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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Qui, presentiamo un protocollo per raccogliere campioni di sangue dalla vena succlavia del ratto.

Abstract

Raccolta di sangue con abbastanza volume di sangue è essenziale negli esperimenti sugli animali. Raccolta del sangue dalla vena della coda dei ratti è popolare e meno stressante rispetto ad altri metodi più aggressivi come retro-orbitale plesso raccolta dei campioni. Tuttavia, questo metodo di raccolta di sangue a volte è limitato da un tasso di successo insoddisfacente. Qui, presentiamo un metodo per la raccolta del sangue attraverso la puntura della vena succlavia. La vena succlavia si trova appena sotto la clavicola e questa vena è grande abbastanza per soddisfare i requisiti di volume della raccolta del sangue. I nostri risultati indicano che questo metodo è sicuro e applicabile per il campionamento di raccolta di sangue con il volume di sangue necessario. Raccolta del sangue attraverso la puntura della vena succlavia potrebbe servire come un metodo di raccolta di sangue alternativi in caso di prelievo di sangue della vena della coda non riuscita in ratti.

Introduzione

Raccolta del sangue è essenziale nella ricerca animale. Le vene di destinazione per la raccolta del sangue includono il plesso di retro-orbitale, la vena giugulare, la vena safena, coda vasi sanguigni e l'arteria carotica1,2,3,4. A volte, potrebbe essere ottenuto sangue dall'aorta addominale, della vena cava o anche il cuore5,6,7. In tali occasioni, gli animali devono essere sacrificati e non possono essere utilizzati per l'osservazione successiva; così, questi metodi sono utilizzati meno nel quotidiano lavoro sperimentale. Raccolta del sangue dalla vena della coda dei ratti è popolare e meno stressante rispetto ad i suddetti metodi8.

Tuttavia, prelievo di sangue dalla vena caudale molte volte è limitato da un tasso di successo insoddisfacente. In alcuni casi, è anche difficile da ottenere abbastanza volume di sangue da questo metodo. Come la vena succlavia è abbastanza grande e si trova appena sotto l'osso della clavicola, puntura della vena succlavia può essere un metodo alternativo per il campionamento di sangue se i metodi di raccolta sistematica di anima non hanno esito positivo. Qui, presentiamo un metodo di raccolta del sangue mediante puntura della vena succlavia in ratti.

Protocollo

Questo studio è stato approvato dal comitato etico University South Central per ricerca animale dall'ospedale Xiangya secondo (Changsha, Cina). Il manoscritto è stato preparato secondo ARRIVE (Animal Research: Reporting di In Vivo esperimenti) linee guida9.

1. materiale e animale preparazione

  1. Preparare i materiali richiesti: nastro adesivo, agente di epilazione, 75% etanolo, tubo di raccolta sangue, 2,5 mL siringa collegata con ago (24 G, 0,6 mm x 25 mm), capelli rasoio, bilancia elettronica e calibro (Vedi Tabella materiali).
  2. Utilizzare 20 ratti Sprague-Dawley (deviazione standard), invecchiate 8-10 settimane e pesatura 153-200 g (Vedi Tabella materiali). Mantenere ratti in conformità con la guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio10.
  3. Ratti a casa in condizioni standard con accesso gratuito per cibo e acqua potabile. Tenerli in gabbie di2 cm 530 con biancheria da letto di rasatura di legno (2 ratti per gabbia). Mantenere gli animali in una temperatura ambiente temperatura controllata intorno ai 25 ° c.
  4. Indurre l'anestesia generale (sodio pentobarbital 40 mg/kg) in tutti gli animali tramite l'iniezione intraperitoneale prima della puntura della vena succlavia.
  5. Posto il ratto in posizione supina. Difficoltà arti posteriori in una posizione comoda e difficoltà dell'arto superiore parallela all'asse del corpo appena al lato del tronco.
    Nota: Nessuna ventilazione meccanica è necessaria per questa procedura (Figura 1).
  6. Pulire entrambi i lati dello spazio infraclavicular rimuovere pelliccia (con capelli rasoio e agente di epilazione, Vedi Tabella materiali) e lo sporco visibile. Pulire il collo e la pelle toracica con etanolo al 75%. Mantenere l'area per la puntura pulito e asciutto con una garza.

2. procedura di raccolta del sangue

Nota: Entrambi i lati della vena subclavian sono adatti per la puntura, e qui abbiamo scelto il lato destro per la puntura. La posizione e la direzione della clavicola di destra sono identificati da pollice sinistro dell'operatore (Figura 2). I fossae di suprasternal sono toccati delicatamente con il dito indice come i fossae di suprasternal è nella direzione dell'ago (Figura 2).

  1. Sciacquare una siringa sterile da 2,5 mL con soluzione di eparina (10 IU/mL).
  2. Individuare il sito di puntura 0,5 mm caudale nella regione di 1/3 esterno della clavicola di destra (Figura 3). Spostare delicatamente la siringa nella pelle del sito di puntura. Una volta che l'ago entra nella pelle infraclavicular, applicare una pressione negativa con la mano destra dell'operatore (Figura 4).
    Nota: Il volume di sangue medio e massimo sono mL 1,0 e 1,4 mL, rispettivamente. La direzione dell'ago è posizionata verso i fossae di suprasternal e dovrebbe essere quasi parallela alla clavicola appena posteriormente ad esso. Di solito, la vena succlavia è raggiungibile inserendo l'ago di circa 2 mm in questa direzione. Una volta che l'ago entri la vena, sangue nella siringa entrerà sotto pressione negativa.
    1. Mantenere la pressione negativa fino a quando viene disegnato un volume sufficiente di sangue (Figura 5).
  3. Se non viene completata la raccolta di sangue della vena subclavian, ritirare l'ago alla zona sottocutanea e regolare la direzione dell'ago leggermente interno allo sterno.
    1. Se tre tentativi falliscono, evitare la vena succlavia dallo stesso lato e utilizzare l'arto controlaterale per il prelievo di sangue.
  4. Dopo la raccolta del sangue, rimuovere l'ago di puntura e applicare pressione al sito della puntura per 1-2 minuti fermare l'emorragia.
    Nota: La pressione deve essere molto delicata per evitare il soffocamento.

3. trattamento del campione di sangue

  1. Trasferire il campione di sangue in un tubo a vuoto rivestite con anticoagulante (con EDTA) e centrifugare per 10 min 1600 x g per la raccolta del plasma.
  2. Aspirare il surnatante in una provetta pulita e conservare a-80 ° C (Figura 6).

Risultati

Un totale di 20 ratti di SD (maschio n = 10, femmina n = 10) sono stati usati qui. Collectionwas di sangue eseguito da operatori specializzati, che si sono esibiti più di 20 campionamenti di sangue dalla vena succlavia in ratti e dagli operatori principianti, che non hanno nessuna puntura della vena succlavia esperienza nei ratti o altri animali. Prima delle operazioni, i principianti guardato almeno 3 procedure fare da operatori specializzati.

Discussione

Qui, presentiamo un metodo alternativo per l'estrazione del sangue dalla vena succlavia e mostriamo che questo metodo è fattibile, sicura e applicabile per il prelievo di sangue in ratti. Questo metodo è derivato dalla puntura della vena succlavia in impianto di piombo dello stimolatore cardiaco per pazienti11. La vena succlavia si trova solo posteriore e caudale alla clavicola ed è una continuazione della vena ascellare. Va dal confine esterno della prima nervatura il bordo mediale del muscolo...

Divulgazioni

Questo lavoro è stato supportato dalla concessione dal National Natural Science Foundation di Cina n. 81670269, n. 81500355 e n. 81500226.

Riconoscimenti

Nessuno ha dichiarato.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
ratsHunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Hunan Province, China) 
stastical softwareSPSS Statistics 17
epilating agentFrance Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(Guangzhou, Guangdong Province ,China)
2.5 mL syringeShandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(Weihai,Shandong Province ,China)
hair shaverShanghai FLYCO Electric Co., Ltd(Shanghai,China)
adhesive tape3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany)
Pentobarbital sodiumMerck
75% ethanolDepartment of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity
blood collection tubeHubei Jinxing Technology&Development Co.,Ltd (Wuhan Hubei Province,China) (2ml)
electronic scaleDongguan Shengheng Electronics Co.,Ltd (Dongguan,Guangdng Province,China)
canvas glovesfor anethesia
hepainNanjing Xinbai Pharmaceutical  Co.,Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) (2mL, 12500 IU)
physical salineHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(Yueyang ,Hunan Province,China) (100ml)

Riferimenti

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  3. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
  4. Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
  5. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969 (2014).
  6. Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
  7. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
  8. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  9. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  10. National Institute of Health. . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).
  11. Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
  12. Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
  13. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).

Ristampe e Autorizzazioni

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