידי הדגימה וניגודיות תמונה אופטימלית. השימוש במסנני אלומיניום או נחושת בין האובייקט למקור הרנטגן יכול לשמש לכוונון הגדרות אנרגיית הרנטגן האופטימליות לניגודיות התמונה הטובה ביותר או להחלשת הקרן מספיק כדי להשתמש במקורות בעלי עוצמה גבוהה יותר. באשר לרזולוציית התמונה, הדבר יהיה תלוי במשתנים רבים ושונים, כולל סוג כתם, מספר תמונות הקרנה, גודל פיקסל תמונה, מיקום המצלמה, תנועת הדגימה, תנודות הסורק ופרמטרים של שחזור. פנטום תבנית סרגל (QRM GmbH) המכיל סמני גודל ידועים יכול לסייע בהערכת רזולוציה מרחבית עבור הגדרת סורק ומצלמה נתונה.
כדאי גם להעריך את היתרונות של הדמיה נקודה קריטית מיובש או hydrated דגימות. Sombke ואח ' ביצע הערכה השוואתית של שתי השיטות ומצא ייבוש נקודה קריטית להיות מעולה עבור יישומי μ-CT מעורבים פרוקי רגליים30. עם זאת, היתרונות של דגימות hydrated הם כי בעלי חיים חשופים פחות חשיפה כימית ומכאנית שיכול להוביל הן כמותי ומורפולוגית. זה גם נוטה לשמר רקמות עדינות טוב יותר מאשר CPD. עם זאת, דגימות hydrated יש חיי מדף קצרים בהרבה צריך להיות התמונה לא יאוחר מחודש לאחר קיבעון מאז השפלת רקמות ואיכות תמונה מופחתת הופך ברור בשלב זה. כמו כן, הרזולוציה של דגימות hydrated יהיה קצת פחות מדגם מיובש נקודה קריטית, כי צילומי רנטגן חייבים לחדור גם דרך קצה פיפטה פלסטיק ואת הנוזל שמסביב (מים או חוצץ). דגימות מיובשות נקודה קריטית ניתן לשמר במשך פרקי זמן ארוכים בהרבה, במיוחד כאשר נשמר על Drierite. הם גם יכולים להיות ממוקמים ישירות בנתיב קרן הרנטגן פשוט על ידי הדבקת הכנפיים או הרגליים סיכת חרקים והצבתו על צ'אק הבמה, פישוט תהליך ההרכבה. עם זאת, התייבשות האתנול הנרחבת של דגימות אלה יכולה להוביל להתכווצות רקמות ואובדן ארכיטקטורת רקמות עדינה, ולכן חשוב לבצע מגוון של ריכוזי EtOH גוברים כדי למזער את ההשפעות האלה. עם זאת, יש לציין כי כל צורות הטיפול הכימי, כולל קיבעון paraformaldehyde ואפילו כתמי יוד יכול לגרום התכווצותרקמות 58,59. אף על פי שאף אחת מהשיטות לא תספק מדידות של 'גודל איברים בפועל' בזבוב חי, מדידות מורפוטיות עדיין תקפות בעת השוואת בעלי חיים מוטנטיים וטיפוסי בר כל עוד שלבי הקיבעון, הכתמים והייבוש מתבצעים באופן זהה עבור שתי קבוצות הדגימות – רצוי במקביל.
לסיכום, μ-CT מספק כלי הדמיה בעל חיים שלם שימושי עבור Drosophila33,34,35,36,37,38,39,40,41. מחקרים רבים אחרים הציגו את כוחה של טכנולוגיה זו להבנת היבטים שונים של טקסונומיה חרקים, אקולוגיה, פיזיולוגיה, פיתוח ואנטומיה שיכולים לעזור ליידע מחקרים עתידיים זבובים1,28,30,31,32,55,56,57 . בשילוב עם כלי מיקרוסקופיה גנטית ואור כבר בשימוש נרחב באורגניזם זה, μ-CT יכול למקם את עצמו בתוך צינור ניסיוני המאפשר הבנה עמוקה יותר בין גנוטיפ פנוטיפ.

שיטות הדמיה המאפשרות חקירה מפורטת של מבנים פנימיים של אובייקט מבלי להרוס את הארכיטקטורה התת-ממדית הכוללת שלו הוכיחו את עצמם כמועילות באופן נרחב למספר דיסציפלינות שונות, כולל פיזיקה, הנדסה, מדע החומרים, ארכיאולוגיה, פליאונטולוגיה, גיאולוגיה וביולוגיה1,2,3,4,5,6,7,8,9 . בין שיטות הדמיה לא הרסניות אלה, פלטפורמות מבוססות רנטגן שימושיות במיוחד בשל היכולת של צילומי רנטגן באנרגיה גבוהה לחדור סוגים וחומרים שונים רבים עם פיזור מינימלי בהשוואה לגלי אור נראים. טומוגרפיה ממוחשבת (CT), טומוגרפיה ממוחשבת מיקרו (μ-CT), טומוגרפיה ננו-ממוחשבת (ננו-CT) ומיקרוטומוגרפיה של סינכרוטרון התגלו, אם כן, כטכנולוגיות העיקריות להדמיה מבוססת קרני רנטגן של דגימות הנעות בין מטרים למיקרונים, עם יכולות רזולוציה מילימטריות עד תת-מיקרון10,11,12,13,14.
בעוד פלטפורמות אלה שונות בעיצובן, בגיאומטריית קרני הרנטגן וברכיבים שלהן כדי לאזן בין גודל דגימה לרזולוציה, כולן מסתמכות על אותו עיקרון בסיסי ללכידת תמונה: מקור לצילומי רנטגן העוברים דרך האובייקט ונלכדים על ידי גלאי. חיכוך דיפרנציאלי של קרן הרנטגן כשהיא עוברת דרך דחיסויות שונות בתוך האובייקט יוצרת ניגודיות תמונה. נתונים תלת-ממדיים מתקבלים על ידי סיבוב המדגם או הגלאי, איסוף סדרה של תמונות הקרנה 2D כי הם משוחזרים לאחר מכן באמצעות אלגוריתמים לתוך טומוגרמה המכילה מידע 3D שהרזולוציה שלהם היא איזוטרופית x, y,z15. עבור סורקי μ-CT רבים המשתמשים בגיאומטריית רנטגן של קרן חרוט כדי להקרין צילומי רנטגן באובייקט שממוצל, אלגוריתם פלדקמפ משמש לשחזור מדויק של האובייקט עם שגיאות מינימליות16.
הרזולוציה של פלטפורמה נתונה נקבעת בעיקר על ידי פרמטרי מערכת כגון גודל קרן הרנטגן (גודל ספוט), גיאומטריית סורק (מרחק מאובייקט למקור רנטגן), גודל הפיקסלים בגלאי ואלגוריתם השחזור המועסק. גורמים נוספים, כגון תנודות סורק, תנודות קרן רנטגן, תנועת מדגם, סוג החומר או כתם כימי המשמש לדמיין את האובייקט יכול גם להשפיע באופן משמעותי על רזולוציה מרחבית תחת condidtions הדמיה בעולם האמיתי15.
עבור יישומים ביו-רפואיים, CT ו- μ-CT מילאו תפקיד מרכזי בקידום הבנתנו מנגנוני אנטומיה, פיזיולוגיה, פיתוח ומחלות, המשמשים ככלי הן לאבחנות המטופלים האנושיים והן כפלטפורמת הדמיה פרה-אקלינית עבור אורגניזמים מודל17,18. לדוגמה, קונסורציום פנוטיפינג הבינלאומי עכבר, שמטרתו לזהות את הפונקציה של כל גן בגנום העכבר, משתמש μ-CT כחלק צינור פנוטיפינגשלהם 19. התוצאות שלהם היו קריטיות להבנת גנים המעורבים בתהליכי התפתחות ומחלות, ובמקביל שימשו אטלס לאנטומיה ופיתוח שלעכברים 20. אורגניזמים מודל אחרים, כגון דגי זברה וחולדות, אימצו גם את השימוש μ-CT לביצוע פנוטיפינג של בעלי חיים שלמים של מספר מוטציותגנים 17,21,22,23.
היתרון של שילוב הדמיה של בעלי חיים שלמים עם אורגניזמים לדוגמה הוא שניתן לחקור באופן מלא הבנה מכנית של תפקוד הגנים לתהליך ביולוגי נתון. זה אפשרי בגלל הגנומים המאופיינים היטב וכלים גנטיים רבים הזמינים באורגניזמים מודל המאפשרים מניפולציה מדויקת של תפקוד הגנים בנקודות זמן התפתחותיות ברורות, רקמות ספציפיות, תאים בודדים, ואפילו אברונים תת-תאיים. אלה כוללים מערכות ביטוי בינאריות כגון מערכת UAS /GAL4 (ונגזרותיה הרבות), CRISPR/Cas9 ו- RNAi24,25,26. כאשר כלים גנטיים אלה משמשים בשילוב עם צינור הדמיה רב עוצמה המורכב ממיקרוסקופיה אלקטרונית, מיקרוסקופיה קלה (פלואורסצנטית ולא פלואורסצנטית), והדמיה של בעלי חיים שלמים כגון μ-CT, הערכה יסודית של מולקולות, תאים, רקמות, איברים והאורגניזם כולו ניתן להשיג, המאפשר הבנה עמוקה הרבה יותר של תפקוד הגנים.
פרוטוקול זה מתמקד בשימוש μ-CT באורגניזם המודל הלא יונקי Drosophila melanogaster, שכליו הגנטיים הרבים עזרו להדגיש מנגנונים מולקולריים רבים26,27. הוא אומץ מפרוטוקולים קודמים בחרקים שאינם מודל1,28,29,30,31,32, ובונה ממחקרים קודמים μ-CT בדרוסופילים כדי לקבוע פרוטוקול סטנדרטי לשימושו בחיה זו 33 ,34,35,36,37,38,39 ,40,41. השלבים להכנה מוצלחת של מדגם, הדמיה וניתוח של ערכות נתונים fly μ-CT באמצעות סורקים זמינים מסחרית מפורטים. עם פרוטוקול זה, ניתן לדמיין את כל השלבים ההתפתחותיים של הזבוב ברזולוציה גבוהה הן עבור מחקרים תיאוריים והן למחקרי בדיקת השערה, כולל טקסונומיה, אנטומיה, פיתוח, פיזיולוגיה ומחלה27. פרוטוקול זה יהיה שימושי גם להדמיה כמעט כל חרק ואפילו חומרים שאינם חיים הדורשים כתמים כימיים עבור ניגודיות תמונה כדי לשפר את ההדמיה על ידי μ-CT.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>100% Ethanol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For critical point drying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bouin&#39;s Solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>HT10132</td>
			<td>For animal fixation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Critical Point Dryer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dries samples using the critical point method; multiple options available (Balzers CPD 020 or Leica EMCPD300)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dragonfly Software</td>
			<td>Object Research Systems</td>
			<td></td>
			<td>For visualization and segmentation of micro-CT datasets; https://www.theobjects.com/dragonfly/index.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat Block</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For microfuge tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image Analysis Workstation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Should contain sufficient RAM and quality graphics card for 3D rendering</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine Solution (I2KI)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SI86-1</td>
			<td>For staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcomputed Tomography Scanner</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>Skyscan 1172</td>
			<td>Cone-beam X-Ray geometry; detector is a Hamamatsu 10 MP camera with 11.54 &#181;m pixel size.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcomputed Tomography Scanner Software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td></td>
			<td>For controling the scanner itself (e.g., performing flat field corrections, X-ray tube power, camera expsoure times, acquisition, etc.)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-15</td>
			<td>For poking hole in cuticle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NRecon Image Reconstruction Software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td></td>
			<td>Used to reconstruct cross-section images from 2D projection images taken with cone-beam X-Ray geometry</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P10 pipet tips</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>24-120</td>
			<td>Sample mounting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Resarch Products International</td>
			<td>P32060-4000.0</td>
			<td>Dilute to 1X with water before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphotungstic Acid Hydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>79690-25g</td>
			<td>For staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pin Holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26018-17</td>
			<td>For Minutien Pins</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Research Products International</td>
			<td>111036</td>
			<td>To remove waxy coating from adult flies (as 0.5% PBST)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-Ray Microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Xradia 520 Versa</td>
			<td>Cone-beam X-Ray geometry featuring Fresnel zone plate objective lenses for Resoluton at a Distance (RaaD&#8482;)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

whole animal imaging of drosophila melanogaster using microcomputed tomography

כלי הדמיה ביו-רפואיים מאפשרים חקירה של מנגנונים מולקולריים על פני קשקשים מרחביים, גנים ועד אורגניזמים. Drosophila melanogaster, אורגניזם מודל מאופיין היטב, נהנה משימוש במיקרוסקופיה אור ואלקטרון כדי להבין את תפקוד הגנים ברמה של תאים ורקמות. היישום של פלטפורמות הדמיה המאפשרות הבנה של תפקוד הגנים ברמה של האורגניזם השלם כולו ישפר עוד יותר את הידע שלנו על מנגנונים גנטיים. כאן מוצגת שיטת הדמיה מלאה של בעלי חיים המתארת את השלבים הדרושים כדי לדמיין את Drosophila בכל שלב התפתחותי באמצעות טומוגרפיה מיקרו-ממוחשבת (μ-CT). היתרונות של μ-CT כוללים מכשור זמין מסחרית וזמן מעשי מינימלי כדי לייצר מידע תלת-ממדי מדויק ברזולוציה ברמת מיקרון ללא צורך בשיטות ניתוח רקמות או ניקוי. בשילוב עם תוכנה המאיצה ניתוח תמונה ועיבוד תלת-ממדי, ניתן לבצע ניתוח מורפומטרי מפורט של כל מערכת רקמות או איברים כדי להבין טוב יותר מנגנוני פיתוח, פיזיולוגיה ואנטומיה הן למחקרי בדיקה תיאוריים והן למחקרי בדיקת השערה. על ידי שימוש בתהליך הדמיה המשלבת שימוש במיקרוסקופיה אלקטרונית, מיקרוסקופיה קלה ו- μ-CT, ניתן לבצע הערכה יסודית של תפקוד הגנים, ובכך לקדם את התועלת של אורגניזם מודל רב עוצמה זה.

איור 2 מציג תמונות של עובר, זחלי אינסטאר3, גלמים בשלב הבוגרים של פארה (P7), וזבוב מבוגר מוכתם ביוד ודמותו מיובשת במים באמצעות סורק ספסל מסחרי. שימור מעולה ואפילו כתמים של רקמות עדינות נראים לעין, ומאפשרים לזהות בקלות את כל האיברים העיקריים ולהשתמש בהם לניתוח מורפומטרי והדמיה תלת ממדית.
בדרך כלל, סריקות שרוכשות פחות תמונות הקרנה של הדגימה מספקות רזולוציה נמוכה יותר מאשר סריקות שרוכשות יותר תמונות הקרנה, כאשר ההחלפה היא זמן שהוקדש לסריקה. למרות זמני הסריקה ישתנו על ידי מכשיר ופרמטרים אחרים סריקה, סריקות לרכוש כמה מאות תחזיות (~ 3 מיקרומטר גודל פיקסל תמונה) לוקח בערך 30 דקות לכל דגימה, בעוד סריקות המורכבות אלפי תמונות הקרנה (700 nm-1.25 μm גודל פיקסל תמונה) יכול לקחת 8-16 שעות. השוואה של אותה כיסוי ראש זבוב למבוגרים שצולם הן במצב סריקה 'איטי' (אלפי תחזיות) והן במצב סריקה 'מהיר' (מאות תחזיות) מוצגת באיור 3. חשוב לציין, ניתוחים מורפומטריים אינם שונים בין סריקות 'איטיות' ו'מהירות' (איור 3C)40. צינור ההדמיה שלנו, אם כן, משתמש בסריקות מהירות כדי ליצור גודל מדגם גדול מספיק לניתוח מורפומטרי, וסריקות איטיות כדי לדמיין פגמים מורפולוגיים או אנטומיים ברזולוציה גבוהה יותר. באמצעות התוכנה (שלב 7), כל רקמה או מערכת איברים של עניין ניתן לפלח ולהשתמש לניתוח מורפומטרי ודמיינו בתלת-ממד באמצעות יוצר הסרטים (סרט 1).
איור 4 מראה דוגמה של הבטן הזבוב מוכתם עם PTA ו התמונה hydrated (מים) או בעקבות ייבוש נקודה קריטית (CPD) על מיקרוסקופ רנטגן (שולחן החומרים). הפרטים המוענקים על ידי שילוב של ועד ההורים והיכולות של פלטפורמה זו ניכרים בקלות בתמונות אלה, כך שתאי אפיתליה בודדים של מידגוט וחבילות זרע בתוך האשכים נפתרים בקלות. בעוד שתמונת CPD מראה רזולוציה מוגברת שולית בהשוואה לדגימה hydrated, שימור טוב יותר של אולטרה מבנה של רקמות עדינות (כגון תאי השומן ליד החתך) מושגת עם דגימות hydrated(סרט 2).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61515/61515fig01.jpg"> איור 1: מבט כולל על עיצוב הסורק והרכבת הדגימה עבור μ-CT. (A)ספסל מסחרי μ-CT סורק. (B)הצג בתוך הסורק. מקור הרנטגן (מימין) פולט צילומי רנטגן העוברים דרך המדגם הממוקם על שלב מסתובב (חץ צהוב). ההנחיה של צילומי רנטגן אלה יוצרת ניגודיות תמונה כאשר הם עוברים דרך המדגם אל הגלאי, המורכב ממסך נוצץ הממיר צילומי רנטגן לפוטונים ומצלמת CCD סטנדרטית (משמאל). (ג)הרכבה של זבוב פירות בוגר להדמיה מיובשת במים. נקודות החיבור בין קצה הפיפטה למחזיק הפליז עטופים בסרט פרפין למניעת דליפה ונזק פוטנציאלי לסורק. גם צ'אק הבמה מודגש. שימו לב שקצה הפיפטה היה ממוקם מעט מחוץ לציר, מה שהוביל לזמן סריקה ארוך יותר ולצמצום הרזולוציה בשחזור הסופי. (D)תמונת הקרנה דו-ממדית אחת של זבוב נקבה בוגר; מאות עד אלפי תחזיות אלה נרכשות במהלך סריקה לאורך ציר הסיבוב ומשמשות לשחזור כדי ליצור טומוגרמה המכילה רזולוציה איזוטרופית ומידע תלת-ממדי מדויק. מוטות קנה מידה (C) = 2 מ"מ. P, אחורי; וי, גחון. נתון זה שונה מ Schoborg ואח'40. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61515/61515fig01large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61515/61515fig02.jpg"> איור 2: כל שלבי מחזור החיים של Drosophila melanogaster, בתמונה על ידי μ-CT. דגימות מוכתמות ביוד ותמונה hydrated במים. מוצג פרוסה 2D יחיד. (א)עובר שהשלים את השלבים המוקדמים של גסטריולציה (כוכבית). (B)זחל כוכב שלישי. (C)P7 pharate מבוגר במהלך מטמורפוזה. (ד)נקבה בוגרת. איברים שונים מודגשים: BWM, שרירי דופן הגוף; בר, מוח; דיסק, קרדיה; Cr, יבול; DLMs, שרירי אורך שרירי גלשית שרירים; DVM, שרירי גחון גחון שרירים; E-AD, דיסק אנטנה לעיניים; אם, עובר; FB, גופים שמנים; FBCs, תאי גוף שומן; ח', לב; ה"ג, הינדגוט; לה, למינה; L, רגל; מ"ג, מידגוט; OL, אונה אופטית במוח; אוב, ovipositor; PC, ציפורניים pupal; ס"ג, בלוטות רוק; VNC, כבל עצב גחוני; W, כנף; WD, דיסק כנף. מוטות קנה מידה (A) = 100 מיקרומטר; (B)-(D) = 500 מיקרומטר. D, דורסל; א' ל', שמאלה. פרמטרי סריקה: מקור למרחק דגימה (מ"מ): (A, D) 36.5, (B) 48.8, (C) 40.3. מקור למרחק מצלמה (מ"מ): (A, D) 350, (B, C) 285. גודל פיקסל מצלמה (מיקרומטר): (A-D) 11.6. גודל פיקסל תמונה (מיקרומטר): (A, D) 1.2, (B) 1.9, (C) 1.7. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61515/61515fig02large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61515/61515fig03.jpg"> איור 3: פרמטרי סריקה ורזולוציית תמונה אינם משנים ניתוחים מורפומטריים. ראש מבוגר נסרק באמצעות הגדרות הסורק 'מהיר'(A, A') (מאות תחזיות) והגדרות הסורק 'איטי' (אלפי תחזיות) ו-(B, B') (אלפי תחזיות). המוח מתואר בצהוב. (C)מדידות נפח המוח מסריקות איטיות ומהירות. מבנים מודגשים: אל על; אונת האנטנה; CB, מוח מרכזי; FB, גוף בצורת מאוורר; FCs, תאי שומן; לה, למינה; לו, לובולה; LoP, צלחת לובולה; אני, מדולה; רי, רשתית. n = 5, מבחן t של וולש. ns = לא משמעותי. סרגלי קנה מידה = 100 מיקרומטר. פרמטרי סריקה: מקור למרחק דגימה (מ"מ): (A) 44.4, (B) 36.5. מקור למרחק מצלמה (מ"מ): (A) 348 (B) 350. גודל פיקסל מצלמה (מיקרומטר): (A-B) 11.6. גודל פיקסל תמונה (מיקרומטר): (A) 2.95, (B) 1.2. נתון זה שונה מ Schoborg ואח'40. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61515/61515fig03large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61515/61515fig04.jpg"> איור 4: הבטן של דרוזופילה מלנוגאסטר בתמונה של מיקרוסקופיה של קרני רנטגן. הבטן הוכתמה עם 0.5% PTA ותמונה hydrated (מים) או בעקבות ייבוש נקודה קריטית (CPD). (A)נקודה קריטית בטן מיובשת, מוצג מנקודת המבט YZ ו (A') XZ בפרספקטיבה. (B)בטן מיובשת, מוצג מנקודת המבט של YZ ו -(B') XZ בפרספקטיבה. איברים שונים מודגשים: FC, תאי שומן; ה"ג, הינדגוט; מ"ג, מידגוט; SP, משאבת זרע; טה, אשכים. מוטות קנה מידה (A) = 250 מיקרומטר. D, דורסל; א' ל', שמאלה. פרמטרי סריקה: מקור למרחק דגימה (מ"מ): (A) 6.7, (B) 7. מקור למרחק מצלמה (מ"מ): (A) 28 (B) 29.5. מטרה: (A-B) 4X. גודל פיקסל תמונה (מיקרומטר): (A-B) 0.65. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61515/61515fig04large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.</a>
סרט 1: זחל כוכב שלישי, שניתן בתלת-ממד באמצעות יוצר הסרטים בדרקון. איברים מודגשים כוללים את המוח (צהוב), דיסקים דמיוניים עיניים-אנטנה (אדום), גוף השומן (כחול) ואת שרירי דופן הגוף (ירוק). <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/61515/Movie_1_Revised.avi" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להוריד את הסרט הזה.</a>
סרט 2: השוואה בין דוגמאות שתמונות במים או מעקב אחר ייבוש נקודות קריטי. בטן מוכתמת עם 0.5% PTA מוצגים. שתי הבטן נסרקו עם הגדרות זהות בגודל פיקסל תמונה (0.65 מיקרומטר). סדרה של פרוסות דו-ממדיות מוצגות בתבנית 'Z-stack' (YZ) החל ממשטחת הגדש וכלה במשטח הגחון של הבטן. איברים מודגשים: FC, תאי שומן; מ"ג, מידגוט; SP, משאבת זרע; טה, אשכים. פרמטרי סריקה: מקור למרחק דגימה (מ"מ): (A) 6.7, (B) 7. מקור למרחק מצלמה (מ"מ): (A) 28 (B) 29.5. מטרה: (A-B) 4X. גודל פיקסל תמונה (מיקרומטר): (A-B) 0.65. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/61515/Movie_2_Revised.avi" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להוריד את הסרט הזה.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Whole Animal Imaging of Drosophila melanogaster using Microcomputed Tomography at JoVE.com

Whole Animal Imaging of Drosophila melanogaster using Microcomputed Tomography

פרוטוקול מוצג המאפשר הדמיה של Drosophila melanogaster שלם בכל שלב של פיתוח באמצעות טומוגרפיה מיקרו מחשב.

הדמיה חיה שלמה של Drosophila melanogaster באמצעות טומוגרפיה מיקרו-מחשבתית

Biomedical imaging tools permit investigation of molecular mechanisms across spatial scales, from genes to organisms. Drosophila melanogaster, a ...

whole-animal-imaging-drosophila-melanogaster-using-microcomputed

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Whole Animal Imaging of Drosophila melanogaster using Microcomputed Tomography

4.8K Views.  University of Wyoming. פרוטוקול מוצג המאפשר הדמיה של Drosophila melanogaster שלם בכל שלב של פיתוח באמצעות טומוגרפיה מיקרו מחשב.

Video: Whole Animal Imaging of Drosophila melanogaster using Microcomputed Tomography

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-הדמיה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; גלמי עין

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Upright Imaging of Drosophila Egg Chambers

Drosophila melanogaster oogenesis provides an ideal context for studying varied developmental processes since the ovary is relatively simple in architecture, is well-characterized, and is amenable to genetic analysis. Each egg chamber consists of germ-line cells surrounded by a single epithelial layer of somatic follicle cells. Subsets of follicle cells undergo differentiation during specific stages to become several different cell types. Standard techniques primarily allow for a lateral view of egg chambers, and therefore a limited view of follicle cell organization and identity. The upright imaging protocol describes a mounting technique that enables a novel, vertical view of egg chambers with a standard confocal microscope. Samples are first mounted between two layers of glycerin jelly in a lateral (horizontal) position on a glass microscope slide. The jelly with encased egg chambers is then cut into blocks, transferred to a coverslip, and flipped to position egg chambers upright. Mounted egg chambers can be imaged on either an upright or an inverted confocal microscope. This technique enables the study of follicle cell specification, organization, molecular markers, and egg development with new detail and from a new perspective.

Upright Imaging of Drosophila Egg Chambers

The upright imaging method described in this protocol allows for the detailed visualization of the poles of a developing Drosophila melanogaster egg. This end-on view provides a new perspective into the arrangements and morphologies of multiple cell types in the follicular epithelium.

הדמיה זקופה של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; לשכות ביצה

Drosophila melanogaster oogenesis provides an ideal context for studying varied developmental processes since the ovary is relatively simple in ...

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila melanogaster, inductive microenvironments known as larval Hematopoietic Pockets (HPs) have been identified as anatomical sites for the development and regulation of blood cells (hemocytes), in particular of the self-renewing macrophage lineage.&#160;HPs are segmentally repeated pockets between the epidermis and muscle layers of the larva, which also comprise sensory neurons of the peripheral nervous system. In the larva, resident (sessile) hemocytes are exposed to anti-apoptotic, adhesive and proliferative cues from these sensory neurons and potentially other components of the HPs, such as the lining muscle and epithelial layers. During normal development, gradual release of resident hemocytes from the HPs fuels the population of circulating hemocytes, which culminates in the release of most of the resident hemocytes at the beginning of metamorphosis. Immune assaults, physical injury or mechanical disturbance trigger the premature release of resident hemocytes into circulation. The switch of larval hemocytes between resident locations and circulation raises the need for a common standard/procedure to selectively isolate and quantify these two populations of blood cells from single Drosophila larvae. Accordingly, this protocol describes an automated method to release and quantify the resident and circulating hemocytes from single larvae. The method facilitates ex vivo approaches, and may be adapted to serve a variety of developmental stages of Drosophila and other invertebrate organisms.

Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva

Drosophila blood cells, or hemocytes, cycle between resident sites and circulation. In the larva, resident (sessile) hemocytes localize to inductive microenvironments, the Hematopoietic Pockets, while circulating hemocytes move freely in the hemolymph. The goal of this protocol is the standardized isolation and quantification of these two, behaviorally distinct but interchanging, hemocyte populations.

אוכלוסיות תאי דם Assaying של<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; זחל

In vertebrates, hematopoiesis is regulated by inductive microenvironments (niches). Likewise, in the invertebrate model organism&#160;Drosophila ...

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

גידול זבוב הפירות<em&gt; תסיסנית</em&gt; בתנאי Axenic ו Gnotobiotic

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Imaging of Cell Shape Alteration and Cell Movement in Drosophila Gastrulation Using DE-cadherin Reporter Transgenic Flies

Gastrulation is the first set of morphologically dynamic events that occur during the embryonic development of multicellular animals such as Drosophila. This morphological alteration is also recognized as epithelial to mesenchymal transition (EMT). Dysregulation of EMT is associated with fibrosis and cancer metastasis. There is emerging evidence that EMT is controlled by a number of molecular mechanisms. As such, many key genes that control apical constriction are also known to be important factors in the EMT observed in cancer metastasis. Like EMT during Drosophila gastrulation, epithelial cells can be induced to change their shape and be reprogrammed to redirect cell fate towards various other cell types. Here we provide a robust imaging method of Drosophila gastrulation to assay the initiation of morphogenetic cellular movements and cell fate identification during this stage of embryonic development. Using this method, we identify cell rearrangement at the time of gastrulation and demonstrate the importance of apical constriction during gastrulation using GFP labeled DE-cadherin.

Imaging of Cell Shape Alteration and Cell Movement in Drosophila Gastrulation Using DE-cadherin Reporter Transgenic Flies

Herein we describe a procedure to capture live images of Drosophila gastrulation. This has enabled us to better understand the apical constriction involved in early development and further analyze mechanisms governing cellular movements during tissue structure modification.

הדמיה של שינוי צורה של התא ותנועתו ב<em&gt; תסיסנית</em&gt; Gastrulation שימוש Reporter DE-cadherin זבובים טרנסגניים

Gastrulation is the first set of morphologically dynamic events that occur during the embryonic development of multicellular animals such as Drosophila. ...

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

הדמיה לטווח ארוך בשידור חי של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; דיסק העין

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the number of novel cell lines is expected to increase. The DGRC aims to familiarize researchers with using Drosophila cell lines as an experimental tool to complement and drive their research agenda. Procedures for working with a variety of Drosophila cell lines with distinct characteristics are provided, including protocols for thawing, culturing, and cryopreserving cell lines. Importantly, this publication demonstrates the best practices required to work with Drosophila cell lines to minimize the risk of contaminations from adventitious microorganisms or from other cell lines. Researchers who become familiar with these procedures will be able to delve into the many applications that use Drosophila cultured cells including biochemistry, cell biology and functional genomics.

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Drosophila cell lines are important reagents for both fundamental and biomedical research. This article provides protocols for thawing, subculturing, and the cryopreservation of commonly used Drosophila cell lines to assist researchers in incorporating the use of these reagents in their research.

מפשיר Culturing, Cryopreserving שורות תאים דרוזופילה

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...

Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster

In recent years there has been growing evidence that all organisms and the environment are exposed to hormone-like chemicals, known as endocrine disruptor chemicals (EDCs). These chemicals may alter the normal balance of endocrine systems and lead to adverse effects, as well as an increasing number of hormonal disorders in the human population or disturbed growth and reduced reproduction in the wildlife species. For some EDCs, there are documented health effects and restrictions on their use. However, for most of them, there is still no scientific evidence in this sense. In order to verify potential endocrine effects of a chemical in the full organism, we need to test it in appropriate model systems, as well as in the fruit fly, Drosophila melanogaster. Here we report detailed in vivo protocols to study endocrine disruption in Drosophila, addressing EDC effects on the fecundity/fertility, developmental timing, and lifespan of the fly. In the last few years, we used these Drosophila life traits to investigate the effects of exposure to 17-&#945;-ethinylestradiol (EE2), bisphenol A (BPA), and bisphenol AF (BPA F). Altogether, these assays covered all Drosophila life stages and made it possible to evaluate endocrine disruption in all hormone-mediated processes. Fecundity/fertility and developmental timing assays were useful to measure the EDC impact on the fly reproductive performance and on developmental stages, respectively. Finally, the lifespan assay involved chronic EDC exposures to adults and measured their survivorship. However, these life traits can also be influenced by several experimental factors that had to be carefully controlled. So, in this work, we suggest a series of procedures we have optimized for the right outcome of these assays. These methods allow scientists to establish endocrine disruption for any EDC or for a mixture of different EDCs in Drosophila, although to identify the endocrine mechanism responsible for the effect, further essays could be needed.

Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster

Endocrine disruptor chemicals (EDCs) represent a serious problem for organisms and for natural environments. Drosophila melanogaster represents an ideal model to study EDC effects in vivo. Here, we present methods to investigate endocrine disruption in Drosophila, addressing EDC effects on fecundity, fertility, developmental timing, and lifespan of the fly.

שיטות לבדיקת הפרעה אנדוקרינית בדרוזופילה מלאנוסטר

In recent years there has been growing evidence that all organisms and the environment are exposed to hormone-like chemicals, known as endocrine disruptor ...

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous system and protects neural tissue from toxins and pathogens. Defects in the formation of this barrier have been correlated with neuropathies, and the breakdown of this barrier has been observed in many neurodegenerative diseases. Therefore, it is critical to identify the genes that regulate the formation and maintenance of the blood-brain barrier to identify potential therapeutic targets. In order to understand the exact roles these genes play in neural development, it is necessary to assay the effects of altered gene expression on the integrity of the blood-brain barrier. Many of the molecules that function in the establishment of the blood-brain barrier have been found to be conserved across eukaryotic species, including the fruit fly, Drosophila melanogaster. Fruit flies have proven to be an excellent model system for examining the molecular mechanisms regulating nervous system development and function. This protocol describes a step-by-step procedure to assay for blood-brain barrier integrity during the embryonic and larval stages of D. melanogaster development.

Assay for Blood-brain Barrier Integrity in Drosophila melanogaster

Blood-brain barrier integrity is critical for nervous system function. In Drosophila melanogaster, the blood-brain barrier is formed by glial cells during late embryogenesis. This protocol describes methods to assay for blood-brain barrier formation and maintenance in D. melanogaster embryos and third instar larvae.

שיטת שלמות המוח בדם בדרוזופילה מלאנוסטר

Proper nervous system development includes the formation of the blood-brain barrier, the diffusion barrier that tightly regulates access to the nervous ...

Visualizing the Effects of Oxidative Damage on Drosophila Egg Chambers using Live Imaging

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ribonucleoprotein particle movement, mRNA localization, organelle movement, and cytoskeletal dynamics. There are several methods for live imaging that have been developed. Due to the fact that each method involves dissecting individual ovarioles placed in media or halocarbon oil, cellular damage due to hypoxia and/or physical manipulation will inevitably occur over time. One downstream effect of hypoxia is to increase oxidative damage in the cells. The purpose of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries after induction of controlled cellular damage. Here, we use hydrogen peroxide to induce cellular oxidative damage and give examples of the effects of such damage on two subcellular structures, mitochondria and Clu bliss particles. However, this method is applicable to any subcellular structure. The limitations are that hydrogen peroxide can only be added to aqueous media and would not work for imaging that uses halocarbon oil. The advantages are that hydrogen peroxide is readily available and inexpensive, acts quickly, its concentrations can be modulated, and oxidative damage is a good approximation of damage caused by hypoxia as well as general tissue damage due to manipulation.

The objective of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries.

הדמיה של ההשפעות של נזק חמצוני על תאי ביצה Drosophila באמצעות הדמיה חיה

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ...

הדמיה חיה שלמה של Drosophila melanogaster באמצעות טומוגרפיה מיקרו-מחשבתית

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Live-הדמיה של

הדמיה זקופה של

אוכלוסיות תאי דם Assaying של

גידול זבוב הפירות

הדמיה של שינוי צורה של התא ותנועתו ב

הדמיה לטווח ארוך בשידור חי של

מפשיר Culturing, Cryopreserving שורות תאים דרוזופילה

שיטות לבדיקת הפרעה אנדוקרינית בדרוזופילה מלאנוסטר

שיטת שלמות המוח בדם בדרוזופילה מלאנוסטר

הדמיה של ההשפעות של נזק חמצוני על תאי ביצה Drosophila באמצעות הדמיה חיה