JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Un modello canino di ictus LVO è stato utilizzato per sviluppare l'imaging laser speckle per monitorare la perfusione cerebrale in tempo reale.  La risonanza magnetica pesata in diffusione è stata ottimizzata per visualizzare il volume dell'infarto utilizzando un valore b elevato, consentendo ADC e MRA, correlati con DSA al momento dell'ictus.  Infine, le ricostruzioni ADC sono correlate con i risultati istologici.

Abstract

Sfondo: L'occlusione dell'arteria basilare (BAO) è un sottogruppo dell'ictus della circolazione posteriore che porta una mortalità fino al 90%.  Gli attuali standard clinici per diagnosticare l'ictus ischemico includono la tomografia computerizzata (TC), l'angiografia TC e la perfusione e la risonanza magnetica (MRI). Mancano modelli preclinici su animali di grandi dimensioni per riflettere accuratamente la malattia clinica, nonché metodi per valutare il carico di ictus e valutare i trattamenti.

Metodi: Descriviamo un modello canino di ictus di occlusione dei grandi vasi (LVO) nella circolazione posteriore e abbiamo sviluppato un protocollo di imaging laser speckle (LSI) per monitorare i cambiamenti di perfusione in tempo reale.  Abbiamo quindi utilizzato la risonanza magnetica DWI ad alto valore b (b=1800s/mm2) per aumentare la sensibilità di rilevamento. Abbiamo anche valutato la capacità dell'angiografia a risonanza magnetica (MRA) di valutare l'occlusione arteriosa e correlare con la DSA. Infine, abbiamo verificato le dimensioni dell'infarto dalla mappatura del coefficiente di diffusione apparente (ADC) con l'istologia.

Risultati: La somministrazione di tromboembolia ha occluso l'arteria basilare come tracciato dal DSA (n=7).   LSI è correlato con DSA, dimostrando una riduzione della perfusione dopo l'insorgenza dell'ictus che persiste per tutto l'esperimento, permettendoci di monitorare la perfusione in tempo reale.  DWI con un valore b ottimizzato per i cani ha illustrato la gittata sistolica e ci ha permesso di ricavare immagini ADC e angiografia a risonanza magnetica (MRA). La risonanza magnetica eseguita alla fine dell'esperimento era correlata con la DSA eseguita dopo l'occlusione. Infine, il carico di ictus alla risonanza magnetica era correlato con l'istologia.

Conclusioni: I nostri studi dimostrano l'imaging di perfusione in tempo reale utilizzando LSI di un modello LVO tromboembolico canino di ictus della circolazione posteriore, che utilizza l'imaging multimodale importante nella diagnosi e nel trattamento dell'ictus ischemico.

Introduzione

La prevalenza dell'ictus in tutto il mondo è di quasi 25,7 milioni, la maggior parte dei quali sono ischemici1.  L'ictus della circolazione posteriore rappresenta il 20% di tutti gli ictus, di cui l'occlusione dell'arteria basilare è la più grave, con una mortalità che si avvicina al 90% 1,2.  Nel 1995, l'attivatore del plasminogeno tissutale ricombinante (rtPA) è stata la prima terapia acuta sviluppata per l'ictus ischemico in pazienti che si presentavano entro 3 ore dall'insorgenza dell'ictus3. Più recentemente, la trombectomia meccanica ha dimostrato benefici nel trattamento dell'ictus ischemico acuto in pazienti che presentano occlusione dei grandi vasi (LVO), che include la porzione intracranica dell'arteria carotide interna o il primo segmento delle arterie cerebrali anteriori e medie4.  Nessuno degli studi clinici recenti ha incluso l'ictus della circolazione posteriore e i suoi esiti rimangono deludenti nonostante l'utilizzo della trombectomia meccanica per l'occlusione dell'arteria basilare 5,6.

I progressi nelle tecniche di valutazione nei pazienti con ictus hanno un impatto sulla previsione delle possibilità di recupero funzionale e di sopravvivenza7. I modelli preclinici di ictus della circolazione posteriore sono stati precedentemente descritti 8,9,10, tuttavia la valutazione del carico di ictus e la rivascolarizzazione rimangono subottimali.  Le specie più piccole come i roditori offrono diversi vantaggi, tra cui la facilità di manipolazione genetica, l'acquisto di animali poco costosi e i bassi costi giornalieri di alloggio11,12. Tuttavia, gli esperimenti su piccoli animali a volte non rappresentano completamente la vascolarizzazione animale e umana di grandi dimensioni, le condizioni fisiologiche o le risposte infiammatorie correlate7. Gli animali di grossa taglia imitano più da vicino l'ictus umano 2,7,13,14.  Inoltre, è possibile eseguire prelievi ematici seriali per l'analisi del sangue di marcatori trombotici e infiammatori.

In questo studio, descriviamo un modello canino di occlusione dell'arteria basilare verificato mediante angiografia a sottrazione digitale (DSA) dall'inizio dell'ictus.  Utilizziamo l'imaging di perfusione laser speckle (LSI) per monitorare la perfusione in tempo reale.  Utilizziamo quindi un nuovo algoritmo di potenziamento microvascolare basato sull'acquisizione di immagini di perfusione laser speckle (LSI) e una tecnica di risonanza magnetica (MRI) ad alto valore b per ottimizzare l'imaging dell'infarto15. Queste tecniche ci permettono di monitorare e quantificare l'ischemia locale e globale. Infine, correliamo questi risultati di imaging all'istologia. Comprendere la prognosi e la necessità di studiare l'ictus della circolazione posteriore in modelli preclinici è fondamentale per migliorare le terapie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocollo

Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con l'Animal Welfare Act e la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio (NRC 2011), come approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Ohio State University.

1. Fase 1 Preparazione dell'animale e protocollo chirurgico È stato utilizzato un modello canino di ictus dell'occlusione dell'arteria basilare (BAO) come descritto in precedenza 9,10.

  1. Beagle adulti veloci (8-13 kg, 14-21 mesi) durante la notte con libero accesso all'acqua.
  2. Iniettare, prima dell'anestesia, una somministrazione intramuscolare di acepromazina (0,2 mg/kg)
  3. Introdurre un catetere calibro 20 in una vena cefalica.
  4. Indurre l'anestesia con somministrazione endovenosa di ketamina (10 mg/kg) e midazolam (0,025 mg/kg).
  5. Dopo l'induzione dell'anestesia, intubare i cani e ventilare meccanicamente utilizzando l'anestesia inalatoria costante (isoflurano al 2-3%).
  6. Creare una finestra per craniotomia di 1 cm2 per l'imaging laser speckle.
  7. Introdurre una guaina arteriosa 7F nell'arteria femorale destra per l'accesso e la misurazione della pressione sanguigna.
  8. Introdurre un angiocatetere calibro 16 nella vena femorale destra per i prelievi di sangue.
  9. Preparare il tromboembolo (coagulo di sangue) come descritto in precedenza16. In breve, prelevare e mescolare 5 ml di sangue intero canino con 0,5 g di solfato di bario (Ba2SO4) in una provetta di plastica per la raccolta del sangue del siero mentre si rotola per 30 secondi. Far riposare la miscela indisturbata per 60 minuti a temperatura ambiente prima della somministrazione del catetere.
  10. Iniziare a registrare l'angiografia a sottrazione digitale (DSA) di base prima di accedere all'arteria basilare media. Far avanzare un catetere guida 4F sotto guida fluoroscopica, utilizzando un approccio trans-aortico retrogrado, nella guaina arteriosa 7F precedentemente posizionata nell'arteria femorale destra attraverso un'arteria vertebrale fino alla base dell'arteria basilare. Iniettare due millilitri di mezzo di contrasto con soluzione fisiologica normale per identificare l'arteria basilare.
  11. Utilizzando un bisturi chirurgico, resecare il coagulo in piccoli pezzi con strati ricchi di fibrina ed eritrociti16 da caricare in una siringa da 3 ml e iniettare attraverso il microcatetere al centro dell'arteria basilare. Lasciare stabilizzare il coagulo per 10 minuti. Eseguire un angiogramma di follow-up per verificare la posizione desiderata del coagulo. L'occlusione arteriosa può essere verificata con il DSA e la diminuzione della perfusione cerebrale con l'imaging laser speckle (LSI).

2. Passaggio 2: imaging laser speckle

  1. Focalizzare la telecamera per l'imaging di perfusione laser (LSI) sulla finestra cranica. Configurare il sistema di telecamere LSI (Laser Speckle Imaging) ad alta risoluzione come descritto in precedenza15.
  2. Registrare la perfusione con interruzioni durante l'esecuzione dell'angiogramma nei punti temporali desiderati. Acquisisci dati da un campo visivo di 1,5 cm x 1,5 cm utilizzando una lunghezza d'onda di 785 nm e laser da 80 mW con una frequenza di campionamento di 60 Hz a una distanza di lavoro di 10 cm in questo modello canino.
  3. Dai grafici di perfusione in tempo reale, scegliere il tempo di interesse (TOI) per includere solo i picchi più bassi per escludere gli artefatti correlati al movimento respiratorio. Media delle unità di perfusione relativa in un periodo di campionamento di 10 s utilizzando il software PimSoft v1.4. Eseguire l'analisi del contrasto laser speckle (LASCA) come descritto in precedenza15.
  4. Per ottimizzare la quantificazione della microvascolarizzazione cerebrale in questo modello canino, registrare immagini a 15 fotogrammi al secondo ed eseguire calcoli di intensità e varianza con la media spaziotemporale su un'area di 5 x 5 pixel con 5 fotogrammi. La frequenza fotogrammi complessiva per i dati di intensità e varianza era di 3 fotogrammi al secondo. Scegliere il valore mediano della perfusione per ogni pixel per ridurre gli effetti sulla media di grandi cambiamenti improvvisi nelle letture di perfusione dovuti al movimento della respirazione canina. Converti i dati grezzi in file binari ed elabora i dati in immagini significative del sistema vascolare. Utilizzare l'algoritmo LASCA riorganizzato dal programma (rt-LASCA) per utilizzare la varianza dei dati di contrasto nel tempo per determinare le posizioni del sistema vascolare come descritto in precedenza15.

3. Fase 3 Risonanza magnetica per immagini (MRI) e angiografia a risonanza magnetica

  1. Eseguire la risonanza magnetica il giorno prima dell'intervento chirurgico per il confronto, se lo si desidera, quindi ripetere per confermare la BAO e di nuovo prima del sacrificio se si deve valutare una terapia.
  2. Posizionare i canini continuamente anestetizzati a testa in giù in posizione supina, come precedentemente descritto in uno scanner MRI Siemens Prisma 3 Tesla con intensità di campo e diametro di 60 cm, inclusa una bobina di testa a 32 canali come ricevitore con prestazioni di imaging parallelo migliorate per ottenere immagini cerebrali17.
  3. Esegui scansioni localizzatore per acquisire immagini pilota di ciascun cervello canino prima dell'inizio dell'imaging anatomico.  Il sistema utilizzato per ottenere i dati presentati dispone di un sistema di imaging integrato che consente una scansione più rapida con risoluzioni spaziali e temporali ottimali. I gradienti di 80 mT/m generano immagini pesate in T2, pesate in diffusione e angiogrammi RM di alta qualità. L'imaging pesato in diffusione (DWI) è abbastanza sensibile e può mostrare più sottostrutture anatomiche rispetto ai metodi convenzionali di risonanza magnetica strutturale come le immagini pesate in T2. In questo studio, la risonanza magnetica è stata eseguita 4 ore dopo la BAO.
  4. Dopo un'adeguata localizzazione, eseguire l'imaging dell'eco in gradiente pesato in T2 (parametri: FOV = 130 mm, dimensione della matrice = 320 x 320, dimensione dei pixel = 0,3 x 0,3 mm, spessore della fetta = 3 mm, TR= 4s, FA= 180 gradi, BW =255 Hz/pixel, NEX= 2, TE=75ms, risoluzione= 2,4615 pixel per mm) seguito da un imaging FLAIR (Flow Attenuated Inversion Recovery) per visualizzare la struttura dell'anatomia cerebrale.
  5. Eseguire l'angiografia a risonanza magnetica (MRA) per visualizzare l'anatomia vascolare e la misurazione della circolazione sanguigna. Acquisisci l'MRA del cervello che copre la testa e il collo con una sequenza 3D a tempo di volo (TOF) in vista trasversale (Parametri: FOV = 129x129 mm, Dimensione matrice = 768 x 768, Dimensione pixel = 0,3 x 0,3 mm, Spessore fetta = 81,59 mm, TR= 25 ms, FA= 18 gradi, BW =185 Hz/pixel, NEX= 1, TE=4,22ms, Risoluzione = 5,91 pixel per mm). Esegui la proiezione di massima intensità (MIP) con visualizzazione 3D con codice colore per massimizzare l'intensità del segnale nei vasi sanguigni.  Immagini DICOM acquisite in post-process per visualizzare i vasi sanguigni e confermare che l'arteria basilare era occlusa.

4. Passaggio 4: imaging ponderato in diffusione e calcolo della gittata sistolica

  1. Eseguire una sequenza di imaging pesata in diffusione per rilevare ictus ischemici acuti (Parametri: FOV = 149 mm x149 mm, Dimensione matrice = 132 x0x0x 100, Dimensione pixel = 0,30 mm x 0,30 mm, Spessore fetta = 4 mm, TR = 4,6 s, FA = 90 gradi, BW = 255 Hz/pixel, NEX= 1, TE = 86 ms, Risoluzione = 0,93 pixel per mm). Trasferisci le immagini DICOM per la post-elaborazione.
  2. Genera mappe di diffusione apparente (ADC) da immagini DWI e calcola i volumi di infarto utilizzando il software OsiriX MD v.5.0.
  3. Tracciare sia gli emisferi cerebrali che le aree dell'infarto per fetta e moltiplicare per lo spessore della fetta per acquisire i volumi dell'infarto.
  4. Converti il volume intero assoluto in 100 unità per calcolare la percentuale di volume di corsa di ciascun cane.

5. Passaggio 5: Istologia cerebrale con colorazione dell'ematossilina ed eosina

  1. Al momento del sacrificio in canino anestetizzato, prelevare il cervello e tagliare due sezioni mediali di 4 mm di spessore con un bisturi affilato, una sezione verrà utilizzata per la colorazione TTC sottostante.
  2. Fissare la sezione da 4 mm in formalina al 10% per un minimo di 7 giorni per consentire l'infiltrazione in tutta la sezione.
  3. Incorporare la sezione fissa del cervello nella paraffina seguendo il nostro protocollo17.
  4. Tagliare e livellare ogni blocco di paraffina (è possibile conservare e lavorare più blocchi contemporaneamente).
  5. Sezionare ogni blocco di paraffina a 4μm e posizionare il tessuto tagliato su un vetrino da 2" x 3" pollici.
  6. Elaborare ogni vetrino in ematossilina 560 per 8 minuti, differenziare con alcol acido all'1% per 1 secondo tre volte risciacquando in acqua di rubinetto.
  7. Bluificare ogni vetrino con idrossido di ammonio all'1% per 1 secondo e risciacquare per 2 secondi con acqua di rubinetto.
  8. Disidratare in etanolo al 70% per 1 secondo dodici volte, controcolorato in eosina per 1 minuto.
  9. Disidratare al 95% per 1 secondo dodici volte seguito da etanolo al 100%.
  10. Eliminare in xilene e applicare un vetrino coprioggetti da 2" x 3" pollici con il supporto di montaggio, rimuovendo le bolle d'aria.

6. Passaggio 6 Colorazione cerebrale del cloruro di 2,3,5-trifeniltetrazolio

  1. Posizionare la seconda sezione di 4 mm che è stata raccolta accanto alla sezione H&E in una soluzione precedentemente preparata contenente 100 mL di cloruro di 2,3,5-trifenil-2H-tetrazolio (TTC) al 2% a pH 7,4 PBS riscaldato a 37 °C al buio.
  2. Incubare al buio a 37 °C per almeno 20 minuti, capovolgendo delicatamente la sezione cerebrale ogni 5 minuti.
  3. Quando la sezione diventa rosso ciliegia su entrambi i lati, rimuovere la soluzione TTC e sostituirla con paraformaldeide al 4% in PBS, pH 7,4, per ottimizzare il contrasto durante la notte.
  4. Quando il contrasto è ottimale tra la colorazione bianca e rossa nel cervello (1-3 giorni), posizionare tra fogli di plastica trasparente, asciugare il liquido in eccesso ed eseguire la scansione ad alta risoluzione.
  5. Tracciare le regioni ischemiche e l'intero vetrino cerebrale per ottenere la percentuale di infarto in ciascuna sezione come descritto in precedenza17.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Risultati

Registrazione e imaging della perfusione laser Speckle: La registrazione della perfusione è stata eseguita continuamente fino a quando l'animale non è stato trasportato alla risonanza magnetica e di nuovo al sacrificio (Figura 1A). I dati hanno mostrato che la perfusione cerebrale è diminuita del ~15% a 83 ± 10% nel momento prima dell'occlusione dell'arteria basilare (pre-BAO). Questo declino nominale è probabilmente il risultato dell'i...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussione

Le cause più comuni di ictus della circolazione posteriore includono embolia, aterosclerosi delle grandi arterie e malattia delle piccole arterie5. L'occlusione arteriosa basilare (BAO) rappresenta un sottogruppo di ictus della circolazione posteriore, con una significativa morbilità e mortalità13. In questo contesto, è stato utilizzato un modello canino di ictus posteriore acuto e abbiamo sviluppato un protocollo LSI per monitorare la ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare

Riconoscimenti

Questo lavoro è stato sostenuto in parte dalla Mayfield Education and Research Foundation grant #GRT00049047 e dall'Ohio Department of Services Agency Accelerator Award #TECG20180269 a SMN.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
2% 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC in PBS, pH 7.4)Sigma AldrichT8877
EDTA K3 vacutainersBecton DickinsonBD455036
EosinSurgipath3801602
Formalin, neutral buffered, 10%Richard-Allan Scientific5701
Hematoxylin 560Surgipath3801570
HUG-U-VAC positioning system  DRE Veterinary1320
LabChart SoftwareADInstruments Inc.
Laser Speckle Imaging cameraPerimed Inc., Jarfalla, SwedenPeriCam PSI HR System
Lithium heparin vacutainer, 4.5%Becton DickinsonBD 368056
MatlabThe MathWorks, Inc., Natick, MA
OsiriX MD v.5.0 softwarePixmeo Inc, Geneva
Paraformaldehyde 4% in PBSAlfa AesarAAJ61899AP
PimSoft v1.4 softwarePerimed Inc.software that accompanies LSI equipment
Prisma Fit 3 tesla (3T) magnetSiemen's Diagnostics
Sodium heparin for injection (to coat blood gas syringe)NovaPlus402525D

Riferimenti

  1. Donkor, E. S. Stroke in the 21(st) Century: A Snapshot of the Burden, Epidemiology, and Quality of Life. Stroke Research and Treatment. 2018, 3238165(2018).
  2. Kaiser, E. E., West, F. D. Large animal ischemic stroke models: replicating human stroke pathophysiology. Neural Regeneration Research. 15 (8), 1377-1387 (2020).
  3. National Institute of Neurological Disorders and Stroke rt-PA Stroke Study Group. Tissue plasminogen activator for acute ischemic stroke. New England Journal of Medicine. 333 (24), 1581-1587 (1995).
  4. Mokin, M., Rojas, H., Levy, E. I. Randomized trials of endovascular therapy for stroke--impact on stroke care. Nature Reviews Neurology. 12 (2), 86-94 (2016).
  5. Sparaco, M., Ciolli, L., Zini, A. Posterior circulation ischaemic stroke-a review part I: anatomy, aetiology and clinical presentations. Neurological Sciences. , (2019).
  6. Lekic, T., Ani, C. Posterior circulation stroke: animal models and mechanism of disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 587590(2012).
  7. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 907575(2011).
  8. Atchaneeyasakul, K., et al. Large animal canine endovascular ischemic stroke models: A review. Brain Research Bulletin. 127, 134-140 (2016).
  9. Qureshi, A. I., et al. Randomized comparison of intra-arterial and intravenous thrombolysis in a canine model of acute basilar artery thrombosis. Neuroradiology. 46 (12), 988-995 (2004).
  10. Boulos, A. S., et al. Tamoxifen as an effective neuroprotectant in an endovascular canine model of stroke. Journal of Neurosurgery. 114 (4), 1117-1126 (2011).
  11. Doyle, K. P., Buckwalter, M. S. A mouse model of permanent focal ischemia: distal middle cerebral artery occlusion. Methods in Molecular Biology. 1135, 103-110 (2014).
  12. Wen, Z., et al. The effect of anterior communicating artery flow on neurovascular injury and neurobehavioral outcomes in mice with recurrent stroke. Brain Research. , (2019).
  13. Demel, S. L., Broderick, J. P. Basilar Occlusion Syndromes: An Update. Neurohospitalist. 5 (3), 142-150 (2015).
  14. Cai, B., Wang, N. Large Animal Stroke Models vs. Rodent Stroke Models, Pros and Cons, and Combination. Acta Neurochirurgica Supplement. 121, 77-81 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Kan, I., et al. A novel method of thrombus preparation for use in a swine model for evaluation of thrombectomy devices. American Journal of Neuroradiology. 31 (9), 1741-1743 (2010).
  17. Huttinger, A. L., et al. Ferric Chloride-induced Canine Carotid Artery Thrombosis: A Large Animal Model of Vascular Injury. Journal of Visualized Experiments. (139), (2018).
  18. Siemonsen, S., et al. Elevated T2-values in MRI of stroke patients shortly after symptom onset do not predict irreversible tissue infarction. Brain. 135, Pt 6 1981-1989 (2012).
  19. Leiva-Salinas, C., Wintermark, M. Imaging of acute ischemic stroke. Neuroimaging Clinics of North America. 20 (4), 455-468 (2010).
  20. Ishikawa, C., Ito, D., Tanaka, N., Kitagawa, M. Use of three-dimensional time-of-flight magnetic resonance angiography at 1.5 Tesla to evaluate the intracranial arteries of 39 dogs with idiopathic epilepsy. American Journal of Veterinary Research. 80 (5), 480-489 (2019).
  21. Mohr, J. P., et al. Magnetic resonance versus computed tomographic imaging in acute stroke. Stroke. 26 (5), 807-812 (1995).
  22. Rosso, C., et al. Diffusion-weighted MRI in acute stroke within the first 6 hours: 1.5 or 3.0 Tesla. Neurology. 74 (24), 1946-1953 (2010).
  23. Cheng, Q., et al. High b value DWI in evaluation of the hyperacute cerebral ischemia at 3T: A comparative study in an embolic canine stroke model. Experimental and Therapeutic. 12 (2), 951-956 (2016).
  24. Xu, X. Q., et al. Use of FLAIR imaging to identify onset time of cerebral ischemia in a canine model. American Journal of Neuroradiology. 35 (2), 311-316 (2014).
  25. Rodriguez, D., Rylander, H., Vigen, K. K., Adams, W. M. Influence of field strength on intracranial vessel conspicuity in canine magnetic resonance angiography. Veterinary Radiology & Ultrasound. 50 (5), 477-482 (2009).
  26. Bosmans, H., Wilms, G., Dymarkowski, S., Marchal, G. Basic principles of MRA. European Journal of Radiology. 38 (1), 2-9 (2001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

Perfusione cerebraleimaging laser specklevolume dell infartorisonanza magneticaictus della circolazione posterioreocclusione dell arteria basilaremodello preclinicoictus ischemicoDWIangiografia a risonanza magneticatromboemboliacarico di ictusimaging multimodale

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati