배양 인간의 대퇴골 조직 외식하는 방법은 전이성 틈새의 유방암 세포 집락을 연구하기 위해

요약

프로토콜 인간 뼈 조직 이식편 모델 시스템에서 유방암 세포의 이동, 증식 및 집락 공부 설명된다.

초록

뼈 유방암 전이의 가장 흔한 위치이다. 이것은 널리 미세 영향 암세포 동작 것이 허용되어 있지만, 약간의 인간 뼈 조직의 기본 미세 환경 내에서 유방암 세포의 특성과 동작에 대해 잘 알려져있다. 우리는 추적 정량화의 미세 환경 내에서 인간 유방암 세포를 조절하는 방법을 개발했다 고관절 교체 수술을 다음 폐기 대퇴골에서 분리 배양 된 뼈 조직 조각. 유방암 세포 루시페라아제 위해 설계 및 녹색 형광 단백질 (EGFP) 식을 확장을 사용하여, 우리는 재현성 후 유방암 세포를 형광 현미경을 이용하여 뼈 조각 내에 생물 발광 영상을 이용하여 이동 및 증식 패턴 (BLI), 트랙 세포 상호 작용을 정량하고, 평가할 수있다 유동 세포 계측법과 식민지. 이 모델의 주요 장점은 다음과 같습니다 : 1) 기본, 구조적 손상 조직 microe중요한 인간 세포 유형을 포함하며, 신속한 정량적 모니터링 및 유방 및 뼈 세포 특성, 동작 및 상호 작용의 섭동을 용이하게 미세 환경, 2)에 직접 액세스 nvironment. 기본 제한은 현재의 단기 배양 연구에 윈도우를 한정 조직편, 유한의 생존이다. 모델 시스템의 애플리케이션 내 틈새 전이성 유방암 및 기타 뼈 추구 악성 종양 기초 생물학을 연구하고 효과적으로 골조직의 유방암 표적 세포 치료 전략의 개발이 포함된다.

서문

종양 미세 환경 널리 유방암 진행성 전이성 암세포 중에 거동의 중요한 결정 인자로 인식되고 ^1-3 확산. 여기에 제시된 방법의 목적은 인간의 뼈 조직, 유방암 전이 ^4-6의 가장 빈번한 위치의 미세 환경 내에서 유방암 세포의 연구를 촉진 할 것이다. 뼈는 전이성 진행 ^{(10, 11)에} 연루 세포와 분비 요인 항구 둘 광물 및 골수 구획 ^7-9으로 구성되어 있습니다. 널리 생체 마우스 모델에서 사용하지만 전이 과정 ^{12 ~ 15의} 체계적인 연구를 촉진, 골격 내에서 세포 상호 작용은 관찰과 직접 섭동에 대해 쉽게 액세스 할 수 없습니다. 연구 및 마우스 골조직과 마우스 골수 세포를 배양 모델 시스템은 더 액세스를 제공하고 유방암 세포의 기초 m 많은 크로스 토크에 관한 통찰력과 메커니즘을 수득 한쥐의 골격 ^16-22 etastasis. 그러나, 연구는 뼈 조직 ^{(23, 24)에} 대해 osteotropism 종의 특정 패턴이있을 수 있음을 제안 하였다. 이러한 패턴은 뼈의 가능성 결정 인자 모두는 고유의 종 특이 골조직 특성의 차이, 면역 결핍 마우스 ^(11)에 변경된 골수 개체군 인한 차이들, 및 / 또는 실험에 사용 된 마우스의 비교적 어린 나이를 반영 할 수 미세.

시험 관내에서 통상적으로 골수 유래 골아 세포 또는 단층 배양 한 간질 세포 나 설계된 3 차원 모델 시스템 ^25-35 내의 특정 뼈 세포 유형에 집중 한 자가골 공동 배양에서 유방암 세포를 연구를 위해 접근한다. 2 차원 세포 배양 모델에서 시험 관내의 대들보를 형성 암 연구에 접근 하였지만, 그것은 롱 셀의 동작은 기본적으로 m에서 변경되는 것을 인식되어왔다문화 시스템 ^18,36,37 onolayer. 이것은 매트릭스 - 및 콜라겐 등의 천연 소재로 이루어지는 지지체 기반 모델을 포함하여 3 차원 살아있는 조직의 복잡성을 모방 설계된 미세 환경의 개발을 주도하고있다, 또는 합성 중합체는 조직 형 미세 환경을 만들기 위해 특정 유형의 세포로 시딩 ^36-41. 엔지니어링 접근 방법도 제어하고 미세 ^{18,19,41-43의} 호르몬 환경을 연구하는 생물 반응기 플랫폼의 사용을 포함했다. 생체 모방 모델 생물 반응기가 제어 된 환경에서 복잡한 미세 조직의 많은 요소를 제공하고, 성공적으로 뼈 ^{18,19,35,42,43} 유방암 전이 학습을 사전에 적용되었지만, 모델 설계된 시스템은 일반적으로 포함하지 않는다 뼈 네이티브 환경 내 존재하는 세포 형태 및 세포 외 기질 성분의 전체 스펙트럼.

최근까지, 유방암세포는 인간 뼈 조직의 네이티브 그대로 3 차원 미세 환경 내 연구되지 ​​않았다. 최근 우리는 (THR) 수술 ^{44 시편} 고관절 여분로부터 단리 인간 뼈 조직 단편을 사용하여 공 배양 모델의 개발을보고 하였다. 이 표본은 모두에게 단기 문화 마이크로 전이 기전을 연구하는 데 필요한 광물과 골수 구획을 항구. 이전 연구에서 우리는 뼈 조각 ⁽⁴⁴⁾ (MDA-MB-231-fLuc) 공 배양 루시페라아제 발현 유방암 세포의 증식을 모니터링하는 생물 발광 영상 (BLI)을 사용하기위한 원칙의 증명을 수립. 여기에서 우리는 인간의 뼈 조직 이식편을 사용하여 원시 미세 환경의 컨텍스트 내에서 유방암 세포 암의 증식, 식민지 및 마이그레이션 연구를위한 실험 프로토콜을 상세하게 제시한다.

먼저 우리는 유방을 측정하는 골편에 인접한 공동 배양 유방암 세포에 대한 프로토콜을 제시BLI를 사용하여 세포 증식. 이 섹션에서는, 유방암 세포 현탁액은 뼈 왁스의 조각에 의해 고정되어 뼈 조각에 인접 6 웰 플레이트의 세포 명소​​로 씨앗을 품고있다. 제어 우물은 뼈 왁스,하지만 뼈 조각이 포함되어 있습니다. 셀 반점 부착하면 배지를 첨가하고, 플레이트를 측정한다 BLI 생물 발광 신호 강도 (셀 번호와 관련된) 24 시간 후, 배양이다. 다음 단계에서는 집락 증식을 연구하는 골편에 직접 파종 공동 배양 유방암 세포에 대한 방법을 제시한다. 여기 유방 세포 현탁액은 세포 집락 수를 추적하기 위해 시간에 걸쳐 BLI 및 형광 현미경에 의해 모니터되는 배양 골조직 단편에 직접 피펫 팅한다. 이 방법에서는, 골수 구획 유세포 식민지 유방암 세포 분석을위한 임의의 시점에서 뼈 조각에서 플러시, 골수 또는 생존력 분석 될 수있다.

또, 디유방암 세포의 이동을 측정하기위한 두 가지 접근법 스크라이브. 첫 번째 방법의 단계는 뼈 조직 배양 상청액을 향해 이동을 측정하기위한 나와있다. 없이 Transwell의 내부, 상부면이 8 ㎛의 공경을 멤브레인에 삽입 (도 1a에 도시 된 바와 같이)이 프로토콜에서 유방암 세포를 시딩 하였다. 이어서 인서트 골조직 상등액 또는 제어 매질을 포함하는 웰을 가진 수용기 판에 배치된다. 20 시간의 잠복기의 과정 동안, 유방암 세포의 작은 숫자는 아래가 BLI에 의해 검출 첨부 낮은 조직 문화의 우물에 삽입 세포막을 통해 이동한다. 두 번째 방법에서는 이주 유방암 세포없이 Transwell 인서트 막의 하부, 외부 표면 상에 시딩 하였다. 골 조직 단편을 삽입 컵에 배치되고, 유방암 세포 (도 1b에 도시 된 바와 같이) 뼈 조각에 정착하는 멤브레인을 통해 이동하는다음 BLI를 사용하여 몇 군데 있습니다.

프로토콜

대퇴 머리는 스탠포드 의과 대학에서 정형 외과의학과 과목 THR 수술을받은 환자에서 수집되었다. 모든 조직은 스탠포드 대학 연​​구 준수 부서의 규정에 따라 드 확인 된 표본으로 수집 하였다.

1. 유방암 세포주 (들)을 선택

1. 구하는 루시 페라 제 또는 GFP 리포터 구성체 원하는 유방암 세포주 (들)를 형질. 이하의 실험은 슬리핑 뷰티 트랜스포존 플라스미드 pKT2 / LuBiG로 형질 MDA-MB-231, MCF-7 유방암 세포주 반딧불이 루시퍼 라제의 안정한 발현을 위해 설계 (fLuc) 및 향상된 녹색 형광 단백질 (EGFP)를 사용하여 수행 하였다 및 트랜스 플라스미드 약동학 / hUbiC-SB11 ^45,46.
   주 : 형질 감염된 세포주 MDA-MB-231-fLuc-EGFP 및 MCF-7-EGFP fLuc라고 칭한다.

2. 격리를 조직 F대퇴 머리에서 ragments

1. THR 수술 후 생리 식염수로 채워진 멸균 용기에 폐기 된 대퇴골 두를 수집합니다. 실험실로 시편을 전송하고 수술 1-3 시간 이내에 처리합니다. 주 : 처리 지연이있는 경우, 4 ℃에서 시험편을 배치.
2. 실험의 각 유형은 아래 규정 된 멸균 장갑, 수술 rongeur, 집게, 비커를 70 % 이소프로판올로 악기 및 조직 배양 용기를 씻어 : 층류 조직 문화 후드에 흡수 매트에 다음 항목을 배치하여 작업 영역을 준비 .
3. 멸균 수술 장갑을 착용 한 손으로 둥근 대퇴골의 머리를 잡아 대퇴골의 노출 된 상부 샤프트에서 원하는 크기 (~ 2-5mm)의 소주 뼈 조각을 추출하는 반면에 rongeur를 사용합니다. 배양 용기 내로 뼈 조각을 전송 (예를 들면, 6, 12, 또는 조직 배양 플레이트 또는 마이그레이션 챔버 24 웰), 증식의 종류에 따라, COL또는 마이그레이션 onization 실험, 단계 3, 4 또는 5에 기재된 바와 같이.
   주 : 각 특정 증식, 군체 또는 마이그레이션 분석을위한 초기 단계를 완료 한 후 전술 한 바와 같이 뼈 조직 단편을 수확한다. 도 2에 도시 된 바와 같이, 단편의 크기의 범위 일 것이다. 파편 전 또는 표준화의 목적으로 다양한 실험을 칭량 할 수있다.

뼈 조각에 인접 3. 공동 배양 유방암 세포는 BLI를 사용하여 유방 세포의 증식을 측정하는

1. 실험 전에, 2 × ¹⁰⁵ 유방암 세포 / 50 μL를 함유하는 현탁액을 제조하고, 배양 뼈 조각을 고정 뼈 왁스 플러그를 준비한다. 3 조각으로 P200 마이크로 피펫 팁을 잘라 뼈 왁스의 작은 (~ 35 mg)을 조각을 잘라 '쿠키 커터 (cookie cutter)'방식으로 가장 큰 조각의 좁은 끝을 사용합니다. 페트리 접시에 뼈 왁스 플러그를 꺼내 작은 조각의 넓은 끝 부분을 사용하여저장.
2. 각 웰의 12시 방향에 뼈 왁스의 조각을 놓고 부드럽게 멸균 장갑을 낀 검지 손가락으로 누르십시오.
3. 피펫 6- 웰 플레이트의 각 웰의 중앙에 DMEM-10 % FBS + 펜 스트렙토 1 × ¹⁰⁵ 유방암 세포를 포함하는 세포 현탁액 50 μL. (또는 원하는 경우 분산 패턴에 씨앗 세포.) 세포 부착을 촉진하기 위해 45 분 동안 37 ° C 조직 문화 인큐베이터에서 접시를 놓습니다.
4. 각각의 실험은 물론 뼈 왁스의 1 개에 1 뼈 조각을 배치하고 고정 rongeur와 부드러운 압력을 적용합니다. 아래 세 개의 우물 만 컨트롤과 같은 뼈 왁스를 포함하면서, 주어진 THR 표본에서되도록 3 뼈 조각이 상위 세 우물에 배치됩니다 세중에서 실험을 수행합니다.
5. 5 ㎖ 피펫을 사용하여 조심스럽게 천천히 유방암 세포 또는 뼈 조각을 빠지 피하기 위해 각 웰의 측면에 DMEM-10 % FBS 5 mL를 전달한다. 37 접시를 놓고76; 20 ~ 24 시간 동안 C 조직 문화 인큐베이터.
6. 생물 발광 이미징을 수행하기 위해 (BLI)는 인큐베이터에서 플레이트를 제거하고, 각 웰 (300 ㎍ / ml의 농도를 달성하기 위해) 루시페린 기질을 추가한다. 이미지 다음 매개 변수를 사용하여 IVIS 이미징 플랫폼에서 즉시 플레이트 : 1의 f- 스톱, 작은 비닝 (binning), 1 초의 노출 시간, 레벨 D.는 신호 각각의 강도뿐만 아니라 평균 복사 휘도 (광자 / 초 / 제곱 센티미터를 / 측정 스테 라디안).
7. 모든 실험 및 제어 우물의 평균 복사 휘도를 정량하는 관심 영역 (ROI)을 정의하는 이미징 소프트웨어를 사용합니다. 엑셀 시트로 내보내기 평균 복사 휘도 값은 통계를 수행하고 그래프를 생성합니다.

뼈 조각에 직접 시드 4. 공동 배양 유방암 세포는 식민과 세포 수를 연구에

1. 24 웰 조직 배양 플레이트의 웰에 직접 빈 뼈 조각을 배치 (1 단편 / 웰) 집게를 사용한다.
2. 삐악 삐악 울다직접 각각의 뼈 조각 위에 한 X ^10월 3일부터 6일까지 유방암 세포를 함유하는 DMEM-10 % FBS의 50 μl를 세포 현탁액 액적 ette. 세포 부착을 촉진하기 위해 45 분 동안 37 ° C 조직 문화 인큐베이터에서 접시를 놓습니다. 조심스럽게 조각이 완전히 매체에 빠져들 것을 각 웰 등의 측면에 1-2 ml의 DMEM-10 % FBS를 추가합니다. 20 ~ 24 시간 동안 37 ° C 조직 문화 인큐베이터에서 접시를 품어.
3. 배양 후, 각 웰에 1 ㎖의 DMEM-10 % FBS를 함유하는 새로운 24 웰 플레이트에 각 골 조직 단편을 전송하는 집게를 사용한다. BLI을 수행하려면, 단계 3.6-3.7 위를 따르십시오. 또한, 단편을 형광 현미경을 사용하여 볼, 또는 단계 6에 기재된 유방암 세포 수 및 특성에 대한 분석을위한 인구 골수를 얻기 위해 플러싱 될 수있다.
4. BLI, 피펫 형광 라벨링 비스포스포네이트 용액을 5 μL (프리 다음, 형광 현미경으로 질적 평가를 위해 그대로 단편을 제조하기 위하여뼈 조각의 광물의 spicules 레이블을 각 웰에) 제조업체의 지시에 따라 깎았 다. 또 다른 24 시간을위한 조직 문화 인큐베이터에서 접시를 품어.
5. 형광 비스포스포네이트 라벨링 용액 배양 24 시간 이후, 화상 GFP (485 ㎚) 및 비스포스포네이트 라벨 (680 ㎚)로 구성된 형광 현미경을 사용하는 페놀 레드없는 배지 뷰로 함유 조직 배양 플레이트에 프래그먼트를 전송하는 집게를 사용한다.

5. 뼈 조직 파편과 배양 된 뼈 조각 상층 액에 유방암 세포의 마이그레이션을 측정

1. 뼈 조직 배양 상층 액을 향해 마이그레이션.
   주 : 중으로 지정된 THR 시료로부터되도록 세 조각을 실험을 수행 상등액 3을 생성하는데 사용된다. 각 실험의 경우, 마이그레이션 뼈 상층 액 대 제어 매체만을 포함하는 세 우물을 포함하는 세 우물에서 비교된다.
   1. 뼈 TIS를 생성웰 당 2.2 ㎖의 DMEM-10 % FBS를 함유하는 12 웰 플레이트에 뼈 조각을 배치하여 상청액 고소. 24 시간 동안 37 ° C 조직 문화 인큐베이터 문화. 24 시간에 매체를 철회하고 2.2 ml의 신선한 DMEM-10 % FBS로 교체. DMEM-10 % FBS를 함유하는 동일한 방식으로 치료 대조군 웰.
      주 : 매체는 수술로 인한 조직 외상에 반응하여 분비되는 요인을 제거하기 위해 24 시간으로 변경됩니다. 뼈 조직이 상청액에 생성되기 때문에 단지 유방암 세포 이동에 FBS의 기여도를 제어하기 위해 포함 FBS 함유 배지를 함유하는 배지를 웰 FBS 함유.
   2. 48 시간에서, 수용기 판의 각 웰에 뜨는 / 제어 매질과 0.9 ㎖를 피펫을 모은다. 삽입은 나중에이 우물에 배치됩니다. 인서트 심는 조직 배양 인큐베이터에서 수용기 판을 인큐베이션. 주 : 나머지 상청액 (~ 증발시킨 후 1 ml)을 secretome 사실상의 분석을 위해 수집 될 수있다RS는 경우 ⁴⁴ 원했다.
   3. 트랜스 웰 삽입을 시드, 표준, 빈 24 잘 조직 배양 플레이트에 배치합니다. 도 1a에 도시 된 바와 같이, 각 인서트의 상부, 내부 막 표면 상 DMEM-10 % FBS에서 1 × ¹⁰⁵ 유방암 세포를 함유하는 350 μL 피펫 세포 현탁액. 첨부 파일을 촉진하기 위해 45 분 동안 37 ° C 조직 문화 인큐베이터에 시드 삽입을 포함하는 24 웰 플레이트를 놓습니다.
   4. 셀 인서트에 부착 한 후에, 제조자의 지시에 따른 수용기 판에 인서트를 전송하는 집게를 사용한다. 각도 삽입 막 잘 뜨는 수신기 사이의 거품 형성을 방지하기 위해 잘 수신기로 배치 각 삽입. 37 ° C 조직 문화 인큐베이터에서 20 시간 동안 삽입과 수신기 판을 품어.
      참고 : 삽입 막 잘 supernatan 수신기 사이의 거품에 대한 수신기 판의 바닥면을 확인t. 기포가 보이면, 특정 삽입물을 제거하고 기포가 존재하지 않을 때까지 잘 수신기에 다시 배치합니다.
   5. 20 시간 사용 집게 후 수신기 판에서 삽입을 제거합니다. 단계 절차를 사용하여 이미지를 3.6-3.7로 마이그레이션과 수용기 판 웰의 바닥에 부착 한 세포를 BLI을 수행한다.
2. 뼈 조직편 향해 마이그레이션.
   참고 : 중으로 주어진 THR 표본에서되도록 3 조각을 실험을 수행 3 별도의 삽입에 배치하고, 3 유리 구슬은 컨트롤과 같은 3 별도의 삽입에 배치됩니다.
   1. 물론 각각에 0.9 ml의 DMEM-10 % FBS를 피펫 팅하여 수신기 판을 준비합니다. 삽입을 준비하는 동안 조직 문화 인큐베이터로 배치합니다.
   2. 인서트 시드, 뚜껑이있는 플라스틱 미세 원심 분리 관 상자의 표면에 그들을 반전. 1 × ¹⁰⁵ 유방암 세포 d에 함유 DMEM-10 % FBS의 50 μl를 세포 현탁액 방울을 피펫irectly (역 삽입에 위를 향) 각 삽입 막의 외부, 바닥 표면에. 뚜껑을 미세 원심 튜브 상자가 열려 금이 커버 및 세포 부착을 촉진하기 위해 45 분 동안 37 ° C 조직 배양기로 전송.
   3. 조직 문화 후드에 미세 원심 튜브 상자로 이동하고, 오른쪽면이 위로 시드 삽입을 켜고 수신기 판의 우물에 전송할 집게를 사용합니다. 각 삽입 컵에 피펫 0.450 ml의 DMEM-10 % FBS. 집게를 사용하여 각 준비 삽입 컵에 하나의 뼈 조직 조각 (~ 3mm)를 전송합니다. 선택적으로, 추가 우물에 유리 구슬에게 부정적인 컨트롤을 사용합니다. 20 시간 동안 조직 문화 인큐베이터에서 접시를 놓습니다.
   4. 이주를 측정하기 위해, 웰 당 1 ㎖의 DMEM-10 % FBS를 함유하는 표준 24- 웰 조직 배양 플레이트를 준비한다. 인큐베이터에서 수신기 판을 제거하고 표준 판의 별도의 우물에 각에서 삽입을 뼈 조각과 구슬을 전송하는 집게를 사용합니다. 루시페린 추가기질을 각 웰에 (300 ㎍ / ml의 최종 농도를 달성하기 위해) 및 단계 3.6-3.7의 절차를 사용하여 수행 BLI.

6. 추가 사전 및 사후 실험 분석

1. 플러시 골수의 분석.
   1. 50 ㎖ 원뿔형 튜브의 상단에 배치 된 70 μm의 셀 스트레이너로 뼈 조각을 전송. 격렬 원뿔형 튜브 내에 골수 세포의 현탁액을 수득 PBS 10 mL로 단편을 플러시 25 G 바늘 10 ㎖ 주사기를 사용한다. 원심 분리기는 세포 현탁액 300 XG에 3 분 21 ° C에 대해, 뜨는을 기음과 PBS의 펠렛 세포 또는 유동 세포 계측법에 대한 다른 원하는 솔루션을 재현 탁.
      주 : 볼륨 재현 탁하고, 원심 분리하고,인가 후의 세포 펠렛의 크기에 따라 달라진다.
   2. 생존력 분석법의 PBS ~ 75-300 μL 용량 시판 fluorescenc를 사용 적합하고, 상기 현탁액은 분석 될 수있다E 기반 생존력 분석은 제조자의 지시에 따라, 종래의 혈구에 피펫 및 반전 형광 현미경을 이용하여 세었다.
   3. 유세포 분석을 위해 또는 GFP 양성 유방암 세포의 검출에 기초하여, 정렬 2 % FBS, 2mM의 EDTA를 함유하는 1 ml의 PBS에서 세포 펠렛을 재현 탁하고, 10 농도가 1 × ¹⁰⁶ 세포 / ml이다 mM의 HEPES되도록.
2. H & E 염색과 면역.
   1. 헤 마톡 실린 및 에오신 (H & E) 염색 및 / 또는 면역 조직 화학 염색의 조각을 처리하기 위해 2 연필로 표지 플라스틱 카세트의 조각을 배치하고 24 시간 동안 10 % 포르말린으로 채워진 용기에 잠수함.
   2. 파라핀 삽입을위한 프로세스 조직 절편 각 조각 내에서 광물의 spicules를 고려하여 탈회 단계를 포함 루틴 프로토콜을 사용하여 염색.

결과

대퇴 머리에서 조직 파편을 분리

대퇴 머리는 남성과 스탠포드 의과 대학에서 정형 외과의학과 과목 고관절 교체 수술을받은 여성 환자 (나이 44~90년) 같은 수의에서 수집 하였다. 각각의 폐기 대퇴골은 광물의 spicules 및 골수 구성 소주 뼈 조직을 품고 상부 대퇴골의 작은 부분이 포함되어 있습니다. 이 조직은 작은 조각들을 추출하는 수술을 사용 rongeur 샤프트 (도 2a)?...

토론

메라 ​​등. 이전 고품질 조직을 드러내는 전이성 프로세스 ^(47)을 연구하는 자가골 샘플의 사용의 유효성을 검사, 부검시 수확 전이성 전립선 암 환자의 사후 수집 및 뼈 시료 분석을 설명 하였다. 여기에 우리가 수집, 처리 및 유방암 세포의 이동, 정착 및 확산을 연구하는 단기 공동 문화 시스템에서 THR 수술 후 폐기 대퇴골에서 얻은 인간의 뼈 조직 조각을 사용하는 프로토콜을 ?...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
DMEM (1X) + GlutaMAX-l	Life Technologies	10569-010	Supplement all DMEM with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep
McCoy's 5A Medium (1X)	Life Technologies	16600-082	Supplement all McCoy's  with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep
Fetal bovine serum	Life Technologies	16000-044
Penicillen Streptomycin	Life Technologies	15140-122
Blastocidin (10 mgl/ml)	InvivoGen	ant-bl	Supplement media used for transfected cell lines.
Falcon® Cell Culture Inserts for 24 Well Plate with Transparent PET Membrane (8.0 μm pore size)	Corning Incorporated	353097
Falcon® 24 Well TC-Treated Polystyrene Cell Culture Insert Companion Plate	Corning Incorporated	353504
LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit *for mammalian cells*	Invitrogen Detection Technologies	L-3224
FluoroBrite DMEM	Life Technologies	A18967-01
D-luciferin firefly, potassium salt 5 g (30 mg/ml)	Life Technologies	L-8220
Sterile Cell Strainer 70 μm	Fisher Scientific	22363548
6 Well TC-Treated Cell Culture Cluster	Corning Incorporated	3516
12 Well TC-Treated Cell Culture Cluster	Corning Incorporated	3513
24 Well TC-Treated Cell Culture Cluster	Corning Incorporated	3526
Friedman-Pearson Rongeur	Fine Science Tools	16021-14
Bone wax	Surgical Specialties Corporation	903
IVIS 50 Imaging Platform	Caliper Life Sciences/PerkinElmer
Living Image Software Program	Caliper Life Sciences/PerkinElmer	133026
EVOS FL Imaging System	Life Technologies	Version 4.2
OsteoSense 680 EX	PerkinElmer	NEV10020EX
MCF-7 breast cancer cells	ATCC	HTB-22
MDA-MB-231 breast cancer cells	ATCC	HTB-26
Monoclonal mouse anti-human cytokeratin antibody	DAKO Cytomation	Clone (AE1/AE3)