Questo lavoro è stato supportato anche da finanziamenti della Fondazione Welch (I-1657) e il NIH (RO1EY18884). PRH è uno studioso Eugene McDermott nella ricerca biomedica.

1. Introduzione In questo video, ci mostrerà come preparare il cervello della Drosophila e retina per l&#39;imaging dal vivo e immunoistochimica con particolare attenzione alla cellule visive. In primo luogo, mostreremo come prepararsi per dissezioni del cervello. Successivamente, ci dimostrerà due dissezioni di base comunemente utilizzata per immunoistochimica che costituiscono la base per la preparazione dal vivo. Queste due preparazioni sono il cervello adulto e dissezioni occhio. Successivamente, viene mostrata la dissezione utilizzati per l&#39;imaging dal vivo del cervello adulto e di sviluppo con enfasi sul loro utilizzo per l&#39;imaging dal vivo dei fotorecettori. Infine, verranno descritti come tessuto vivo di immagini e mostrano alcuni esempi di immagini dal vivo mediante risonanza microscopia confocale. 2. Dissezione preparazione <ol><li> Per dissezioni bene, avete bisogno di pinze taglienti. Utilizzando un blocco di affilatura o della carta abrasiva finissima (&gt; 1500), passare delicatamente la pinza avanti e indietro su entrambi i lati fino a quando il sbarcare il lunario in un punto bene. Usiamo un sasso standard di nitidezza. Noi non coprirà la tecnica affilatura qui, ma nota che pinze taglienti sono essenziali per dissezioni dal vivo. Affiliamo pinze prima di ogni dissezione. </li><li> Per dissezioni cervello adulto, posto le mosche su un CO 2 pad per anestetizzare loro e risolvere il genotipo desiderato. Per dissezioni pupa, è sufficiente raggiungere nel flaconcino e con attenzione rimuovere una pupa con la pinzetta, facendo attenzione ad evitare di rompere il bozzolo. </li><li> Inumidire un Kimwipe con l&#39;acqua. Si utilizzerà questo durante la dissezione per rimuovere i detriti dal forcipe. Posizionare un piatto dissezione sul palco di uno stereoscopio e riempirlo con HL3 soluzione 1. Tutte le dissezioni sarà condotto in HL3 per garantire che il tessuto rimane viva e sana durante la procedura di dissezione. Inoltre, utilizziamo un piatto dissezione che ha una copertura inferiore del Sylgard per proteggere forcipe durante la dissezione. </li><li> Ora, preparare fissaggio soluzione se si prevede di eseguire immunoistochimica. 180μL luogo di HL3 in una provetta 500μL. Aggiungere 20μL di formaldeide al 37% per ottenere una soluzione di formaldeide 3,7%. </li><li> Infine, la posizione della mano corretta è importante per dissezioni bene. Con la posizione di buona mano, il forcipe sarà stabile e capace di movimenti controllati e sottile. In primo luogo, posto la pinza sul lato del pollice. Quindi portare l&#39;indice verso il basso in modo che la punta del dito poggia sulla parte superiore. Ora resto il lato della pinza sul lato del dito medio e passare il piatto dissezione. Entrare in contatto fisico con il piatto con il pollice e il dito medio. Mentre a riposo il pollice e il dito medio sul piatto, pianta il polso sul palco microscopio. In questo modo, si hanno tre punti ben piantati sulle superfici durante la dissezione ed è ora possibile rendere molto sottili manipolazioni della pinza. Questa tecnica può sentire un po &#39;scomodo all&#39;inizio, ma con la pratica, vi sarà presto un maestro di dissezioni del cervello. </li></ol> 3. Cervello adulto <ol><li> Sulla rampa di CO 2, orientare un adulto volare lato ventrale con la testa fuori dalla tua mano. Afferra il torace appena sotto la testa. Se fatto correttamente, le gambe e la proboscide si estenderà. Durante la visualizzazione sotto uno stereoscopio, afferrare la proboscide estesa con il forcipe per rimuovere la testa. Gettare il corpo e immergere la testa. Rifocalizzare sulla testa sommersa. La dissezione intero sarà eseguita in soluzione. E &#39;molto importante per tenere su la testa con una pinza in ogni momento. In caso contrario, la testa galleggia ed è difficile da recuperare. Se la testa si sposta fuori fuoco durante la dissezione, dovrai semplicemente spostarlo di nuovo nel piano focale senza regolare il microscopio. Questo compito apparentemente semplice può essere difficile all&#39;inizio, ma mantenendo la testa a fuoco diventa più facile nel tempo. </li><li> Iniziare la dissezione dal primo strappo del tessuto connettivo tra la proboscide e l&#39;occhio. Lacrima attraverso l&#39;occhio tenendo saldamente con almeno un forcipe in ogni momento. Siate certi che la punta della pinza è appena sotto la retina o cuticola, per evitare di danneggiare il cervello sotto. Alternando sinistra e destra, utilizzare il forcipe per strappare la retina, lavorando verso la parte posteriore della testa. Strappare la retina aumenta le possibilità che la lamina rimane attaccato al lobo ottica in tutto questo dissezione. Proseguite per tutta la parte posteriore della testa, strappando cuticola lungo la strada. Lacerano l&#39;altro occhio e iniziare a tirare via cuticola. Finché siete afferrare cuticola, sai che non si schiaccia il cervello! Con questo in mente, continuano a tirare cuticola e la retina via fino a quando il cervello è rivelato. </li><li> Una volta che il cervello è visibile, è possibile iniziare a rimuovere trachea collegato al cervello (Fig. 1A). Continuare a tirare in trachea e cuticola fino a quando il cervello è isolato. A questo punto, si dovrebbe riorientare alla parte inferiore del vostro piatto per tha rimanenti gradini. Rimuovere la trachea rimanenti perché il vostro cervello può galleggiare in caso contrario durante i lavaggi di anticorpi durante la notte. Per l&#39;imaging dei terminali dei fotorecettori, è auspicabile mantenere la lamina, ma è necessario rimuovere la retina, che contiene i corpi cellulari e pigmento fortemente autofluorescenti. Per fare questo, estrarre con cautela i resti folta e pigmentate cellulare senza danneggiare la lamina. Questa è una abilità più fine e richiede pratica. </li><li> Il cervello adulto può essere mantenuto in vita per ore o anche giorni, utilizzando le condizioni di cui parleremo nel paragrafo 6. Per l&#39;immunoistochimica, il cervello adulto è pronto per essere fissato in formaldeide. 2 Utilizzare un pipetteman P20 impostato su 5μL per spostare il cervello adulto alla soluzione di fissaggio che avete già preparato. Continuare a sezionare il cervello adulto per 20 minuti, che dovrebbe cedere 40-10 cervello. Lasciare il cervello in correzione per ulteriori 40 minuti, tuttavia tale periodo può variare per colorazione ottimale anticorpo primario. Rimuovere la soluzione di formaldeide e lavare il cervello 3 volte per 5 minuti ciascuno in 400μL di una soluzione contenente PBS e 0,4% TritonX-100, di seguito denominato PBS-Triton. Dopo il lavaggio completamente la soluzione correzione, è possibile aggiungere la soluzione primaria di anticorpi. </li></ol> 4. Occhio adulto <ol><li> Iniziare questa dissezione come descritto per il cervello adulto. Dopo sommergendo la testa e mettere al centro del microscopio, inizia a strappare il tessuto connettivo tra la proboscide e l&#39;occhio. Sopra la proboscide, separare la cuticola dall&#39;occhio. Ora, a parte la cuticola dalla parte inferiore dell&#39;occhio, lavorando verso la parte posteriore della testa. Con una pinza, afferrare il centro della parte posteriore della testa. Con l&#39;altro, afferrare l&#39;occhio e tirare. Lasciare l&#39;occhio di depositarsi sul fondo del piatto (Fig. 1B). La lamina probabilmente essere ancora attaccato ad occhio e può essere utilizzato per l&#39;imaging dal vivo dei terminali di fotorecettori completamente intatte in questo momento. Per continuare con immagini dal vivo di corpi cellulari dei fotorecettori, andare alla sezione 4.5. Le prossime tre sezioni spiegare immunoistochimica occhio fisso. </li><li> Per l&#39;immunoistochimica, spostare lo sguardo a fissare soluzione con un pipetteman P20 impostato su 5μL. Continua dissezione occhi degli adulti per un totale di 10 minuti. Lasciare gli occhi a fissare per altri 30 minuti. Rimuovere la soluzione di fissare e condurre lavaggi come descritto nella dissezione del cervello adulto. </li><li> Se si desidera infine l&#39;immagine della struttura ommatidial dell&#39;occhio della lamina deve essere rimosso subito. Ritorno gli occhi fissi al vostro piatto dissezione e rimuovere tutte le cellule della trachea o grasso che potrebbe essere ancora fissato. Poi, mentre si tiene la parte esterna dell&#39;occhio con una pinza, rimuovere la lamina con l&#39;altra. Dovrebbe venire fuori in un solo pezzo, esponendo il cellbodies sotto (Fig. 1B). Fare attenzione a prendere la lamina solo! Altrimenti, si rischia di staccare i fotorecettori della retina. </li><li> Utilizzando un pipetteman P20, muovere gli occhi per 400uL PBS-Triton in un tubo 500uL. Delicatamente roccia a 4 gradi durante la notte per rimuovere il pigmento rosso autofluorescenti dai fotorecettori. Il giorno seguente, si può scartare la soluzione di lavaggio e aggiungere la soluzione primaria di anticorpi. </li><li> Per l&#39;imaging dal vivo degli occhi adulti utilizziamo solo mosche adulte pharate, cioè pupe tardo stadio poco prima eclosion. In questa fase, gli organi fotorecettori cella separata dai terminali in lamina durante la dissezione. </li><li> Pharate adulti pupe sono ben definite le ali, occhi, e cuticola visibile attraverso il caso pupa. Selezionare una pupa e rimuovere la parte anteriore del case pupa per esporre la regione della testa. Rimuovere con attenzione la sottile membrana interna che racchiude inoltre il volano di sviluppo. Prendete la base della testa con il forcipe e tirare. Scartare il resto della pupa, mantenendo la testa sott&#39;acqua. </li><li> Procedere come dimostrato nella dissezione occhio per immunoistochimica. Allo stadio adulto pharate, però, i corpi cellulari dei fotorecettori si staccherà più facilmente dalla lamina, che consente di immagine i corpi cellulari immerso nella retina. Inoltre, la lamina rimane attaccato al lobo ottico, che consente di immagine della lamina distale. Se si desidera l&#39;immagine della lamina prossimale, dove le cartucce fotorecettore terminale può essere visto, quindi eseguire la dissezione occhio su una mosca adulta in cui la lamina è più fortemente attaccato agli occhi. </li></ol> 5. Sviluppare occhio-cervello disco complessi <ol><li> Il disco occhio sviluppo al 20% dello sviluppo pupa (P +20%) è diventato un favorito per l&#39;imaging dal vivo nel nostro laboratorio, perché questo singolo strato di cellule in sviluppo relativamente grande è facilmente osservabile usando la microscopia confocale 3. </li><li> Per selezionare un 20% di pupa, cercare i tubuli malpighiani, una macchia verde le appare sotto il caso pupa ed evitare pupe che hanno un &quot;corpo nero&quot; 4. Dopo aver selezionato un P +20% pupa, è immergere in HL3 nel vostro piatto sezionare e rimuovere una porzione anteriore del sacco di pupa, facendo attenzione aNon a penetrare la sottile membrana interna. Afferrare la membrana interna con il forcipe e tirare a parte. </li><li> Attentamente ricerca attraverso i contenuti rilasciati per trovare lo sviluppo del cervello e dischi occhio che sono abbastanza importanti (Fig. 1C). Il disco complesso occhio-cervello è facilmente separabili in questa fase della metamorfosi. Isolare il cervello alla base del piatto dissezione. Separare con attenzione il cervello centrale dal lobo ottico. L&#39;ottica del lobo / occhio disco verrà utilizzato nella diagnostica per immagini dal vivo. </li></ol> 6. Vivere Imaging: Al microscopio <ol><li> Se si desidera l&#39;immagine per un breve periodo di tempo in una sola o due soluzioni, si può immagine il tessuto su un vetrino. In questo caso, preparare la slitta dal primo rivestimento della superficie con Sylgard utilizzando le istruzioni del produttore. Luogo 20μL HL3 al centro della diapositiva. Trasportare il tessuto sezionato in 20 l aggiuntivo di HL3 alla diapositiva. Il tessuto non deve MAI essere esposto all&#39;aria. Inoltre, qualsiasi stress o affaticamento dalla manipolazione pipetta o tensione superficiale soluzione deve essere evitato. </li><li> Per l&#39;imaging dal vivo, il tessuto deve essere saldamente fissato con trattamento minimo e di contatto. Siamo saldamente la posizione del cervello usando l&#39;acqua-polimerizzazione GluShield chirurgico colla applicata attraverso un microelettrodo, una tecnica solitamente usata per le preparazioni embrionali per elettrofisiologia 5. Ottenere un elettrodo di vetro, come quelli tirati per le registrazioni elettrofisiologiche. Spezzare la punta e riempire la fine con GluShield utilizzando la pressione dell&#39;aria negativa generata dalla bocca. Rompere solo abbastanza dell&#39;elettrodo che colla può entrare. Ora usate pressione positiva per applicare una piccola quantità di colla sul Sylgard sotto una goccia di HL3. Ora, impostare rapidamente il tessuto sulla colla, mantenendo l&#39;orientamento desiderato per l&#39;imaging dal vivo. Una immersione in acqua-lente può ora essere utilizzato per l&#39;imaging. Se si desidera aggiungere un colorante membrana permeabile, è possibile aggiungere al bagno mentre imaging. </li><li> Usiamo un microscopio confocale a scansione di risonanza che permette l&#39;imaging veloci con 6 ridotto photobleaching. Per l&#39;imaging per lunghi periodi di tempo o di soluzioni di scambio in tutto o in più volte, si usa una camera di perfusione (Harvard IC30 confocale di immagini da camera) che si collega ad una pompa peristaltica perfusione che lentamente soluzione cultura nel tessuto vivo (Fig. 2A). Movimento costante di scambio e di contatto liquido GluShield minimo ridurre l&#39;appiattimento del tessuto che è stato osservato per lunghi periodi di tempo 7. Si noti che per l&#39;imaging di periodi di tempo dello sviluppo, il disco complesso occhio-cervello deve rimanere invariato e deve avere minimo contatto con la colla. </li><li> Utilizzare un vetrino rivestito con una goccia di Sylgard che è rasato per renderla sottile e piatto. Dispensare 20μL HL3 sul centro del vetrino e incollare il tessuto vivo al Sylgard. Generare una guarnizione che permetterà bolle di passare attraverso la camera senza esporre il tessuto vivo di aria (Fig. 2B). La guarnizione deve essere abbastanza spessa per evitare lo schiacciamento del tessuto sottile ma sufficiente a portare il tessuto vicino alla lente del microscopio confocale; usiamo 250μm nel nostro setup. Montare la camera di perfusione, facendo attenzione a mantenere il tessuto completamente sommersa in ogni momento. Iniziare perfusione inizialmente ad un tasso prossimo al 100μL al minuto con una pompa peristaltica. Questa velocità è piuttosto veloce a seconda dello spessore guarnizione che definisce l&#39;altezza della camera. Per l&#39;imaging sulla scala delle ore, potrebbe essere necessario aggiungere 20-hydroxyecdysone e antibiotici, ma non antimicotico ed eseguire perfusione a velocità molto più basse intorno 10μl al minuto. Infine, bolle di ossigeno nel terreno di coltura che alimenta la camera di perfusione. </li></ol> 7. Rappresentante dei risultati: Alla fine del nostro protocollo di video che mostrano un esempio per l&#39;imaging in vivo le cellule fotorecettori di sviluppo utilizzando la preparazione presentati nella sezione 5. Questa preparazione si avvale di Drosophila transgenesi per cellulari specificamente esprimere reporter fluorescente. Nell&#39;esempio riportato, due reporter fluorescenti sono espressi sotto il controllo dei fotorecettori specifici GMR-GAL4 autista 8: la membrana-tag myrRFP e il marcatore endosomale 2xFYVE-GFP 9. Due canali set di dati 3D con un rettangolo di selezione di 70x70x17.5μm e una dimensione di voxel 137x137x700nm (512x512x26) sono stati ottenuti ogni 1 min. Il film mostra un piano selezionato nel tempo in questo set di dati 4D che svela le dinamiche di traffico intracellulare endosomale ed eventi fusione delle vescicole. Immagini rappresentative per la preparazione del tessuto fissato l&#39;occhio e lamina sono mostrati in fig. 3.

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	<li>Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+stability+of+Drosophila+larval+neuromuscular+preparations+in+haemolymph-like+physiological+solutions.">Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions.</a> J Comp Physiol A. 175 (2), 179-191 (1994).</li><li>Walther, R. F., Pichaud, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunofluorescent+staining+and+imaging+of+the+pupal+and+adult+Drosophila+visual+system.">Immunofluorescent staining and imaging of the pupal and adult Drosophila visual system.</a> Nat Protoc. 1, 2635-2642 (2006).</li><li>Fischbach, K. F., Hiesinger, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optic+lobe+development.">Optic lobe development.</a> Adv Exp Med Biol. 628, 115-136 (2008).</li><li>Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+-+A+Laboratory+Handbook.">Drosophila - A Laboratory Handbook.</a> , (2005).</li><li>Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harvesting+and+preparing+Drosophila+embryos+for+electrophysiological+recording+and+other+procedures.">Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures.</a> J Vis Exp. , (2009).</li><li>Borlinghaus, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MRT+letter:+high+speed+scanning+has+the+potential+to+increase+fluorescence+yield+and+to+reduce+photobleaching.">MRT letter: high speed scanning has the potential to increase fluorescence yield and to reduce photobleaching.</a> Microsc Res Tech. 69, 689-692 (2006).</li><li>Ayaz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+injury+and+regeneration+in+the+adult+brain+of+Drosophila.">Axonal injury and regeneration in the adult brain of Drosophila.</a> J Neurosci. 28 (23), 6010-6021 (2008).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87 (4), 651-660 (1996).</li><li>Wucherpfennig, T., Wilsch-Brauninger, M., Gonzalez-Gaitan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+Drosophila+Rab5+during+endosomal+trafficking+at+the+synapse+and+evoked+neurotransmitter+release.">Role of Drosophila Rab5 during endosomal trafficking at the synapse and evoked neurotransmitter release.</a> J Cell Biol. 161, 609-624 (2003).</li><li>Merzlyak, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=monomeric+red+fluorescent+protein+with+an+extended+fluorescence+lifetime.">monomeric red fluorescent protein with an extended fluorescence lifetime.</a> Nat Methods. 4 (7), 555-557 (2007).</li><li>Ng, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmission+of+olfactory+information+between+three+populations+of+neurons+in+the+antennal+lobe+of+the+fly.">Transmission of olfactory information between three populations of neurons in the antennal lobe of the fly.</a> Neuron. 36 (3), 463-474 (2002).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118 (2), 401-415 (1993).</li><li>Cooper, M. T., Bray, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frizzled+regulation+of+Notch+signalling+polarizes+cell+fate+in+the+Drosophila+eye.">Frizzled regulation of Notch signalling polarizes cell fate in the Drosophila eye.</a> Nature. 397 (6719), 526-530 (1999).</li><li>Cook, T., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoreceptor+subtype+specification:+from+flies+to+humans.">Photoreceptor subtype specification: from flies to humans.</a> Semin Cell Dev Biol. 12 (6), 509-518 (2001).</li><li>Gurskaya, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+a+monomeric+green-to-red+photoactivatable+fluorescent+protein+induced+by+blue+light.">Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light.</a> Nat Biotechnol. 24 (4), 461-465 (2006).</li><li>Reinke, R., Krantz, D. E., Yen, D., Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chaoptin,+a+cell+surface+glycoprotein+required+for+Drosophila+photoreceptor+cell+morphogenesis,+contains+a+repeat+motif+found+in+yeast+and+human.">Chaoptin, a cell surface glycoprotein required for Drosophila photoreceptor cell morphogenesis, contains a repeat motif found in yeast and human.</a> Cell. 52 (2), 291-301 (1988).</li><li>Richardt, A., Rybak, J., Stortkuhl, K. F., Meinertzhagen, I. A., Hovemann, B. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ebony+protein+in+the+Drosophila+nervous+system:+optic+neuropile+expression+in+glial+cells.">Ebony protein in the Drosophila nervous system: optic neuropile expression in glial cells.</a> J Comp Neurol. 452 (1), 93-102 (2002).</li><li>Beronja, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essential+function+of+Drosophila+Sec6+in+apical+exocytosis+of+epithelial+photoreceptor+cells.">Essential function of Drosophila Sec6 in apical exocytosis of epithelial photoreceptor cells.</a> J Cell Biol. 169 (4), 635-646 (2005).</li><li>Mehta, S. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+in+Drosophila+sec15+reveal+a+function+in+neuronal+targeting+for+a+subset+of+exocyst+components.">Mutations in Drosophila sec15 reveal a function in neuronal targeting for a subset of exocyst components.</a> Neuron. 46 (2), 219-232 (2005).</li></ol>

Sonde fluorescenti utilizzato per l&#39;imaging Qui si descrivono i punti di forza ei limiti del sistema di preparazione Drosophila visivo per una selezione di sonde fluorescenti da tre classi: (1) Le sonde che vengono aggiunti a una preparazione tessuto vivo esogena, (2) proteine ​​fluorescenti che sono geneticamente codificate sia dal vivo e immagini fisse, (3) coloranti fluorescenti che vengono aggiunti al tessuto fissato per immunoistochimica. 1. Sonde esogene: Lysotracker Verde DND-26 o Red DND-99 (Invitrogen, Inc.) Questi sono disponibili in commercio a fluorescenza di membrana permeabile composti che si accumulano in comparti fortemente acidificato nella cella, più prominente lisosomi, endosomi tardivi, e autophagosomes. Lysotracker a concentrazioni nanomolari (si utilizzano in genere 50 Nm) penetra il 20% degli occhi disco L3 e P completamente in meno di un minuto. Dal Lysotracker accumula continuamente ed esercita un effetto alcalinizzante, abbiamo un&#39;immagine in meno di 5 minuti. In contrasto con i dischi occhio, Lysotracker non penetra nel cervello senza interruzioni del tessuto. Tuttavia, un&#39;attenta lacerazione della membrana esterna permette la penetrazione di una cella di pochi diametri del lobo ottico. Lysosensor ND-189 (Invitrogen, Inc.) In contrasto con Lysotracker, Lysosensor non si accumula in compartimenti acidificato, ma presenta una maggiore fluorescenza a pH acido. Lysosensor penetrazione che ha caratteristiche molto simili a Lysotracker. Noi utilizziamo Lysosensor ad una concentrazione di 1μM. 2. Sonde geneticamente codificate: Per molti esperimenti di imaging dal vivo, esprimiamo geni taggati con diverse molecole fluorescenti come GFP, TagRFP 10 o il pH-sensibile pHluorin 11 sotto il controllo del sistema di espressione Gal4/UAS binario 12. GAL4 linee che esprimono in fotorecettori sviluppo includono GMR-GAL4 (tutti i fotorecettori) 8 e mDelta0.5-GAL4 (sviluppo di R4 e R7) 13. Diversi sottotipo specifico GAL4-driver linee esistenti che utilizzano diversi promotori Rhodopsin 14. Sonde fluorescenti particolarmente utile nella diagnostica per immagini dal vivo sono proteine ​​photoconvertible. Abbiamo utilizzato con successo Dendra2, un monomerici verde a rosso proteina photoconvertable 15. Si noti che Dendra2 è progettato per essere photoconvertible utilizzando una linea di 488 nm Argon laser. Tuttavia, non siamo in grado di raggiungere la conversione mediante luce visibile blu utilizzando il nostro set-up sia convenzionale o risonanza modalità di scansione confocale. Al contrario, la conversione con laser UV 405 nm è efficiente. 3. Immunoistochimica: Per l&#39;occhio fisso adulto, spesso scegliere falloidina rodamina (Invitrogen, Inc.) o anti-Chaoptin (un fotorecettore-anticorpo specifico 16) per visualizzare la struttura rhabdomeric (Fig. 1A). Un buon modo per analizzare la struttura della cartuccia lamina è quello di combinare anti-chaoptin 16, il marker gliale anti-ebano 17, e anti-sec6 18 (Fig. 1B). Come mostrato in fig. 3, questa combinazione di anticorpi contraddistingue i grandi presinaptico (chaoptin) e postsinaptici (sec6) processi così come glia epiteliali (ebano) nella lamina 19. Assemblaggio della Camera di perfusione Per l&#39;imaging dal vivo, ci avvaliamo di una camera di perfusione che permette lo scambio lento di soluzioni senza disturbare la preparazione dei tessuti. Una dimostrazione di assemblaggio perfusione camera è incluso nel video e schematicamente mostrato nella Figura 2. Assemblaggio della camera di perfusione è illustrato nella fig. 2A. Iniziate che la guarnizione sul primo esemplare, e poi continuare con il montaggio, come mostrato. Lo scopo della guarnizione è quello di creare uno spazio tra la base della camera e il coperchio, uno spazio al cui interno è sigillato il tessuto e attraverso il quale la soluzione del flusso. Lo spazio all&#39;interno della guarnizione deve includere l&#39;ingresso (soluzione entra qui), la preparazione dei tessuti, e l&#39;uscita attraverso il quale la soluzione lascia la camera. Due caratteristiche della guarnizione sono fondamentali: in primo luogo, la guarnizione deve essere abbastanza spessa per il cervello ancora abbastanza sottile per consentire immagini con un obiettivo ad alta risoluzione. Lo spessore guarnizione ideale dipende dal set-up specifici parametri. In secondo luogo, una tacca nella guarnizione offre un vano che consente una bolla di passare senza contattare il campione (Fig. 2B). Immagini al microscopio Usiamo un 63x (apertura 1,3) lente glicerina immersione per la camera di perfusione o un obiettivo 63x immersione in acqua direttamente nel terreno di coltura su una diapositiva. Le lenti glicerina fornire più la distanza di lavoro rispetto alle lenti di petrolio. Noi usiamo un microscopio confocale a scansione di risonanza che analizza a tassi molto più veloce di uno scanner convenzionale (8000 Hz rispetto a 1400 Hz, rispettivamente). Scansione di risonanza permette 3-dimensionale registrazioni nel corso del tempo in modo veloceer telaio tariffe. Inoltre, velocità di scansione più veloce di ridurre significativamente fototossicità laser 6 che è una delle principali preoccupazioni per le scansioni ripetute di tessuto vivo. Un equilibrio di intensità del laser e della tensione PMT (guadagno) deve essere ottenuta per massimizzare il segnale, riducendo al minimo il rumore e photobleaching. Una considerazione importante è che il numero di effetti laser su una data regione è determinata dalla risoluzione e lo zoom. Per esempio, una regione di scelta è stato digitalizzato presso la stessa risoluzione a 256x256, zoom 2x al 512x512, zoom 1x, ma la velocità al massimo possibile di immagini dal vivo è 4 volte più veloce a 256x256, zoom 2x. Per registrare l&#39;attività di rapido movimento compartimenti intracellulari, siamo riusciti a registrare con le seguenti impostazioni: 5 fotogrammi al z-stack al ritmo di uno z-stack per 10 secondi con una velocità di scansione di 8000 Hz e una media di linea 2x. Per le sessioni di imaging lunga sulla scala delle ore, spesso ridurre il frame rate a uno per qualche minuto e scegliere aree più estese come la preparazione è più probabile spostamento. Drosophila sistema dei Anatomy La figura 3 mostra l&#39;anatomia dell&#39;occhio adulto Drosophila (fig. 3A), il cervello adulto (Fig. 3B), e il 20% -25% pupa disco occhio / cervello complesso (Fig. 3C). Figura 3A illustra l&#39;occhio adulto sia con che senza la lamina e le cellule di grasso attaccato. Durante la dissezione occhio adulto, la lamina, che si trova nel centro dell&#39;occhio immerso in una ciotola formata da corpi cellulari del fotorecettore (a sinistra), devono essere rimossi senza interrompere i corpi cellulari sotto (a destra). Per la dissezione del cervello adulto, si dovrebbe essere in grado di distinguere i corpi cellulari dei fotorecettori, la lamina, il lobo ottico, il cervello centrale, e trachea (Fig. 3B). I fotorecettori e trachea devono essere rimossi per questa dissezione lasciando la lamina collegata al lobo ottico. Per facilitare l&#39;identificazione del 20-25% pupa disco occhio / cervello complesso, una immagine dal vivo è presentato in Figura 3C. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. (A) del cervello adulto. (B) adulti occhio. (C) 20% -25% pupa complesso eye-disc/brain. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. (A) assemblaggio camera di perfusione e (B) guarnizione di posizionamento rispetto al campione. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. (A) colorazione adulti rhabdomere utilizzando anti-chaoptin. (B) lamina colorazione degli adulti con anti-chaoptin (verde, fotorecettori), anti-ebano (rosso, glia), e sec6 (blu, interneuroni).

Attrezzatura speciale: <ol><li> Dissezione Campo di applicazione: Leica Mz12.5 con fotocamera digitale </li><li> Leica TCS SP5 confocale Tandem-Scanner microscopio per la scansione convenzionale e risonante vivere immagini di microscopia, tra cui blu (488 nm), verde (561nm), arancione (594nm) e di vasta rosso (633nm) laser e 63x speciali, 1.4 glicerina e un 63x, 1,3 lenti immersione in acqua. </li><li> Harvard Strumenti confocale Imaging Camera RC-30 e pompa peristaltica modello 720 </li><li> Sutter Pipettare estrattore P-97 </li><li> Software: Amira 5.2, Imaging Visage </li></ol>

preparation of developing and adult drosophila brains and retinae for live imaging

Il<em&gt; Drosophila</em&gt; Cervello e il sistema visivo sono ampiamente utilizzati sistemi modello per studiare lo sviluppo neuronale, la funzione e la degenerazione. Qui vi mostriamo tre preparati del cervello e del sistema visivo che coprono la gamma dal disco sviluppo occhio-cervello complesso in via di sviluppo per le pupe occhio individuali e di dissezione del cervello da mosche adulte. Tutti i protocolli sono ottimizzati per la cultura dal vivo dei preparativi. Tuttavia, abbiamo anche presenti le condizioni per l&#39;immunoistochimica tessuto fissato, se del caso. Infine, vi mostriamo le condizioni di imaging dal vivo per queste preparazioni con i convenzionali e risonante di imaging 4D confocale vivere in una camera di perfusione. Insieme, questi protocolli fornire una base per l&#39;imaging in diretta su diverse scale temporali che vanno dai saggi funzionali intracellulare sulla scala dei minuti per i processi di sviluppo o degenerative sulla scala di molte ore.

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Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

Questo protocollo descrive tre<em&gt; Drosophila</em&gt; Preparati: 1) la dissezione del cervello adulto, 2) dissezione retina adulti e 3) lo sviluppo di dischi occhio-cervello dissezione complessi. Accento è posto sulle tecniche di preparazione e condizioni speciali per l&#39;imaging dal vivo, anche se tutti i preparati possono essere usati per l&#39;immunoistochimica tessuto fissato.

Preparazione di Sviluppo e degli adulti Drosophila Brains e retina per l&#39;imaging dal vivo

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

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Biology

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

35.2K Views.  University of Texas Southwestern Medical Center. Questo protocollo descrive tre Drosophila Preparati: 1) la dissezione del cervello adulto, 2) dissezione retina adulti e 3) lo sviluppo di dischi occhio-cervello dissezione complessi. Accento è posto sulle tecniche di preparazione e condizioni speciali per l'imaging dal vivo, anche se tutti i preparati possono essere usati per l'immunoistochimica tessuto fissato.

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Primary Neuronal Cultures from the Brains of Late Stage Drosophila Pupae

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the removal of brains from animals at 70-78 hrs after puparium formation. The isolated brains are shown after brief incubation in papain followed by several washes in serum-free growth medium. The process of mechanical dissociation of each brain in a 5 ul drop of media on a coverslip is illustrated. The axons and dendrites of the post-mitotic neurons are sheered off near the soma during dissociation but the neurons begin to regenerate processes within a few hours of plating. Images show live cultures at 2 days. Neurons continue to elaborate processes during the first week in culture. Specific neuronal populations can be identified in culture using GAL4 lines to drive tissue specific expression of fluorescent markers such as  GFP or RFP. Whole cell recordings have demonstrated the cultured neurons form functional, spontaneously active cholinergic and GABAergic synapses. A short video segment illustrates calcium dynamics in the cultured neurons using Fura-2 as a calcium indicator dye to monitor spontaneous calcium transients and nicotine evoked calcium responses in a dish of cultured neurons. These pupal brain cultures are a useful model system in which genetic and pharmacological tools can be used to identify intrinsic and extrinsic factors that influence formation and function of central synapses.

This video demonstrates the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. Views of live cultures show neurite outgrowth and imaging of calcium levels using Fura-2.

Culture primarie neuronale dal cervello di tardo fase Drosophila Pupae

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the ...

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Biologia

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as tissue morphogenesis, cell-cell adhesion, or cell death. Drosophila embryos expressing GFP are readily imaged using either stereoscopic or confocal microscopy. A goal of any live-imaging protocol is to minimize detrimental effects such as dehydration and hypoxia. Previous protocols for preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis have involved placing dechorionated embryos in halocarbon oil and sandwiching them between a halocarbon gas-permeable membrane and a coverslip1-3. The introduction of compression through mounting embryos in this manner represents an undesirable complication for any biomechanical-based analysis of morphogenesis. Our method, which we call the hanging drop protocol, results in excellent viability of embryos during live imaging and does not require that embryos be compressed. Briefly, the hanging drop protocol involves the placement of embryos in a drop of halocarbon oil that is suspended from a coverslip, which is, in turn, fixed in position over a humid chamber. In addition to providing gas exchange and preventing dehydration, this arrangement takes advantage of the buoyancy of embryos in halocarbon oil to prevent them from drifting out of position during timelapse acquisition. This video describes in detail how to collect and prepare Drosophila embryos for live imaging using the hanging drop protocol. This protocol is suitable for imaging dechorionated embryos using stereomicroscopy or any upright compound fluorescence microscope.

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

A simple, inexpensive, and effective method of preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis is presented. Our protocol provides humidity and gas exchange and does not compress the Drosophila embryo. This method is suitable for GFP-based live imaging of Drosophila embryos using a stereomicroscope or upright compound microscope.

La preparazione di Drosophila Gli embrioni per Live-Imaging Utilizzando il protocollo goccia

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as ...

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

Mesoscopici fluorescenza per Tomografia In-vivo Imaging di sviluppo Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Immagini dal vivo di Drosophila melanogaster Migrazioni Hemocyte embrionali

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

Sezioni incluse in paraffina e surgelati di Drosophila Adulti Muscoli

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

Live Imaging of Cell Extrusion from the Epidermis of Developing Zebrafish

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function. Our studies have found that dying cells send signals to their live neighbors to form and contract a ring of actin and myosin that ejects it out from the epithelial sheet while closing any gaps that might have resulted from its exit, a process termed cell extrusion1. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe a method to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis. To visualize extrusion, we inject a red fluorescent protein labeled probe for F-actin into one-cell stage transgenic zebrafish embryos expressing green fluorescent protein in the epidermis and induce apoptosis by addition of G418 to larvae. We then use time-lapse imaging on a spinning disc confocal microscope to observe actin dynamics and epithelial cell behaviors during the process of apoptotic cell extrusion. This approach allows us to investigate the extrusion process in live epithelia and will provide an avenue to study disease states caused by the failure to eliminate apoptotic cells.

Dying cells are extruded from epithelial tissues by concerted contraction of neighboring cells without disrupting barrier function. The optical clarity of developing zebrafish provides an excellent system to visualize extrusion in living epithelia. Here we describe methods to induce and image extrusion in the larval zebrafish epidermis at cellular resolution.

Immagini dal vivo di estrusione in cella dal Epidermide di Zebrafish in via di sviluppo

Homeostatic maintenance of epithelial tissues requires the continual removal of damaged cells without disrupting barrier function.  Our studies have found ...

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Drosophila has long been used as model system to study development, mainly due to the ease with which it is genetically tractable. Over the years, a plethora of mutant strains and technical tricks have been developed to allow sophisticated questions to be asked and answered in a reasonable amount of time. Fundamental insight into the interplay of components of all known major signaling pathways has been obtained in forward and reverse genetic Drosophila studies. The fly eye has proven to be exceptionally well suited for mutational analysis, since, under laboratory conditions, flies can survive without functional eyes. Furthermore, the surface of the insect eye is composed of some 800 individual unit eyes (facets or ommatidia) that form a regular, smooth surface when looked at under a dissecting microscope. Thus, it is easy to see whether a mutation might affect eye development or growth by externally looking for the loss of the smooth surface ('rough eye' phenotype; Fig. 1) or overall eye size, respectively (for examples of screens based on external eye morphology see e.g.1). Subsequent detailed analyses of eye phenotypes require fixation, plastic embedding and thin-sectioning of adult eyes.
The Drosophila eye develops from the so-called eye imaginal disc, a bag of epithelial cells that proliferate and differentiate during larval and pupal stages (for review see e.g. 2). Each ommatidium consists of 20 cells, including eight photoreceptors (PR or R-cells; Fig. 2), four lens-secreting cone cells, pigment cells ('hexagon' around R-cell cluster) and a bristle. The photoreceptors of each ommatidium, most easily identified by their light sensitive organelles, the rhabdomeres, are organized in a trapezoid made up of the six "outer" (R1-6) and two "inner" photoreceptors (R7/8; R8 [Fig. 2] is underneath R7 and thus only seen in sections from deeper areas of the eye). The trapezoid of each facet is precisely aligned with those of its neighbors and the overall anteroposterior and dorsoventral axes of the eye (Fig. 3A). In particular, the ommatidia of the dorsal and ventral (black and red arrows, respectively) halves of the eye are mirror images of each other and correspond to two chiral forms established during planar cell polarity signaling (for review see e.g. 3).
The method to generate semi-thin eye sections (such as those presented in Fig. 3) described here is slightly modified from the one originally described by Tomlinson and Ready4. It allows the morphological analysis of all cells except for the transparent cone cells. In addition, the pigment of R-cells (blue arrowheads in Fig. 2 and 3) can be used as a cell-autonomous marker for the genotype of a R-cell, thus genetic requirements of genes in a subset of R-cells can readily be determined5,6.

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

A standard approach to prepare adult Drosophila eyes for semi-thin sectioning and light microscopic analysis is presented here. The protocol can be used for gross morphological analysis of eye defects, or with the indicated adjustments can be used to determine genetic requirements of genes in specific cell types of the eye (e.g. clonal analysis of photoreceptors) or for electron microscopic analysis.

Preparazione di adulti Drosophila Occhi di sezionamento sottile e analisi microscopica

Drosophila has long been used as model system to study development, mainly due to the ease with which it is genetically tractable. Over the years, a ...

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, cell differentiation and organogenesis 1. Correct preparation of the experimental samples is a crucial, often neglected, step. The goal of preparation is to ensure physiological relevance and to establish optimal imaging conditions. To maintain tissue viability, it is critical to avoid dehydration, hypoxia, overheating or medium deterioration 2. 
 The Drosophila egg chamber is a well established system for examining questions relating, but not limited, to body patterning, mRNA localization and cytoskeletal organization 3,4. For early- and mid-stage egg chambers, mounting in halocarbon oil is good for survival in that it allows free diffusion of oxygen, prevents dehydration and hypoxia and has superb optical properties for microscopy. Imaging of fluorescent proteins is possible through the introduction of transgenes into the egg chamber or physical injection of labeled RNA, protein or antibodies 5-7. For example, addition of MS2 constructs to the genome of animals enables real time observation of mRNAs in the oocyte 8. These constructs allow for in vivo labeling of mRNA through utilization of the MS2 bacteriophage RNA stem loop interaction with its coat protein 9. 
 Here, we present a protocol for the extraction of ovaries as well as isolating individual ovarioles and egg chambers from the female Drosophila. For a detailed description of Drosophila oogenesis see Allan C. Spradling (1993, reprinted 2009) 10.

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

The Drosophila egg chamber is an excellent model for studying the mechanisms of mRNA localization. In order to capture the dynamic events that underpin the processes of localization, rapid high resolution imaging of live tissue is required. Here, we present a protocol for dissection and imaging of live samples with minimal disruption.

Preparazione individuale Drosophila Egg Chambers per l&#39;imaging dal vivo

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogenesi

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Drosophila eye is widely used as a model for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic recombination technique, elegant genetic screens based on clonal analysis have led to the identification of signaling pathways involved in eye development and photoreceptor (PR) differentiation at larval stages. We describe here the Tomato/GFP-FLP/FRT method, which can be used for rapid clonal analysis in the eye of living adult Drosophila. Fluorescent photoreceptor cells are imaged with the cornea neutralization technique, on retinas with mosaic clones generated by flipase-mediated recombination. This method has several major advantages over classical histological sectioning of the retina: it can be used for high-throughput screening and has proved an effective method for identifying the factors regulating PR survival and function. It can be used for kinetic analyses of PR degeneration in the same living animal over several weeks, to demonstrate the requirement for specific genes for PR survival or function in the adult fly. This method is also useful for addressing cell autonomy issues in developmental mutants, such as those in which the establishment of planar cell polarity is affected.

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Tomato/GFP-FLP/FRT method involves visualizing mosaic photoreceptor cells in living Drosophila. It can be used to follow individual photoreceptor cell fates in the retina for days or weeks. This method is ideal for studies of retinal degeneration and neurodegenerative diseases or photoreceptor cell development.

Il pomodoro / GFP-FLP / FRT Metodo per Live Imaging del Mosaico adulti<em&gt; Drosophila</em&gt; cellule fotorecettrici

The Drosophila eye is widely used as a model  for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic  recombination technique, ...