JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

L'obiettivo di questo protocollo è spiegare e dimostrare lo sviluppo di un modello microfluidico tridimensionale (3D) di tessuto cardiaco umano altamente allineato, composto da cardiomiociti derivati da cellule staminali co-coltivati con fibroblasti cardiaci (FF) all'interno di un idrogel biomimetico a base di collagene, per applicazioni nell'ingegneria dei tessuti cardiaci, nello screening dei farmaci e nella modellazione delle malattie.

Abstract

La principale causa di morte in tutto il mondo persiste come malattia cardiovascolare (CVD). Tuttavia, modellare la complessità fisiologica e biologica del muscolo cardiaco, il miocardio, è notoriamente difficile da realizzare in vitro. Principalmente, gli ostacoli risiedono nella necessità di cardiomiociti umani (MIC) che siano adulti o mostrino fenotipi simili a adulti e possano replicare con successo la complessità cellulare del miocardio e l'intricata architettura 3D. Sfortunatamente, a causa di preoccupazioni etiche e della mancanza di tessuto cardiaco umano primario disponibile derivato dal paziente, combinato con la minima proliferazione di MACCHINE, l'approvvigionamento di MACCHINE umane vitali è stato un passo limitante per l'ingegneria dei tessuti cardiaci. A tal fine, la maggior parte delle ricerche è transizione verso la differenziazione cardiaca delle cellule staminali pluripotenti indotte dall'uomo (iPSC) come fonte primaria di IC umane, con conseguente ampia incorporazione di IC hiPSC all'interno di saggi in vitro per la modellazione dei tessuti cardiaci.

Qui in questo lavoro, dimostriamo un protocollo per lo sviluppo di un tessuto cardiaco umano derivato da cellule staminali mature 3D all'interno di un dispositivo microfluidico. Spieghiamo e dimostriamo visivamente la produzione di un modello 3D in vitro di tessuto cardiaco anisotropico su chip da MACCHINE derivate dall'hiPSC. Descriviamo principalmente un protocollo di purificazione da selezionare per le MACCHINE, la co-coltura di cellule con un rapporto definito attraverso la miscelazione di MACCHINE con FF umani (hRF) e la sospensione di questa co-coltura all'interno dell'idrogel a base di collagene. Dimostriamo inoltre l'iniezione dell'idrogel carico di cellule all'interno del nostro ben definito dispositivo microfluidico, incorporato con micropost ellittici sfalsati che fungono da topografia superficiale per indurre un alto grado di allineamento delle cellule circostanti e della matrice idrogel, imitando l'architettura del miocardio nativo. Immaginiamo che il modello 3D anisotropico di tessuto cardiaco su chip sia adatto per studi di biologia fondamentale, modellazione delle malattie e, attraverso il suo uso come strumento di screening, test farmaceutici.

Introduzione

Gli approcci di ingegneria tissutale sono stati ampiamente esplorati, negli ultimi anni, per accompagnare i risultati clinici in vivo nella medicina rigenerativa e nellamodellazione delle malattie 1,2. Un'enfasi significativa è stata posta in particolare sulla modellazione in vitro dei tessuti cardiaci a causa delle difficoltà intrinseche nell'approvvigionamento del tessuto cardiaco primario umano e nella produzione di surrogati in vitro fisiologicamente rilevanti, limitando la comprensione fondamentale dei complessi meccanismi delle malattie cardiovascolari (CVD)1,3. I modelli tradizionali hanno spesso coinvolto test di coltura monostrato 2D. Tuttavia, l'importanza di coltivare cellule cardiache all'interno di un ambiente 3D per imitare sia il paesaggio nativo del miocardio che le complesse interazioni cellulari è stata ampiamentecaratterizzata 4,5. Inoltre, la maggior parte dei modelli prodotti finora hanno incluso una monocoltura di MACCHINE differenziate dalle cellule staminali. Tuttavia, il cuore è composto da più tipi di cellule6 all'interno di una complessa architettura 3D7, che garantisce la necessità critica di migliorare la complessità della composizione tissutale all'interno di modelli in vitro 3D per imitare meglio i costituenti cellulari del miocardio nativo.

Ad oggi, sono stati esplorati molti approcci diversi per produrre modelli 3D biomimetici del miocardio8. Questi approcci vanno dalle configurazioni sperimentali che consentono il calcolo in tempo reale della forza generata, dalle MACCHINE monocolturate seminate su pellicole sottili (considerate pellicole sottili muscolari (MTF))9,alle cellule cardiache co-coltura in matrici idrogel 3D sospese tra cantilevers indipendenti (ritenuti tessuti cardiaci ingegnerizzati (EHTs))10. Altri approcci si sono concentrati sull'implementazione di tecniche di micromolding per imitare l'anisotropia miocardico, dalle macchine virtuali monocolturali in un idrogel 3D sospeso tra micropost sporgenti in un cerottotissutale 11,alle MACCHINE monocoltura sementi tra microgroovi rientrati12,13. Ci sono vantaggi e svantaggi intrinseci per ciascuno di questi metodi, quindi, è pertinente utilizzare la tecnica che si allinea con l'applicazione prevista e la corrispondente questione biologica.

La capacità di migliorare la maturazione delle MACCHINE derivate da cellule staminali è essenziale per il successo dell'ingegneria in vitro del tessuto miocardico simile a quello adulto e la traduzione dei successivi risultati alle interpretazioni cliniche. A tal fine, i metodi per maturare le MACCHINE sono stati ampiamente esplorati, sia in 2D che in3D 14,15,16. Ad esempio, la stimolazione elettrica incorporata negli ETT, l'allineamento forzato delle MACCHINE con la topografia superficiale, i segnali di segnalazione, i fattori di crescita della cocoltura e / o le condizioni dell'idrogel 3D, ecc., portano tutti a un cambiamento a favore della maturazione cm in almeno uno dei seguenti: morfologia cellulare, manipolazione del calcio, struttura sarcomerica, espressione genica o forza contrattile.

Di questi modelli, gli approcci che utilizzano piattaforme microfluidiche mantengono alcuni vantaggi in natura, come il controllo dei gradienti, l'input limitato delle cellule e i reagenti necessari minimi. Inoltre, molte repliche biologiche possono essere generate contemporaneamente utilizzando piattaforme microfluidiche, servendo a sezionare meglio il meccanismo biologico di interesse e ad aumentare la dimensione sperimentale del campione a favoredella potenza statistica 17,18,19. Inoltre, l'utilizzo della fotolitografia nel processo di fabbricazione del dispositivo microfluidico consente la creazione di caratteristiche precise (ad esempio, topografie) a livello micro e nano, che fungono da segnali mesoscopici per migliorare la struttura cellulare circostante e l'architettura dei tessuti macro-livello18,20,21,22 per diverse applicazioni nella rigenerazione dei tessuti e nella modellazione delle malattie.

In precedenza abbiamo dimostrato lo sviluppo di un nuovo modello di tessuto cardiaco 3D su chip che incorpora la topografia superficiale, sotto forma di micropost ellittiche innati, per allineare le cellule cardiache co-coltivate in idrogel in un tessuto anisotropicointerconnesso 20. Dopo 14 giorni di coltura, i tessuti formatisi all'interno del dispositivo microfluidico sono più maturi nel fenotipo, nel profilo di espressione genica, nelle caratteristiche di manipolazione del calcio e nella risposta farmaceutica rispetto ai controlli monostrato e isotropi 3D23. Il protocollo qui descritto delinea il metodo per la creazione di questo 3D co-coltivato, allineato (cioè, anisotropico) tessuto cardiaco umano all'interno del dispositivo microfluidico utilizzando CRM derivati dall'hiPSC. In particolare, spieghiamo i metodi per differenziare e purificare gli iPSC verso le IC, l'integrazione di hFC con IC per produrre una popolazione di co-coltura stabilita, l'inserimento della popolazione cellulare incapsulata all'interno dell'idrogel di collagene nei dispositivi microfluidici e la successiva analisi dei tessuti costruiti in 3D attraverso test contrattili e immunofluorescenti. I micro tissue ingegnerizzati in 3D risultanti sono adatti per varie applicazioni, tra cui studi di biologia fondamentale, modellazione CVD e test farmaceutici.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocollo

Eseguire tutta la manipolazione delle cellule e la preparazione dei reagenti all'interno di un armadio biosicurezza. Assicurarsi che tutte le superfici, i materiali e le apparecchiature che entrano in contatto con le cellule siano sterili (ad esempio, spruzzare con il 70% di etanolo). Le cellule devono essere coltivate in un incubatore umidificato di 37 °C, 5% di CO2. Tutte le impostazioni cultura e differenziazione hiPSC vengono eseguite in piastre a 6 po porsi.

1. Creazione di dispositivi microfluidici (durata approssimativa: 1 settimana)

  1. Fotolitografia
    NOTA: La maschera, progettata utilizzando il file CAD (fornito come file supplementare 1), contiene il design del canale microfluidico. Stampare il disegno su una maschera trasparente. Quindi, esegui la fotolitografia standard con il fotoresist negativo SU8 2075 su un wafer di silicio da 4 pollici all'interno di una camera bianca.
    1. Pulire un wafer di silicio con alcol isopropile (IPA) e asciugare con azoto. Cuocere a 200 °C per 5 minuti per disidratazione.
      NOTA: Maneggiare il wafer con pinzette per wafer.
    2. Posizionare il wafer nello spin-coater. Depositare 3-4 mL di SU8 al centro del wafer, quindi girare per formare uno strato di 200 μm (cioè, salire da 15 a 500 giri/min, girare per 10 s, salire da 5 a 1.200 giri/min e girare per 30 s, quindi downspin per 15 s fino a fermarsi).
    3. Rimuovere il wafer e cuocere morbido per 7 minuti a 65 °C, quindi 45 min a 95 °C.
    4. Spostare il wafer su un allineatore maschera e posizionare la maschera trasparente nel porta maschera con un filtro UV. Esporre il wafer a 2 cicli di 230 mJ/cm2,con ritardo di 30 s, per un'esposizione totale di 460 mJ/cm2.
    5. Eseguire una cottura post-esposizione sul wafer esposto in un forno a 50 °C durante la notte.
    6. Spegnere il forno la mattina successiva e, dopo che il wafer si è raffreddato a temperatura ambiente, immergerlo nello sviluppatore SU8. Rimuovere il wafer dallo sviluppatore ogni 5 minuti e lavare con IPA, quindi riposizionare lo sviluppatore.
    7. Dopo circa 20 minuti, o quando l'IPA si esaurisce, asciugare il wafer con azoto d'aria e cuocere duramente in un forno impostato a 150 °C; non appena il forno raggiunge i 150 °C, spegnerlo ma non aprirlo. Lasciare il wafer nel forno fino a raggiungere la temperatura ambiente, quindi rimuovere il wafer.
    8. Confermare l'altezza di SU8 con un profilometro e le caratteristiche ottiche con un microscopio a luce. Una volta confermato, nastro il wafer all'interno di una piastra di Petri di plastica da 150 mm.
  2. Litografia morbida
    NOTA: Il wafer, attaccato alla piastra di Petri, deve essere silanizzato per evitare l'aderenza del PDMS alle caratteristiche SU8.
    1. Invertire il wafer (toccato in una piastra di Petri di plastica) su una piastra di Petri di vetro della stessa dimensione contenente 0,4 mL di metiltriclorosilano (MTCS) ed esporre il wafer ai vapori per 4 minuti. Ruotare il wafer in posizione verticale e posizionare il coperchio sulla piastra di Petri.
    2. Mescolare 30 g di base di elastomero siliconico con l'agente polimerizzante con un rapporto 10:1. Togliere il coperchio dalla piastra di Petri e versare il polidimetilsiloxano (PDMS) sul wafer, quindi degas all'interno di un essiccatore.
    3. Una volta che tutte le bolle sono sparite, posizionare il wafer a 80 °C per 1,5 ore per curare il PDMS.
    4. Staccare con cura il PDMS e punzonare le insenature e le prese per le porte dei tessuti e i canali dei supporti con un punzone di biopsia da 1 mm e 1,5 mm, rispettivamente.
    5. Pulire i canali PDMS con nastro adesivo per rimuovere la polvere. Quindi, immergere i copricapo (18 x 18 mm, n. 1) in etanolo al 70% per almeno 15 minuti. Quindi, asciugarli con salviette tissutali.
    6. Sottosostire sia i copripavimenti che i canali PDMS (lato caratteristica esposto) al plasma (impostazione in alto) per 1 min, quindi legare rapidamente insieme e posizionare in un forno a 80 °C durante la notte per fissare il legame.
      NOTA: Durante l'incollaggio, è essenziale applicare una leggera pressione sui bordi dei canali PDMS per garantire una buona tenuta tra il PDMS e il vetro evitando il canale stesso per evitare il collasso del canale.
  3. Preparazione del dispositivo
    1. Immergere i dispositivi PDMS incollati in acqua deionizzata (DI H2O) e autoclave con il ciclo liquido. Successivamente, aspirare nuovamente il liquido dai dispositivi e autoclave con il ciclo di gravità. Quindi, disidratare i dispositivi sterilizzati durante la notte a 80 °C.

2. Coltura delle cellule staminali (durata approssimativa: 1-2 mesi)

  1. coltura e manutenzione hiPSC
    NOTA: Gli iPSC devono essere coltivati per tre passaggi consecutivi dopo lo scongelamento in vitro prima della crioconservazione o differenziazione. gli iPSC sono coltivati in mezzo E8 o mTeSR1, a seconda della linea cellulare, sulle piastre rivestite a matrice a membrana basale24.
    1. Per rivestire piastre con matrice di membrana basale di qualità hESC, scongelare un'aliquota del mezzo matrice (volume dipendente dal lotto, generalmente 200-300 μL; immagazzinata a -80 °C) aggiungendola a 25 mL di DMEM/F-12K sul ghiaccio. Distribuire 1 mL di questa sospensione in ogni pozzo di una piastra a 6 pota. Lasciare la piastra nell'incubatrice a 37 °C per almeno 1 h.
    2. Al momento dello scongelamento, modificare il supporto E8 per le impostazioni cultura hiPSC aggiungendo 5 μM di Y-2763225 (E8+RI). Utilizzare questo supporto per 24 ore dopo, quindi cambiare il supporto in nuovo E8.
      NOTA: per le modifiche dei supporti di routine, i supporti E8 non modificati vengono utilizzati per le impostazioni cultura hiPSC. Per una manutenzione regolare, i supporti E8 devono essere cambiati ogni giorno, circa 24 ore dopo il precedente cambiamento dei supporti.
    3. Cellule di passaggio al giorno 3 o al giorno 4, mezzi aspirati, quindi lavare ogni bene con 1 mL di soluzione tamponata con fosfato (DPBS) di 1x Dulbecco.
      NOTA: Assicurarsi che le cellule siano circa il 70% confluenti. Non lasciare che crescano oltre il 70% di confluenza.
    4. Aspirare il DPBS, quindi aggiungere 1 mL di 0,5 mM EDTA ad ogni pozzo e incubare a temperatura ambiente per 6-7 min.
    5. Aspirare con cura EDTA, aggiungere 1 mL di E8+RI in ogni pozzo e esplodere contro la superficie con una pipetta da 1 mL (~5-10 volte per raccogliere tutte le cellule). Raccogliere la sospensione cellulare in un tubo microcentrifugo da 15 ml.
    6. Contare la sospensione cellulare e il passaggio alla densità cellulare desiderata (cioè ~ 200 K per pozzo) in E8+RI.
    7. Cambiare i supporti in E8 (senza RI) 24 ore dopo. Non lasciare le cellule con RI per più di 24 ore.
      NOTA: E8 non deve essere riscaldato a 37 °C. Lasciare sempre a temperatura ambiente per riscaldarsi prima della coltura cellulare.
  2. Differenziazione diretta del cardiomiocita (CM)
    NOTA: È importante notare l'esistenza di eterogeneità tra le diverse righe degli hiPSC26,27, pertanto potrebbe essere necessario ottimizzare i passaggi seguenti per ogni riga di cella. Seguire i passaggi seguenti per la differenziazione CM.
    1. Preparare RPMI + B27 - insulina aggiungendo 10 mL di B27 meno insulina e 5 mL di penicillina / streptomicina (penna / streptomicina) a 500 mL di RPMI 1640.
    2. Preparare RPMI + B27 + insulina aggiungendo 10 mL di B27 e 5 mL di penna / streptocondo a 500 mL di RPMI 1640.
    3. Preparare RPMI meno glucosio + B27 + insulina aggiungendo 10 mL di B27, 5 mL di penna / streptocoppo e 4 mM di lattato di sodio a 500 mL di RPMI 1640 senza glucosio.
    4. Una volta che gli hiPSC raggiungono l'85% di confluenza, iniziare la differenziazione (Giorno 0) sostituendo il vecchio mezzo con 4 mL dell'RPMI + B27 - mezzo insulinica contenente 10 μM CHIR99021 ad ogni pozzo di una piastra a 6 pomp pomp (cioè, aggiungere 25 μL di 10 mM CHIR99021 in 25 mL di RPMI + B27 - insulina e quindi aggiungere immediatamente 4 mL per pozzo).
      NOTA: CHIR99021 è un inibitore della GSK e porta all'attivazione Wnt. La concentrazione ottimale di CHIR99021 e la confluenza iniziale varia per ogni linea cellulare28. Controllare sempre un gradiente di concentrazione di 6-12 μM CHIR99021 e una serie di densità di semina prima dell'esperimento effettivo per determinare le condizioni ottimali per iniziare la differenziazione.
    5. Esattamente 24 ore dopo (Giorno 1), aspirare il mezzo e sostituire con 5 mL di RPMI + B27 prebellico - insulina ad ogni pozzo.
    6. Esattamente 72 ore dopo l'aggiunta di CHIR99021 (Giorno 3), raccogliere 2,5 ml del mezzo speso da ogni pozzo della piastra a 6 poggiale, per un totale di 15 ml del mezzo speso in un tubo.
    7. A questo, aggiungere 15 mL di RPMI fresco + B27 - mezzo di insulina. Aggiungere IWP2 a una concentrazione di 5 μM al tubo medio combinato (cioè 1 μL di IWP2 a 5 mM per 1 ml di mezzo combinato o 30 μL di IWP2 in 30 mezzi mL totali).
    8. Rimuovere ~1,5 mL del mezzo rimanente per pozzo della piastra in modo che rimangano 1 mL del mezzo. Ruotare vigorosamente la piastra per garantire un'adeguata rimozione dei detriti cellulari. Quindi, aspirare il resto del vecchio mezzo e aggiungere 5 mL del mezzo combinato contenente IWP2 per pozzo della piastra.
      NOTA: L'aggiunta di IWP2 alle cellule porta all'inibizione Wnt.
    9. Il giorno 5, aspirare il mezzo da ogni pozzo e sostituirlo con 5 mL di RPMI + B27 prebellico - insulina.
    10. Maturazione CM: Il giorno 7, giorno 9 e giorno 11, aspirare il mezzo da ogni pozzo e sostituirlo con 5 mL di RPMI + B27 + insulina prebellico. Il pestaggio spontaneo dovrebbe essere osservato in questi giorni.
    11. Purificazione CM: Il giorno 13 e il giorno 16, iniziare la fame di glucosio aspirando il mezzo da ogni pozzo, lavando ogni bene con 1 mL di 1x DPBS, e quindi aggiungendo 5 mL di RPMI prebellico meno glucosio + B27 + insulina, integrato con 4 mM di lattato di sodio.
    12. Il giorno 19, aspirare il mezzo speso e sostituirlo con 5 mL di RPMI + B27 + insulina prebellica ad ogni pozzo per consentire il recupero cellulare dopo la purificazione.
    13. Il giorno 21, ritrarre le cellule, seguendo il seguente protocollo di dissociazione CM descritto (passaggio 3.3). Puntare a placcare 1,5-2 x 106 celle per pozzo in una piastra da 6 po '. Ad esempio, se si tratta di una differenziazione altamente efficiente, generalmente espandere i 6 pozzi in 9 pozzi è buono.
    14. Dal giorno 21 in poi, aspirare il mezzo da ogni pozzo e sostituirlo con 4 mL di RPMI + B27 + insulina ogni 2-3 giorni.
      NOTA: Le hiPSC-CMs sono pronte per l'uso sperimentale dopo il giorno 23.

3. Creazione di tessuto cardiaco 3D all'interno del dispositivo microfluidico: (Durata approssimativa: 2-3 h)

  1. coltura hCF
    1. Coltura fibroblasti cardiaci ventricolari umani (hCF; ottenuti commercialmente da Lonza) in mastri T75 (a 250K cellule per pallone) in Fibroblast Growth Media-3 (FGM3). Cambia i media a giorni nostri e passaggi quando sei al 70% confluente. Utilizzare gli hCL prima del passaggio 10, in quanto potrebbero iniziare a differenziarsi dai miofibroblasti ai passaggi alti29.
  2. Dissociazione hCF
    1. Per dissociare gli hRF, ese prima il pallone dall'incubatore. Mettere il pallone all'interno dell'armadio di biosicurezza e iniziare ad aspirare il supporto trascorso dal pallone. Quindi, lavare il pallone T75 con 3 ml di 1x DPBS. Chiudere il cappuccio e ruotare il pallone.
    2. Aspirare il DPBS. Prendi 3 mL di 1x Trypsin-EDTA prebellico (0,05%) e aggiungerlo al pallone. Inclinare il pallone e ruotare per rivestire il fondo. Lasciarlo in un incubatore a 37 °C per 4-6 minuti, controllando il pallone al microscopio per assicurarsi che le cellule si sta staccano, come evidenziato attraverso la forma rotonda della cella e le celle galleggianti. In caso meno, rimettere il pallone nell'incubatrice per un altro minuto.
    3. Neutralizzare l'azione della tripina aggiungendo 3 ml di MGF3 prebellica al pallone. Quindi, pipettare la soluzione su e giù contro il fondo del pallone per spostare i FF.
    4. Raccogliere la sospensione cellulare in un tubo microcentrifugo da 15 ml. Prendere 10 μL della sospensione cellulare e erogarla in un emocitometro per contare le cellule con un microscopio.
    5. Centrifugare la sospensione cellulare a 200 x g per 4 min. Aspirare il supernatante facendo attenzione a non disturbare il pellet cellulare.
    6. Rimorsi il pellet in MGF3 fresco, per fare un desiderato 75 x 106 celle / mL. O passare una porzione (250K cellule per pallone T75) o seguire il protocollo seguente per generare tessuto cardiaco 3D.
  3. Dissociazione CM
    NOTA: Dopo la differenziazione e la purificazione, preparare le MACCHINE per l'uso nell'iniezione in dispositivi microfluidici.
    1. Estraete il piatto di macchine virtuali dall'incubatore e aspirate i supporti. Quindi lavare i pozzi con 1 mL di 1x DPBS per pozzo di una piastra da 6 pozzi. Prendere 6 mL di DPBS e pipetta 1 mL per pozzo.
    2. Aspirare il DPBS facendo attenzione a non disturbare le cellule attaccate alla piastra. Pipettare 6 mL di soluzione di distacco di celle calde (ad esempio, TrypLE express) e aggiungere 1 mL per pozzo. Incubare le cellule in un'incubatrice a 37 °C per 10 minuti.
    3. Neutralizzare l'enzima con un volume uguale di insulina RPMI + B27+ (cioè 1 mL per pozzo) e dissociare meccanicamente le cellule tubazioni su e giù contro il recipiente di coltura con una pipetta da 1 mL.
    4. Raccogliere le macchine virtuali in un tubo di centrifuga da 15 ml. Centrifuga a 300 x g per 3 min.
    5. Aspira il supernatante. Rimosoppo il pellet cellulare in 5 mL di RPMI + B27 + insulina. Pipettare la soluzione su e giù con una pipetta da 1 mL per garantire una corretta miscelazione. Prendere 10 μL della sospensione cellulare e erogarla in un emocitometro per determinare il numero totale di cellule.
    6. Centrifugare nuovamente le cellule a 300 x g per 3 min (per garantire la completa rimozione di TrypLE) e aspirare il supernatante. Quindi, aggiungere un volume appropriato di RPMI + B27 + insulina per ottenere 75 x 106 cellule / mL.
      NOTA: Se la differenziazione/selezione cardiaca non si traducono in un elevato CM% (cioè >80%), come evidenziato dall'immunosociezione o dalla citometria del flusso per proteine specifiche del CM come il cTnT, non considerare le cellule adatte alla formazione dei tessuti. Il processo di differenziazione dovrebbe essere ottimizzato quando ciò avviene attraverso la regolazione delle concentrazioni di CHIR99021 e della densità iniziale di partenza. Se la purificazione CM necessita di miglioramenti, è possibile utilizzare altri metodi, ad esempio lo smistamento per le MACCHINE con smistamento cellulare attivato a fluorescenza (FACS) o macs (magnetic-activated cell sorting)30,31,32.
  4. Preparazione del collagene
    NOTA: Preparare il collagene dall'alta concentrazione di collagene (che va da 8-11 mg / mL). Il collagene utilizzato per creare la miscela cellula:idrogel è a 6 mg/mL e la concentrazione finale è di 2 mg/mL. A seconda del numero di dispositivi da iniettare, il volume della soluzione di collagene da fare deve essere ri calcolato.
    1. Tenere tutti i reagenti richiesti sul ghiaccio all'interno di una cappa di biosicurezza.
      NOTA: Il collagene è un idrogel termoresponso. Pertanto, la temperatura deve rimanere bassa per prevenire la polimerizzazione prematura.
    2. Assumere 75 μL di collagene stock (8 mg/ml) e erogarlo in un tubo di microcentrifugo sul ghiaccio. La soluzione di collagene è molto viscosa, quindi aspirala lentamente con una pipetta.
    3. Assumere 13,85 μL di mezzi (cioè RPMI + B27 + insulina) e erogarlo nello stesso tubo.
    4. Quindi prendere 10 μL di rosso fenolo e aggiungere alla miscela e rimorsi.
    5. Infine, prendere 1,15 μL di 1N NaOH e aggiungere alla sospensione.
    6. Utilizzando una punta di pipetta da 200 μL, rimospendò la sospensione.
      NOTA: Il collagene stock ha un pH acido, che richiede l'aggiunta di NaOH per neutralizzarlo prima di usarlo per incapsulare le cellule cardiache. Il rosso fenolo agisce come indicatore di pH; pertanto, aggiungere questo prima dell'aggiunta NaOH. A questo punto, la soluzione di collagene sarà gialla, denotandone l'acidità. Dopo l'aggiunta di NaOH, la soluzione dovrebbe diventare arancione in rosa chiaro, indicandone la neutralizzazione.
  5. Miscela di idrogel e preparazione cellulare
    NOTA: In questo passaggio, viene eseguita l'incapsulamento delle cellule all'interno dell'idrogel a base di collagene. Le cellule, così come tutti i precursori dell'idrogel, devono essere posizionate sul ghiaccio durante i passaggi successivi.
    1. A questo punto, se i FF non sono ancora stati tripsinato, conservare la sospensione CM in un tubo di centrifuga da 15 mL, con il coperchio svitato per consentire il flusso di gas, all'interno di un incubatore a 37 °C. In parallelo, dissociare i FF e raccogliere ad una densità di 75 x 106 celle/mL per il caricamento del dispositivo.
    2. Mescolare le macchine virtuali sospese con i PDF con un rapporto 4:1. Prendere un'aliquota di 8 μL di MACCHINE e aggiungere a un tubo di centrifuga fresco sul ghiaccio. Quindi prendere 2 μL di FF e aggiungere alla sospensione cellulare nel tubo di centrifuga.
    3. Rimescolare la sospensione cellulare, afferrare 5,6 μL della sospensione cellulare e metterla in un tubo di microcentrifugo fresco.
    4. Prendere 4 μL del collagene appena preparato nei passaggi precedenti e aggiungere a una miscela CM:CF 4:1. Aggiungere 2,4 μL di matrice di membrana basale GFR (Growth Factor Reduced), rendendo la densità cellulare finale come 35 x 106 celle/mL per l'iniezione del dispositivo. Pipettare la miscela su e giù per garantire che la sospensione cellulare sia omogenea.
  6. Inserimento del dispositivo
    NOTA: Una volta preparata la miscela cell:hydrogel, deve essere inserita nei dispositivi.
    1. Esegnare i dispositivi microfluidici autoclavati dal forno a 80 °C e impostarli nell'armadio Biosafety per almeno 1 h prima dell'inserimento della sospensione cellulare per consentire ai dispositivi di raffreddarsi a temperatura ambiente mantenendo la sterilità.
    2. Posizionare i dispositivi in 60 x 15 mm di piastre di Petri, a 3-4 dispositivi per piatto. Riempire una piastra di Petri da 150 x 15 mm con uno strato sottile DI H2O per contenere 3 delle piastre petri da 60 x 15 mm. Questo passaggio crea un ambiente umidificato che circonda i dispositivi microfluidici.
    3. Utilizzare una nuova punta e rimpiorsi accuratamente la miscela di cellule:idrogel pipettando la sospensione mentre il tubo rimane sul ghiaccio.
    4. Inserire la punta nella porta di iniezione del dispositivo e iniettare lentamente e costantemente 3 μL della sospensione della cellula:idrogel nell'ingresso della regione tissutale di un dispositivo microfluidico utilizzando una punta di pipetta da 20 μL. Una volta riempita la porta, interrompere l'iniezione e rimuovere la punta. Ripetere per tutti i dispositivi o l'intera sospensione idrogel preparata.
      NOTA: Il piccolo volume delle sospensioni della cella:idrogel si riscalda / si raffredda molto rapidamente, quindi è pertinente mantenere la sospensione sul ghiaccio il più a lungo possibile. Durante l'inserimento, pipettare la soluzione dal ghiaccio e inserire nei dispositivi il più rapidamente possibile, poiché l'idrogel può iniziare a polimerizzare nella punta della pipetta. È importante creare piccoli volumi della sospensione della cellula: idrogel alla volta, quindi se molti dispositivi devono essere iniettati, la sospensione cell:hydrogel dovrà essere resa fresca per ogni set di 4 dispositivi.
    5. Capovolgere i dispositivi all'interno delle loro piastre di Petri con una pinzetta e posizionarli all'interno della grande piastra di Petri con acqua. Incubare in un incubatore a 37 °C per 9 minuti per la polimerizzazione dell'idrogel.
    6. Eserti i dispositivi dall'incubatrice, capovolgere i dispositivi in posizione verticale e incubare a 37 °C per 9 minuti per completare la polimerizzazione dell'idrogel.
    7. Iniettare RPMI + B27 + insulina nei canali dei supporti di fianco (~ 20 μL per dispositivo). Riposizionare i dispositivi nell'incubatore a 37 °C. Cambia il supporto all'interno dei canali multimediali con RPMI + B27 + insulina fresca ogni giorno. È stato dimostrato che i dispositivi sono coltivati da 14-21 giorni20.
      NOTA: A causa del piccolo volume di supporti per chip, per prevenire l'evaporazione dei supporti, è importante mantenere i dispositivi all'interno di una grande piastra di Petri riempita con DI H2O, che funge da camera umidificata. Inoltre, piccole goccioline di RPMI + B27 + insulina in eccesso possono essere pipettate sulla parte superiore delle entrate / uscite del canale durante i cambiamenti di routine dei supporti.

4. Analisi dei tessuti

  1. Imaging dal vivo
    NOTA: Tutte le immagini dal vivo devono essere eseguite con un incubatore di stadio per mantenere 37 °C e 5% CO2.
    1. Posizionare i dispositivi in un incubatore di palcoscenico controllato dall'ambiente. Registra video 30 s di più punti all'interno di ogni dispositivo alla massima frequenza fotogrammi.
    2. Per valutare la contrattilità tissutale dopo aver estratto i segnali di battitura, utilizzare il codice MATLAB scritto su misura supplementare per estrarre i picchi (File supplementare 2) per calcolare la variabilità dell'intervallo inter-beat.
    3. Cambiare i supporti nei dispositivi nel cofano di coltura cellulare, quindi riposizionare nell'incubatore di coltura cellulare.
  2. Colorazione immunofluorescente
    1. Preparare PBS-Glicina: Sciogliere la glicina da 100 mM in PBS e aggiungere lo 0,02% di NaN3 per lo stoccaggio a lungo termine. Regolare il pH a 7,4.
    2. Preparare PBS-Tween-20: aggiungere lo 0,05% di Interpolazione-20 al PBS e aggiungere lo 0,02% di NaN3 per lo storage a lungo termine. Regolare il pH a 7,4.
    3. Preparare il buffer IF: aggiungere 0,2% Triton X-100, 0,1% BSA e 0,05% Tween-20 a PBS e aggiungere 0,02% NaN3 per l'archiviazione a lungo termine. Regolare il pH a 7,4.
    4. Preparare il siero di capra al 10%: Resuspend il siero di capra lyophilized in 2 mL di PBS per fare il siero di capra al 100%. Quindi, diluire i 2 mL con 18 mL di PBS per fare il 10% di siero di capra.
    5. Fissare i campioni aggiungendo il 4% di paraformaldeide (PFA) ai canali tissutali e incubando a 37 °C per 20 min.
    6. Lavare le cellule aggiungendo PBS-Glicina ai canali tissutali 2x per 10 minuti di incubazione a temperatura ambiente.
    7. Lavare le celle aggiungendo PBS -Tween-20 per 10 minuti a temperatura ambiente.
    8. Permeabilizzare le cellule aggiungendo il buffer IF ai canali tissutali per 30 minuti a temperatura ambiente.
    9. Bloccare le cellule aggiungendo una soluzione di siero di capra al 10% ai canali tissutali per 1 h a temperatura ambiente.
    10. Diluire gli anticorpi primari non coniugati nel siero di capra al 10% alle concentrazioni desiderate (fare riferimento al file complementare 3), aggiungere ai canali tissutali e incubare i campioni a 4 °C durante la notte.
    11. Il giorno seguente, lavare i campioni aggiungendo PBS-Tween-20 ai canali tissutali 3 volte per 20 minuti ciascuno a temperatura ambiente.
      NOTA: Dal passaggio 4.2.12 in su, eseguire tutte le attività al buio, in modo che i campioni siano protetti dalla luce.
    12. Diluire gli anticorpi secondari in PBS-Tween-20 alle concentrazioni desiderate, centrifugare a 10.000 x g per 10 minuti per raccogliere eventuali precipitati, quindi aggiungere ai canali tissutali.
    13. Dopo 30 min-1 h, lavare i campioni con PBS-Tween-20 3x per 10 minuti ciascuno a temperatura ambiente.
    14. Aggiungere il mezzo di montaggio anti dissolvenza o desiderato ai canali tissutali. Quindi, i campioni possono essere immagini utilizzando la microscopia a fluorescenza o con un microscopio confocale, se si desidera un ingrandimento più elevato. Per visualizzare l'intero tessuto 3D, le immagini su diversi piani Z possono essere impilate e ricostruite per formare immagini 3D rappresentative.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Risultati

Per ottenere una popolazione altamente purificata di MACCHINE dagli hiPSC, viene utilizzata una versione modificata che coinvolge una combinazione del protocollo di differenziazionelian 33 e dei passaggi di purificazione di Tohyama34 (fare riferimento alla figura 1A per la sequenza temporale sperimentale). Gli iPSC devono essere simili a colonie, ~85% confluenti e distribuiti uniformemente in tutta la cultura ben 3-4 giorni dopo il passaggio, a...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussione

La formazione di un modello di tessuto cardiaco umano in vitro con interazioni cellule-cellule migliorate e struttura 3D biomimetica è imperativa per la ricerca cardiovascolare di base e le corrispondenti applicazionicliniche 1. Questo protocollo delineato spiega lo sviluppo del tessuto cardiaco anisotropico umano 3D all'interno di un dispositivo microfluidico, utilizzando la co-coltura di MACCHINE derivate da cellule staminali con FF connettivi incapsulati all'interno di un idrogel di c...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Riconoscimenti

Vorremmo ringraziare nsf CAREER Award #1653193, Arizona Biomedical Research Commission (ABRC) New Investigator Award (ADHS18-198872) e il Flinn Foundation Award per aver fornito fonti di finanziamento per questo progetto. La linea hiPSC, SCVI20, è stata ottenuta da Joseph C. Wu, MD, PhD presso lo Stanford Cardiovascular Institute finanziato da NIH R24 HL117756. La linea hiPSC, IMR90-4, è stata ottenuta dal WiCell Research Institute55,56.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
0.65 mL centrifuge tubesVWR87003-290
1 mm Biopsy punchVWR95039-090
1.5 mm Biopsy punchVWR95039-088
15 mL Falcon tubesVWR89039-670
18x18mm coverslipsVWR16004-308The coverslips should be No.1, to allow for high magnification imaging
4% paraformaldehydeThermoFisher101176-014
6-well flat botttom tissue-culture platesVWR82050-844
B27 minus insulinLifeTechA1895602
B27 plus insulinLifeTech17504001
CHIR99021VWR10188-030
Collagen I, rat tailCorning47747-218
DMEM F12ThermoFisher11330057
DPBSThermoFisher21600069
E8ThermoFisherA1517001can also be made in house
EDTAVWR45001-122
Ethanol
FGM3VWR10172-048
GFR-MatrigelVWR47743-718
GlycineSigmaG8898-500G
Goat serumVWR10152-212
hESC-MatrigelCorningBD354277
IPA
IWP2SigmaI0536-5MG
KimwipesVWR82003-820
MTCSSigma440299-1L
NaN3SigmaS2002-25G
NaOHSigmaS5881-500G
Pen/StrepVWR15140122
Petri dish (150x15mm)VWR25384-326
Petri dish (60x15mm)VWR25384-092
Phenol RedSigmaP3532-5G
RPMI 1640ThermoFisherMT10040CM
RPMI 1640 minus glucoseVWR45001-110
Silicon Wafers (100mm)University Wafer1196
Sodium lactateSigmaL4263-100ML
SU8 2075MicrochemY111074 0500L1GL
SU8 DeveloperThermoFisherNC9901158
Sylgard ElastomerEssex BrownellDC-184-1.1
T75 flasksVWR82050-856
Triton X-100SigmaT8787-100ML
TrypLEThermoFisher12604021
Trypsin-EDTA (0.5%)ThermoFisher15400054
Tween20SigmaP9416-50ML
Y-27632Stem Cell Technologies72304
EVG620 AlignerEVG
Plasma cleaner PDC-32GHarrick Plasma
Zeiss AxioObserver Z1 microscopeNikon
Leica SP8 Confocal microscopeLeica

Riferimenti

  1. Savoji, H., et al. Cardiovascular disease models: A game changing paradigm in drug discovery and screening. Biomaterials. 198, 3-26 (2019).
  2. Patino-Guerrero, A., Veldhuizen, J., Zhu, W., Migrino, R. Q., Nikkhah, M. Three-dimensional scaffold-free microtissues engineered for cardiac repair. Journal of Materials Chemistry B. 8, 7571-7590 (2020).
  3. Breslin, S., O'Driscoll, L. Three-dimensional cell culture: the missing link in drug discovery. Drug Discovery Today. 18, 240-249 (2013).
  4. Pontes Soares, C., et al. 2D and 3D-organized cardiac cells shows differences in cellular morphology, adhesion junctions, presence of myofibrils and protein expression. PLoS One. 7, 38147(2012).
  5. Jensen, C., Teng, Y. Is it time to start transitioning from 2d to 3d cell culture. Frontiers in Molecular Biosciences. 7, 00033(2020).
  6. Pinto, A. R., et al. Revisiting cardiac cellular composition. Circulation Research. 118, 400-409 (2016).
  7. LeGrice, I., Pope, A., Smaill, B. Interstitial Fibrosis in Heart Failure. 253, Springer. Parts of the Developments in Cardiovascular Medicine book series 3-21 (2005).
  8. Veldhuizen, J., Migrino, R. Q., Nikkhah, M. Three-dimensional microengineered models of human cardiac diseases. Journal of Biological Engineering. 13, 29(2019).
  9. Agarwal, A., Goss, J. A., Cho, A., McCain, M. L., Parker, K. K. Microfluidic heart on a chip for higher throughput pharmacological studies. Lab Chip. 13, 3599-3608 (2013).
  10. Schaaf, S., et al. Human engineered heart tissue as a versatile tool in basic research and preclinical toxicology. PLoS One. 6, 26397(2011).
  11. Zhang, D., et al. Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes. Biomaterials. 34, 5813-5820 (2013).
  12. Rao, C., et al. The effect of microgrooved culture substrates on calcium cycling of cardiac myocytes derived from human induced pluripotent stem cells. Biomaterials. 34, 2399-2411 (2013).
  13. Navaei, A., et al. Electrically conductive hydrogel-based micro-topographies for the development of organized cardiac tissues. RSC Advances. 7, 3302-3312 (2017).
  14. Jiang, Y., Park, P., Hong, S. M., Ban, K. Maturation of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells: Current strategies and limitations. Molecules and Cells. 41, 613-621 (2018).
  15. Yang, X., Pabon, L., Murry, C. E. Engineering adolescence maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Circulation Research. 114, 511-523 (2014).
  16. Kharaziha, M., Memic, A., Akbari, M., Brafman, D. A., Nikkhah, M. Nano-enabled approaches for stem cell-based cardiac tissue engineering. Advanced Healthcare Materials. 5, 1533-1553 (2016).
  17. Ellis, B. W., Acun, A., Can, U. I., Zorlutuna, P. Human iPSC-derived myocardium-on-chip with capillary-like flow for personalized medicine. Biomicrofluidics. 11, 024105(2017).
  18. Mathur, A., et al. Human iPSC-based cardiac microphysiological system for drug screening applications. Scientific Reports. 5, 8883(2015).
  19. Mastikhina, O., et al. Human cardiac fibrosis-on-a-chip model recapitulates disease hallmarks and can serve as a platform for drug testing. Biomaterials. 233, 119741(2020).
  20. Veldhuizen, J., Cutts, J., Brafman, D. A., Migrino, R. Q., Nikkhah, M. Engineering anisotropic human stem cell-derived three-dimensional cardiac tissue on-a-chip. Biomaterials. 256, 120195(2020).
  21. Truong, D., et al. Human organotypic microfluidic tumor model permits investigation of the interplay between patient-derived fibroblasts and breast cancer cells. Cancer Research. 7, 3139-3151 (2019).
  22. Benam, K. H., et al. Engineered in vitro disease models. Annual Review of Pathology: Mechanisms of Disease. 10, 195-262 (2015).
  23. Karamanova, N., et al. Endothelial immune activation by medin: Potential role in cerebrovascular disease and reversal by monosialoganglioside-containing nanoliposomes. Journal of the American Heart Association. 9, 014810(2020).
  24. Chen, G., et al. Chemically defined conditions for human iPSC derivation and culture. Nature Methods. 8, 424-429 (2011).
  25. Watanabe, K., et al. A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells. Nature Biotechnology. 25, 681-686 (2007).
  26. Narsinh, K. H., et al. Single cell transcriptional profiling reveals heterogeneity of human induced pluripotent stem cells. Journal of Clinical Investigation. 121, 1217-1221 (2011).
  27. Cahan, P., Daley, G. Q. Origins and implications of pluripotent stem cell variability and heterogeneity. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 14, 357-368 (2013).
  28. Laco, F., et al. Unraveling the inconsistencies of cardiac differentiation efficiency induced by GSKB inhibitor CHIR99021 in human pluripotent stem cells. Stem Cell Reports. 10, (2018).
  29. Rupert, C. E., Kim, T. Y., Choi, B. R., Coulombe, K. L. K. Human cardiac fibroblast number and activation state modulate electromechanical function of hiPSC-cardiomyocytes in engineered myocardium. Stem Cells International. 2020, 9363809(2020).
  30. Ban, K., Bae, S., Yoon, Y. S. Current strategies and challenges for purification of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Theranostics. 7, 2067-2077 (2017).
  31. Uosaki, H., et al. Efficient and scalable purification of cardiomyocytes from human embryonic and induced pluripotent stem cells by VCAM1 surface expression. PLoS One. 6, 23657(2011).
  32. Dubois, N. C., et al. SIRPA is a specific cell-surface marker for isolating cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Nature Biotechnology. 29, 1011-1082 (2011).
  33. Lian, X., et al. Directed cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells by modulating Wnt/β-catenin signaling under fully defined conditions. Nature Protocols. 8, (2013).
  34. Tohyama, S., et al. Distinct metabolic flow enables large-scale purification of mouse and human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Cell Stem Cell. 12, 127-137 (2013).
  35. Burridge, P. W., Keller, G., Gold, J. D., Wu, J. C. Production of de novo cardiomyocytes: human pluripotent stem cell differentiation and direct reprogramming. Cell Stem Cell. 10, 16-28 (2012).
  36. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: a methods overview. Circulation Research. 111, 344-358 (2012).
  37. Radisic, M., et al. Biomimetic approach to cardiac tissue engineering. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B Biological Science. 362, 1357-1368 (2007).
  38. Hulsmans, M., et al. Macrophages facilitate electrical conduction in the heart. Cell. 169, 510-522 (2017).
  39. Frantz, S., Nahrendorf, M. Cardiac macrophages and their role in ischaemic heart disease. Cardiovascular Research. 102, (2014).
  40. Truong, D., et al. A three-dimensional (3D) organotypic microfluidic model for glioma stem cells - Vascular interactions. Biomaterials. 198, 63-77 (2019).
  41. Shao, J., et al. Integrated microfluidic chip for endothelial cells culture and analysis exposed to a pulsatile and oscillatory shear stress. Lab Chip. 9, 3118-3125 (2009).
  42. Leclerc, E., Sakai, Y., Fujii, T. Cell culture in 3-dimensional microfluidic structure of PDMS (polydimethylsiloxane). Biomedical Microdevices. 5, 109-114 (2003).
  43. Mukhopadhyay, R. When PDMS isn't the best. What are its weaknesses, and which other polymers can researchers add to their toolboxes. Analytical Chemistry. 79, 3248-3253 (2007).
  44. van Meer, B. J., et al. Small molecule absorption by PDMS in the context of drug response bioassays. Biochemical and Biophysical Research Communication. 482, 323-328 (2017).
  45. Berthier, E., Young, E. W., Beebe, D. Engineers are from PDMS-land, Biologists are from Polystyrenia. Lab Chip. 12, 1224-1237 (2012).
  46. Chuchuy, J., et al. Integration of electrospun membranes into low-absorption thermoplastic organ-on-chip. ACS Biomaterials Science & Engineering. , (2021).
  47. Soucy, J. R., et al. Reconfigurable microphysiological systems for modeling innervation and multitissue interactions. Advanced Biosystems. 4, 2000133(2020).
  48. Cutts, J., Nikkhah, M., Brafman, D. A. Biomaterial approaches for stem cell-based myocardial tissue engineering. Biomarker Insights. 10, 77-90 (2015).
  49. Navaei, A., et al. Gold nanorod-incorporated gelatin-based conductive hydrogels for engineering cardiac tissue constructs. Acta Biomaterialia. 41, 133-146 (2016).
  50. Navaei, A., et al. The influence of electrically conductive and non-conductive nanocomposite scaffolds on the maturation and excitability of engineered cardiac tissues. Biomaterial Sciences. 7, 585-595 (2019).
  51. Saini, H., Navaei, A., Van Putten, A., Nikkhah, M. 3D cardiac microtissues encapsulated with the co-culture of cardiomyocytes and cardiac fibroblasts. Advanced Healthcare Materials. 4, 1961-1971 (2015).
  52. Shadrin, I. Y., et al. Cardiopatch platform enables maturation and scale-up of human pluripotent stem cell-derived engineered heart tissues. Nature Communications. 8, 1825(2017).
  53. Ronaldson-Bouchard, K., et al. Advanced maturation of human cardiac tissue grown from pluripotent stem cells. Nature. 556, 239-243 (2018).
  54. Perl, A., Reinhoudt, D. N., Huskens, J. Microcontact Printing: Limitations and Achievements. Advanced Materials. 21, 2257-2268 (2009).
  55. Yu, J., et al. Human induced pluripotent stem cells free of vector and transgene sequences. Science. 324, 797-801 (2009).
  56. Yu, J., et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. Science. 318, 1917-1920 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

BioingegneriaNumero 172cellule staminalitessuto cardiacomicroambientemiocardiochip microfluidici

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati