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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

I protocolli sono descritti per studiare la migrazione delle cellule del cancro al seno, la proliferazione e la colonizzazione in un tessuto osseo sistema modello espianto umana.

Abstract

Bone è la sede più comune di metastasi del cancro al seno. Anche se è ampiamente accettato che il comportamento delle cellule di cancro influenze microambiente, poco si sa circa le proprietà delle cellule del cancro al seno e comportamenti all'interno del microambiente nativo del tessuto osseo umano. Abbiamo sviluppato approcci per monitorare, quantificare e modulare le cellule del cancro al seno umano nel microambiente di frammenti umani in coltura di tessuto osseo isolati da teste femorali scartati seguenti totali interventi chirurgici di sostituzione dell'anca. Usando le cellule del cancro al seno ingegnerizzate per luciferasi e migliorate proteina fluorescente verde (EGFP) espressione, siamo in grado di quantificare in modo riproducibile di migrazione e proliferazione modelli che utilizzano l'imaging bioluminescenza (BLI), interazioni cellulari pista entro i frammenti ossei mediante microscopia a fluorescenza, e valutare le cellule del seno dopo colonizzazione con citometria a flusso. I vantaggi principali di questo modello sono: 1) un nativo, MicroE tessuto architettonico intattonvironment che include importanti tipi di cellule umane, e 2) l'accesso diretto al microambiente, che facilita la rapida quantitativa e monitoraggio qualitativo e perturbazione del seno e delle cellule delle ossa proprietà, comportamenti e interazioni. Una limitazione primaria, attualmente, è finita la vitalità dei frammenti di tessuto, che delimita la finestra di studio per coltura breve termine. Applicazioni del sistema modello comprendono lo studio della biologia di base di cancro al seno e di altri tumori maligni ossa cerca all'interno della nicchia metastatica, e lo sviluppo di strategie terapeutiche per indirizzare in modo efficace le cellule del cancro al seno nei tessuti ossei.

Introduzione

Il microambiente tumorale è ampiamente riconosciuto come un fattore determinante del comportamento delle cellule di cancro durante la progressione del cancro al seno e metastasi diffuse 1-3. L'obiettivo del metodo presentato qui è quello di facilitare lo studio delle cellule del cancro al seno nel microambiente del tessuto osseo umano, la sede più frequente di cancro al seno metastasi 4-6. Bone comprende mineralizzati e midollo compartimenti 7-9, entrambe ospitano cellule e fattori secreti implicati nella progressione metastatica 10,11. Benché ampiamente utilizzato in modelli di topo vivo facilitare studi sistemici del processo metastatico 12-15, interazioni delle cellule all'interno dello scheletro non sono facilmente accessibili per l'osservazione e la perturbazione diretta. Sistemi modello per lo studio e la coltura dei tessuti osseo di topo e cellule del mouse midollo forniscono un migliore accesso e hanno prodotto molte intuizioni per quanto riguarda le interferenze ei meccanismi alla base delle cellule del cancro al seno metastasis dello scheletro murino 16-22. Tuttavia, gli studi hanno suggerito che ci possono essere specie-specifiche modelli di osteotropism per il tessuto osseo 23,24. Questi modelli potrebbero riflettere specie-specifiche intrinseche differenze nelle proprietà del tessuto osseo, differenze derivanti dalla alterati popolazioni di midollo osseo in topi con deficit immunitario 11, e / o la relativamente giovane età di topi utilizzati in esperimenti, che sono tutti probabili determinanti dell'osso microambiente.

In vitro approcci per studiare le cellule del cancro al seno in co-colture di ossa umane sono in genere concentrati su specifici tipi di cellule di osso, come osteoblasti derivate dal midollo o cellule stromali in coltura come monostrato oa ingegnerizzati sistemi modello 3-dimensionale 25-35. Sebbene i modelli di coltura cellulare a 2 dimensioni hanno costituito la colonna portante di in vitro approcci per la ricerca sul cancro, si è da tempo riconosciuto che il comportamento delle cellule è fondamentalmente alterata in monolayer sistemi di coltura 18,36,37. Questo ha portato allo sviluppo di microambienti ingegnerizzati che imitano la complessità dei tessuti viventi 3-dimensionali, compresi da matrice e modelli basati scaffold composti di materiali naturali quali collagene, polimeri sintetici o seminate con specifici tipi cellulari per creare microambienti tessuto-like 36-41. Approcci di ingegneria hanno incluso anche l'uso di piattaforme bioreattore per controllare e studiare il milieu ormonale del microambiente 18,19,41-43. Sebbene i modelli biomimetici e bioreattori forniscono molti elementi di un microambiente tissutale complesso in un ambiente controllato, e sono state applicate con successo per promuovere lo studio delle metastasi del cancro al seno alle ossa 18,19,35,42,43, sistemi modello ingegnerizzati genere non incorporano l'intera gamma di tipi di cellule e componenti della matrice extracellulare presenti all'interno dell'ambiente osso nativo.

Fino a poco tempo, il cancro al senocellule non sono stati studiati nel nativa, intatta, microambiente 3-dimensionale del tessuto osseo umano. Recentemente abbiamo segnalato lo sviluppo di un modello di co-coltura con frammenti di tessuto osseo umano isolato da protesi totale d'anca (THR) Chirurgia campioni 44. Questi esemplari porto sia i comparti mineralizzate e midollo necessarie per studiare i meccanismi alla base di micro-metastasi in coltura breve termine. In lavori precedenti abbiamo stabilito prova di principio per l'utilizzo di bioluminescenza (BLI) per monitorare la proliferazione delle cellule del cancro al seno-luciferasi che esprimono (MDA-MB-231-Fluc) co-coltura con frammenti di ossa 44. Qui vi presentiamo dettagliate protocolli sperimentali per lo studio la proliferazione delle cellule del cancro al seno, la colonizzazione, e la migrazione nel contesto del microambiente nativo utilizzando espianti di tessuto osseo umano.

Innanzitutto vi presentiamo un protocollo per la co-coltura di cellule di cancro al seno adiacenti frammenti ossei per misurare senoproliferazione cellulare utilizzando BLI. In questa sezione, sospensioni di cellule vengono seminate al seno come macchie di cellule in piastre da 6 pozzetti adiacenti frammenti ossei, che sono immobilizzati da pezzi di cera ossea. Pozzetti di controllo contengono cera ossea, ma nessun frammento osseo. Una volta che i punti di cellule attaccano, si aggiunge medio e il piatto è in coltura per 24 ore, dopo di che l'intensità del segnale bioluminescente (associato al numero di cellulare) viene misurata con BLI. Nella fase successiva vi presentiamo i metodi per le cellule del cancro al seno co-coltura seminati direttamente su frammenti di ossa di studiare la colonizzazione e la proliferazione. Qui le sospensioni cellulari seno sono pipettati direttamente sui frammenti di tessuto osseo, che sono monitorati nella cultura da BLI e microscopia a fluorescenza nel tempo per monitorare la colonizzazione e il numero di cellulare. In questo metodo, il vano osseo può essere lavato dai frammenti ossei in qualsiasi punto di tempo per l'analisi di cellule di carcinoma mammario colonizzati mediante citometria di flusso, o saggi di vitalità osseo.

Inoltre, Describa due diversi approcci per misurare la migrazione delle cellule del cancro al seno. Nel primo metodo passaggi vengono descritti per misurare la migrazione verso tessuto osseo supernatanti di coltura. In questo protocollo le cellule tumorali del seno vengono seminate sulle interni, superfici superiori di Transwell inseriscono membrane con un 8 micron dimensione dei pori (come mostrato nella Figura 1A). Gli inserti vengono poi poste in un piatto ricevitore con pozzetti contenenti surnatante tessuto osseo o mezzo di controllo. Nel corso di un periodo di incubazione di 20 ore, un piccolo numero di cellule di carcinoma mammario migrano attraverso le membrane inserto giù nei pozzetti inferiori tessuto coltura dove attaccano alla rivelazione per BLI. Nel secondo metodo di migrazione delle cellule tumorali del seno vengono seminate sulle superfici esterne inferiori delle membrane inserti Transwell. Frammenti di tessuto osseo vengono inseriti nelle tazze di inserimento e le cellule di carcinoma mammario migrano attraverso le membrane a colonizzare i frammenti ossei (come mostrato nella Figura 1B), chevengono poi ripreso con BLI.

Protocollo

Teste femorali sono stati prelevati da pazienti sottoposti a chirurgia elettiva THR presso il Dipartimento di Chirurgia Ortopedica presso la Facoltà di Medicina dell'Università di Stanford. Tutti i tessuti sono stati raccolti come campioni de-identificati conformemente ai regolamenti della ricerca dell'Ufficio Compliance Stanford University.

1. Selezione di un cancro al seno linea cellulare (s)

  1. Ottenere o trasfettare linea di cellule di cancro al seno desiderata (s) con una luciferasi-GFP giornalista costrutto. I seguenti esperimenti sono stati eseguiti utilizzando il MCF-7 di cancro al seno linee cellulari progettati per l'espressione stabile di luciferasi lucciola (Fluc) e la proteina fluorescente verde (EGFP) MDA-MB-231 e dalla trasfezione con la Bella Addormentata transposon plasmide pKT2 / Lubig e il pK trasposasi plasmide / hUbiC-SB11 45,46.
    NOTA: Le linee cellulari transfettate sono indicati come MDA-MB-231-Fluc-EGFP e MCF-7-Fluc-EGFP.

2. Isolare Tissue Fragments da femorali Heads

  1. Dopo l'intervento chirurgico THR, raccogliere la testa femorale scartato in un contenitore sterile riempito con soluzione salina fisiologica. Trasferire il campione al laboratorio ed elaborare entro 1-3 ore di intervento chirurgico. Nota: se c'è un ritardo nella lavorazione, posizionare il campione a 4 ° C.
  2. Preparare una zona di lavoro inserendo le seguenti voci su un tappetino assorbente in una cappa coltura tissutale flusso laminare: guanti sterili, rongeur chirurgica, pinze, bicchiere con il 70% di isopropanolo per lavare gli strumenti e recipienti di coltura dei tessuti, come previsto per ogni tipo di esperimento .
  3. Indossare un guanto chirurgico sterile per tenere la testa del femore rotonda in una mano, utilizzare la rongeur nell'altra mano per estrarre frammenti ossei trabecolari di dimensioni desiderate (~ 2-5 mm) dal albero superiore esposta del femore. Trasferire frammenti ossei nel recipiente di coltura (ad esempio, 6, 12, o 24 pozzetti coltura tissutale o camera di migrazione), a seconda del tipo della proliferazione, colesperimento onization o la migrazione, come descritto nei passaggi da 3, 4 o 5.
    NOTA: frammenti di tessuto osseo deve essere raccolto come descritto sopra dopo aver completato i passaggi iniziali per ogni saggio specifico di proliferazione, colonizzazione o migrazione. Frammenti varieranno in dimensioni come mostrato in Figura 2. I frammenti possono essere pesati prima o dopo esperimenti allo scopo di normalizzazione.

3. Co-coltura di cellule tumorali del seno Adiacente a frammenti ossei di Misura seno Cell Proliferation Uso BLI

  1. Prima dell'esperimento, preparare una sospensione contenente 2 x 10 5 cellule del cancro al seno / 50 microlitri, e preparare i tappi di cera osso per immobilizzare frammenti ossei nella cultura. Tagliare una punta P200 micropipetta in 3 pezzi e utilizzare l'estremità più stretta il più grande pezzo in modo "cookie cutter" per tagliare piccoli (~ 35 mg) pezzi di cera osso. Utilizzare l'estremità larga del pezzo più piccolo per espellere i tappi di cera osso in una capsula di Petriper lo stoccaggio.
  2. Posizionare un pezzo di cera osso nella posizione delle 12 di ogni bene e premere delicatamente con un indice sterile guantata.
  3. Pipettare 50 ml di sospensione cellulare contenente 1 x 10 5 cellule di carcinoma mammario in DMEM-10% FBS + Pen-Strep nel centro di ciascun pozzetto di una piastra da 6 pozzetti. (In alternativa, le cellule di semi in un modello di dispersione, se lo si desidera). Posizionare la piastra a 37 ° C di coltura tissutale incubatore per 45 min a promuovere l'adesione delle cellule.
  4. Mettere frammento osseo 1 su 1 pezzo di cera dell'osso per ogni pozzetto sperimentale e applicare una leggera pressione con il rongeur per fissarlo. Effettuare esperimenti in triplice copia in modo che 3 frammenti ossei di un dato campione THR vengono inseriti nei primi tre pozzi, mentre la parte inferiore tre pozzi contengono cera osso solo come controlli.
  5. Usando una pipetta da 5 ml, delicatamente e lentamente fornire 5 ml di DMEM-10% FBS al lato di ogni pozzetto per evitare di spostare le cellule del seno o frammenti ossei. Posizionare la piastra a 3776; C tessuto cultura incubatore per 20-24 ore.
  6. Per eseguire l'imaging bioluminescenza (BLI) rimuovere la piastra dall'incubatore e aggiungere substrato luciferina (per ottenere una concentrazione di 300 mg / ml) per ciascun bene. Immagine del piatto immediatamente su una piattaforma di imaging IVIS utilizzando i seguenti parametri: f-stop di 1, piccolo di categorizzazione, tempo di esposizione di 1 sec, livello D. Misurare l'intensità del segnale di ogni e radianza media (fotoni / secondo / centimetro quadrato / steradiante).
  7. Utilizzare il software di imaging per definire regioni di interesse (ROI) per quantificare la radianza media per tutti i pozzetti sperimentale e di controllo. Esportare i valori medi di radianza a un foglio Excel per effettuare statistiche e generare grafici.

4. Co-coltura di cellule tumorali del seno seminati direttamente su frammenti ossei allo Studio Colonizzazione e numero di cellulare

  1. Utilizzare pinze per inserire frammenti ossei direttamente nei pozzetti vuoti di una piastra di coltura tissutale 24 pozzetti (1 frammento / pozzetto).
  2. Semeette 50 microlitri sospensione cellulare gocciolina di DMEM-10% FBS contenente 1 x 03-06 Ottobre cellule di carcinoma mammario direttamente sulla parte superiore di ciascun frammento osseo. Posizionare la piastra a 37 ° C di tessuto cultura incubatore per 45 min a promuovere l'adesione delle cellule. Aggiungere delicatamente 1-2 ml DMEM-10% FBS nel lato di ciascun pozzetto tale che il frammento è interamente sommerso in terreno. Incubare la piastra a 37 ° C di tessuto cultura incubatore per 20-24 ore.
  3. Dopo l'incubazione, utilizzare pinze per trasferire ciascun frammento tessuto osseo ad una piastra da 24 pozzetti fresco contenente 1 ml DMEM-10% FBS in ciascun pozzetto. Per eseguire BLI, seguire i passaggi 3,6-3,7 sopra. Inoltre, i frammenti possono essere visualizzati con un microscopio a fluorescenza, o scaricate per ottenere la popolazione osseo per le analisi di numero di cellule di cancro al seno e le proprietà come descritto al punto 6.
  4. Per preparare i frammenti intatti per la valutazione qualitativa al microscopio a fluorescenza seguente BLI, pipetta 5 ml di soluzione di etichettatura bifosfonati fluorescente (preconfrontato secondo le istruzioni del produttore) in ogni pozzetto per etichettare spicole mineralizzati dei frammenti ossei. Incubare la piastra nel tessuto culturale incubatore per un altro 24 hr.
  5. Dopo 24 ore di cultura in soluzione di etichettatura bifosfonati fluorescente, utilizzare pinze per trasferire i frammenti di piastre di coltura dei tessuti contenenti fenolo mezzo privo di rosso e vista utilizzando un microscopio a fluorescenza configurato per GFP immagine (485 nm) e l'etichetta bifosfonati (680 nm).

5. Misurare la migrazione delle cellule del cancro al seno a frammenti ossei dei tessuti e colto Bone Fragment surnatante

  1. La migrazione verso il tessuto osseo cultura surnatante.
    NOTA: eseguire esperimenti in triplice copia in modo che 3 frammenti di un dato campione THR sono usati per generare 3 surnatanti. Per ogni esperimento, la migrazione è confrontata su tre pozzetti contenenti surnatanti ossee vs tre pozzetti contenenti mezzo di controllo solo.
    1. Genera tis ossocitare supernatanti inserendo frammenti ossei nei pozzetti di una piastra a 12 pozzetti contenenti 2.2 ml DMEM-10% FBS per pozzetto. Cultura in un 37 ° C di tessuto cultura incubatore per 24 ore. Estrarre il supporto a 24 ore e sostituirlo con 2,2 ml di fresca DMEM-10% FBS. Pozzetti di controllo Trattare contenenti DMEM-10% FBS allo stesso modo.
      NOTA: Il terreno è cambiata in 24 ore per rimuovere i fattori secreti in risposta al trauma dei tessuti derivanti da un intervento chirurgico. Perché supernatanti tessuto osseo sono generati in FBS contenenti medie, pozzetti contenenti FBS contenente medio solo sono inclusi per il controllo per i contributi di FBS alla migrazione delle cellule del cancro al seno.
    2. A 48 ore, raccogliere 0,9 ml di ogni surnatante / mezzo di controllo e pipetta nei pozzetti di una piastra ricevente. Gli inserti saranno poi inseriti in questi pozzi. Incubare la piastra ricevente nel tessuto cultura incubatore mentre semina gli inserti. Nota: Il surnatante rimanente (~ 1 ml dopo evaporazione) possono essere raccolti per l'analisi di secretome factors se desiderato 44.
    3. Per seminare gli inserti Transwell, metterli in uno standard, di 24 e piastra di coltura tissutale vuoto. Pipettare sospensione cellulare 350 microlitri contenente 1 x 10 5 cellule di carcinoma mammario in DMEM-10% FBS sulla superficie della membrana interna superiore di ciascun inserto come illustrato nella Figura 1A. Posizionare la piastra da 24 pozzetti contenenti gli inserti testa di serie nel 37 ° C di coltura tissutale incubatore per 45 minuti per promuovere l'attaccamento.
    4. Una volta che le cellule hanno attribuito agli inserti, utilizzare pinze per trasferire gli inserti alla piastra ricevitore secondo le istruzioni del produttore. Angolo ogni inserto quando collocandola nel ricevitore bene per evitare la formazione di bolle tra la membrana di inserimento e il ricevitore ben surnatante. Incubare la piastra ricevitore con inserti per 20 ore a 37 ° C di tessuto cultura incubatore.
      NOTA: Controllare il lato inferiore della piastra ricevente per bolle tra la membrana inserto e il ricevitore ben supernatant. Se le bolle sono visibili, rimuovere gli inserti specifici e riposizionarli nel ricevitore bene fino a quando non bolle sono presenti.
    5. Dopo 20 ore di uso pinze per rimuovere gli inserti dalla piastra ricevente. Utilizzando le procedure nei passaggi 3,6-3,7 eseguire BLI all'immagine le cellule che hanno migrato in e allegate al fondo dei pozzetti della piastra del ricevitore.
  2. Migrazione verso frammenti di tessuto osseo.
    NOTA: eseguire esperimenti in triplice copia in modo che 3 frammenti di un dato campione THR sono posti in 3 inserti separati, e 3 perle di vetro sono posti in 3 inserti indipendenti come controlli.
    1. Preparare la piastra ricevente pipettando 0,9 ml DMEM-10% FBS in ogni pozzetto. Inserirlo nel tessuto cultura incubatore durante la preparazione gli inserti.
    2. Per seminare gli inserti, li invertire sulla superficie di una scatola di provetta per microcentrifuga di plastica che ha un coperchio. Pipettare 50 microlitri sospensione cellulare goccia di DMEM-10% FBS contenente 1 x 10 5 cellule del cancro al seno directly esterna sulla superficie inferiore di ciascuna membrana inserto (che è rivolto verso l'alto sugli inserti invertiti). Coprire la scatola tubo microcentrifuga con il coperchio rotto aperto e le trasferisce al 37 ° C incubatore tessuto per 45 min a promuovere l'adesione delle cellule.
    3. Trasferire la casella tubo microcentrifuga alla cappa coltura tissutale, e utilizzare pinze per girare le teste di serie inserti lato destro e trasferirli nei pozzetti della piastra ricevente. Pipettare 0.450 ml DMEM-10% FBS in ogni tazza di inserimento. Utilizzando pinze, trasferire un frammento di tessuto osseo (~ 3 mm) in ogni tazza inserto preparato. Facoltativamente, utilizzare perle di vetro come controlli negativi in ​​altri pozzi. Porre la piastra in un tessuto cultura incubatore per 20 ore.
    4. Per misurare la migrazione, preparare un 24-pozzetti di coltura tissutale standard contenente 1 ml di DMEM-10% FBS per pozzetto. Rimuovere la piastra ricevente dall'incubatore e utilizzare pinze per trasferire i frammenti e le perle di osso da ciascun inserto in pozzetti separati della piastra standard. Aggiungi luciferinasubstrato (per ottenere una concentrazione finale di 300 mg / ml) ad ogni pozzetto ed eseguire BLI utilizzando le procedure descritte in passaggi 3.6-3.7.

6. Ulteriori analisi pre e post-sperimentali

  1. Analisi di midollo arrossato.
    1. Trasferire un frammento osseo in una cella di filtro 70 micron posto alla sommità di una provetta conica da 50 ml. Utilizzare una siringa da 10 ml con un ago 25 G per irrigare energicamente il frammento con 10 ml di PBS per ottenere una sospensione di cellule di midollo nel tubo conico. Centrifugare la sospensione cellulare per 3 minuti a 300 xg e 21 ° C, aspirare il surnatante e risospendere le cellule pellet in PBS o altra soluzione desiderata per citometria a flusso.
      NOTA: volumi di risospensione variano a seconda delle dimensioni del pellet cellulare dopo centrifugazione, e l'applicazione.
    2. Per i saggi di vitalità ~ 75-300 volumi microlitri di PBS sono appropriate, e queste sospensioni possono essere analizzati utilizzando disponibili in commercio fluorescence saggi di vitalità basate secondo le istruzioni del fabbricante, pipettati in un emocitometro convenzionali, e contate con un microscopio a fluorescenza invertito.
    3. Per l'analisi citometrica di flusso o ordinamento base al rilevamento di cellule di carcinoma mammario GFP-positive, risospendere il pellet di cellule in 1 ml di PBS contenente 2% FBS, 2 mM EDTA e 10 mM HEPES tale che la concentrazione è di 1 x 10 6 cellule / ml.
  2. H & E colorazione ed immunoistochimica.
    1. Per elaborare i frammenti di ematossilina e eosina (H & E) colorazione e / o immunoistochimica, posizionare i frammenti in cassette di plastica etichettati con una matita numero 2, e immergere in un contenitore riempito con il 10% formalina per 24 ore.
    2. Tessuti di processo per paraffina, sezionamento e colorazione utilizzando protocolli di routine che includono una fase di decalcificazione per spiegare le spicole mineralizzate all'interno di ogni frammento.

Risultati

Isolare frammenti di tessuto da femorali Heads

Teste femorali sono stati raccolti da un numero uguale di pazienti di sesso femminile (44-90 anni di età) sottoposti a chirurgia elettiva di sostituzione totale dell'anca presso il Dipartimento di Chirurgia Ortopedica presso la Facoltà di Medicina dell'Università di Stanford maschile e. Ogni testa femorale scartato contiene una piccola porzione del femore, che porti tessuto osseo trabecolare composto spicole mineralizzati e osseo. Que...

Discussione

Mehra et al. Hanno descritto in precedenza la raccolta e l'analisi di campioni ossei postmortem di pazienti affetti da carcinoma prostatico metastatico raccolte al momento dell'autopsia, rivelando i tessuti di alta qualità e per validare l'uso di campioni di ossa umane per studiare il processo metastatico 47. Qui abbiamo descritto i protocolli per la raccolta, l'elaborazione e l'utilizzo di frammenti di tessuto osseo umano ottenuti da teste femorali scartati dopo l'intervento...

Divulgazioni

No disclosures to report.

Riconoscimenti

Questi studi sono stati finanziati, in parte, da finanziamenti della ricerca e sviluppo della Fondazione alternativa (107.588), l'Istituto Nazionale della Salute (1U54CA136465-04S1), e la California Breast Cancer Research Program (201B-0141). Ringraziamo Drs. Andrew Wilber e R. Scott McIvor per la generosa donazione di loro transponson e PK / hUbiC-SB11 plasmidi trasposasi. Noi riconosciamo con gratitudine John Tamaresis, Ph.D. per consigli su metodi statistici, Timothy Brown per l'esecuzione di citometria a flusso, Georgette Henrich per consigli su migrazioni saggi, e Nancy Bellagamba per facilitare la raccolta di campioni THR.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
DMEM (1X) + GlutaMAX-lLife Technologies10569-010Supplement all DMEM with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep
McCoy's 5A Medium (1X)Life Technologies16600-082Supplement all McCoy's  with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep
Fetal bovine serumLife Technologies16000-044
Penicillen StreptomycinLife Technologies15140-122
Blastocidin (10 mgl/ml)InvivoGen ant-blSupplement media used for transfected cell lines.
Falcon® Cell Culture Inserts for 24 Well Plate with Transparent PET Membrane (8.0 μm pore size)Corning Incorporated353097
Falcon® 24 Well TC-Treated Polystyrene Cell Culture Insert Companion PlateCorning Incorporated353504
LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit *for mammalian cells*Invitrogen Detection TechnologiesL-3224
FluoroBrite DMEMLife TechnologiesA18967-01
D-luciferin firefly, potassium salt 5 g (30 mg/ml)Life TechnologiesL-8220
Sterile Cell Strainer 70 μmFisher Scientific22363548
6 Well TC-Treated Cell Culture ClusterCorning Incorporated3516
12 Well TC-Treated Cell Culture ClusterCorning Incorporated3513
24 Well TC-Treated Cell Culture ClusterCorning Incorporated3526
Friedman-Pearson RongeurFine Science Tools16021-14
Bone waxSurgical Specialties Corporation903
IVIS 50 Imaging PlatformCaliper Life Sciences/PerkinElmer
Living Image Software Program Caliper Life Sciences/PerkinElmer133026
EVOS FL Imaging SystemLife TechnologiesVersion 4.2
OsteoSense 680 EXPerkinElmerNEV10020EX
MCF-7 breast cancer cellsATCCHTB-22
MDA-MB-231 breast cancer cellsATCCHTB-26
Monoclonal mouse anti-human cytokeratin antibodyDAKO CytomationClone (AE1/AE3)

Riferimenti

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