Questo lavoro è stato sostenuto da NIH / NINDS concedere 4R00 NS 057940, e concedere SCBI 200-12 dal midollo spinale e lesioni fondo di Ricerca sul Cervello da parte dello Stato dell&#39;Indiana Department of Health.

1. Fare un semplice dispositivo per la chirurgia sottosquadro <ol><li> Il dispositivo sottosquadro abbiamo creato si compone di tre parti (Fig. 1): (1) una piastra di supporto in acciaio inox o in plastica che consente l&#39;attaccamento di un tubo di guida e un ago, e si siede sulla finestra cranico durante l&#39;intervento chirurgico, (2) un tubo di guida che contiene un ago in posizione e permette la rotazione dell&#39;ago, e (3) un ago che viene piegato a 90 gradi ~ 3 mm dalla punta, ed è mobile con rotazione e di inserimento. </li><li> Tagliare un pezzo di 1-1,5 mm di spessore, 7 ~ 10 x 30 mm in acciaio inox o rettangolare di plastica trasparente (1) di fare la piastra di sostegno. Preparare un 1,5 pollici da 22 gauge (BD società, # 305156) e un 1,5 pollici da 25 gauge (BD società, # 305127) ago della siringa. Per fare un tubo di guida, tagliare l&#39;estremità in plastica e la punta dell&#39;ago inferiore del 22-ago da siringa in modo che la sua lunghezza totale è di circa 31-32 mm (2). Sabbia fine di metallo per renderla piatta e liscia. La lunghezza finale di questo tubo guida dovrebbe essere di circa 5-6 mm più corto del 25-gauge siringa. </li><li> Utilizzare colla cianoacrilato per fissare il tubo guiding sulla piastra di supporto, facendo in modo che l&#39;ago sia perpendicolare al bordo del metallo. </li><li> Inserire l&#39;ago calibro 25 siringa nel tubo di guida, e piegare l&#39;ago a 90 gradi a 2,5-3 mm dalla punta (Fig. 1). </li><li> Regolare la portata verticale movimento dell&#39;ago incollando un tubo di plastica piccolo sul finire dell&#39;ago (fig. 1, fermata ago). La gamma di finale in movimento dell&#39;ago determina la profondità l&#39;ago può essere inserito nella corteccia, e dovrebbe essere 1,6-1,8 mm per P21 ratti e 1,3-1,5 mm per P21 topi. Questa lunghezza deve essere adattata per le varie specie ed età degli animali. </li><li> Collegare un filo sottile di rame o un piccolo pezzo di nastro sulla parte superiore dell&#39;ago nella stessa direzione, come la punta piegata (Fig.1 indicatore ad ago). Il filo o nastro indica l&#39;angolo di rotazione dell&#39;ago durante l&#39;intervento chirurgico sottosquadri (fig. 1). </li></ol> 2. Preparazione degli animali <ol><li> Tutti gli strumenti chirurgici devono essere sterilizzati in autoclave, sterilizzati con una perlina di vetro sterilizzatore, o disinfettata con etanolo al 70%. </li><li> Noi usiamo Sprague / Dawley all&#39;età postnatale 20-22 giorni (P20-22) o topi CD1 alla stessa età. Diversi ceppi di topi o ratti possono essere utilizzati per progetti specifici. </li><li> Anestetizzare il mouse con una iniezione ip di ketamina 80 mg / kg e xilazina 8 mg / kg. La procedura chirurgica inizia dopo che l&#39;animale non risponde alla pizzico coda. Durante l&#39;intervento, se necessario, una dose di richiamo di un terzo la dose originale del cocktail anestetico può essere somministrato a ripristinare lo stato originale anestetico. </li><li> Tagliare i capelli sul cuoio capelluto dell&#39;animale con un trimmer capelli elettrici. Applicare una piccola quantità di pomata oftalmica sul occhi dell&#39;animale per la protezione da secchezza durante l&#39;anestesia. Disinfettare il cuoio capelluto con un 10% di povidone-iodio soluzione, seguita dal 70% di etanolo. </li><li> Montare l&#39;animale su un apparato stereotassico per mantenere la testa in una posizione stabile fisso. In tutto l&#39;intervento, teniamo l&#39;animale su una piastra elettrica per prevenire l&#39;ipotermia. </li><li> Effettuare una linea mediana anteriore-posteriore incisione sul cuoio capelluto con un bisturi, che si estende da lambda per mezzo agli occhi. Usa hemostats per tirare la pelle da parte ed esporre il cranio sinistra a sufficienza. </li><li> Fare un taglio rettangolare sul cranio a sinistra, e usare il bisturi per togliere periostio. Questo passo sarà ridurre il sanguinamento e facilitare la foratura sul cranio. </li></ol> 3. Fare sottosquadri <ol><li> Aggiungere una piccola quantità di soluzione salina sterile al cranio zona esposta, quindi utilizzare alcuni dei cotton fioc per pulire il sangue e asciugare la zona. </li><li> Sotto un microscopio operatorio, cominciare ad esercitarsi una scanalatura rettangolare (~ 5 x 7 mm in ratti, 4 x 5 mm nei topi) sul centro del cranio a sinistra (circa al di sopra della sinistra sensomotorio corteccia). Applicando una goccia di soluzione salina sul cranio facilita la foratura e dissipa il calore. Dopo circa 2 / 3 di profondità l&#39;osso si è esercitato, rimuovere salina in eccesso e pulire la zona di foratura con un Q-tip. Lentamente e con attenzione foratura profonda fino a quando il pezzo centrale di osso è mobile su tocco gentile di una pinza. </li><li> Rimuovere con attenzione il pezzo centrale di osso inserendo una punta acuminata di una pinza sul bordo dell&#39;osso e lentamente sollevando il forcipe per esporre l&#39;emisfero sinistro. </li><li> Sotto il microscopio operatorio, tenere il dispositivo sottosquadro, e orientare l&#39;ago in senso perpendicolare parasagittale e la piastra di supporto alla linea mediana, inclinando il dispositivo leggermente caudalmente in modo da mantenere la visualizzazione della punta dell&#39;ago e della regione bersaglio corticale. Puntare la punta dell&#39;ago ad una zona 1-2 millimetri laterale alla sutura sagittale superiore, al centro della finestra del cranio, ed evitare la penetrazione diretta dei grossi vasi. </li><li> Inserire l&#39;ago in senso orizzontale attraverso la dura e sotto la pia in modo da risparmiare i vasi sanguigni. Sedersi nella parte inferiore del dispositivo sottosquadrosu entrambi i bordi della finestra del cranio in modo che l&#39;ago è in posizione normale alla superficie corticale (Fig. 1). A riposo il dispositivo su entrambi i bordi della finestra del cranio a mano in modo significativo ridurre o eliminare stretta di mano durante la seguente procedura. Sollevare l&#39;ago al di sotto della pia, quindi abbassare lentamente per creare un taglio transcorticale che l&#39;ago non può andare più in profondità. Ruotare ~ 135 ° di distanza dalla linea mediana per creare un semicerchio della sostanza bianca / strato profondo VI sottosquadro. Poi sollevare l&#39;ago di nuovo per sotto la pia. Inclinare il dispositivo indietro e ritirare l&#39;ago. </li><li> Opzionalmente, si può ripetere la procedura (passo 2,5), ma senza girare l&#39;ago in modo da creare un taglio ulteriore transcorticale ai bordi laterali della finestra. Questo creerà un isolamento più completo corticale. </li><li> Posizionare un pezzo di pellicola di plastica (6 x 6 mm) sulla finestra del cranio per la protezione e sutura al cuoio capelluto. Mettere l&#39;animale su un blocco riscaldato fino alla completa guarigione dall&#39;anestesia. </li></ol> 4. Rappresentante dei risultati: Coronale fette corticale può essere pronti a confermare il successo della chirurgia sottosquadro. A fette preparato&gt; 2 settimane dopo l&#39;intervento, tagli transcorticale e minano sono discernibili nell&#39;ambito dell&#39;obiettivo di bassa potenza di un microscopio (Fig. 2). La corteccia parzialmente isolata di solito diventa leggermente più sottile, e l&#39;attività epilettiformi possono essere rilevati nella maggior parte dei fettine corticali con registrazione campo potenziale (Fig. 3). Al contrario, la formazione di grandi buchi nella materia bianca o in profondità strati corticali, drammatico assottigliamento della corteccia lesione, o un taglio errante essere al di sopra o al di sotto della sostanza bianca del cervello renderà inutilizzabile per ulteriori esperimenti. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Struttura e applicazione di un dispositivo di sottosquadro. Un tubo di guida (2) è incollato su una piastra di supporto (1) che è in acciaio inox o in plastica trasparente. Un ago della siringa (3) viene inserito attraverso il tubo di guida e piegate a ~ 3 mm a punta. Un ago sosta in tubo di plastica è incollato sulla parte superiore dell&#39;ago in modo che l&#39;intervallo verticale movimento dell&#39;ago è limitata a ~ ~ 1,2 mm e 1,5 mm per l&#39;utilizzo in P21 topi e ratti, rispettivamente. Un segmento di filo di rame è fissato sotto l&#39;impugnatura, come l&#39;ago indicatore per l&#39;orientamento dell&#39;ago piegato. Si noti che il dispositivo è inclinato e in contatto con entrambi i bordi della finestra del cranio in modo che un taglio può essere fatto in parallelo alla superficie piale. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="Figura 2"/> Figura 2. Un&#39;immagine rappresentante della fetta sottosquadro. A. immagine fluorescente di una fetta che è stato preparato due settimane dopo la lesione sottosquadro in un topo P48. La ferita da taglio è stato etichettato da DII colorante fluorescente. Le frecce bianche sulla destra indicano taglio transcorticale, e le frecce in basso indicano sottosquadro che passava anche se il confine tra strato IV e della sostanza bianca. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="Figura 3"/> Figura 3. Registrazione di un campo potenziale fetta sottosquadro. Campo di registrazione da una fetta di potenziali cerebrali sottosquadro esposti attività epilettiformi, suggerendo ipereccitabilità del tessuto danneggiato corticale.

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	<li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro.">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li><li>Topolnik, L., Steriade, M., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperexcitability+of+intact+neurons+underlies+acute+development+of+trauma-related+electrographic+seizures+in+cats+in+vivo.">Hyperexcitability of intact neurons underlies acute development of trauma-related electrographic seizures in cats in vivo.</a> Eur J Neurosci. 18, 486-496 (2003).</li><li>Graber, K., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Models of Seizures and Epilepsy. , 477-493 (2005).</li><li>Nita, D. A., Cisse, Y., Timofeev, I., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+propensity+to+seizures+after+chronic+cortical+deafferentation+in+vivo.">Increased propensity to seizures after chronic cortical deafferentation in vivo.</a> J Neurophysiol. 95, 902-913 (2006).</li><li>Sharpless, S. K., Halpern, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electrical+excitability+of+chronically+isolated+cortex+studied+by+means+of+permanently+implanted+electrodes.">The electrical excitability of chronically isolated cortex studied by means of permanently implanted electrodes.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 244-255 (1962).</li><li>Echlin, F. A., Battista, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+Seizures+from+Chronic+Isolated+Cortex.">Epileptiform Seizures from Chronic Isolated Cortex.</a> Arch Neurol. 9, 154-170 (1963).</li><li>Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptogenic+neurons+and+circuits.">Epileptogenic neurons and circuits.</a> Adv Neurol. 79, 665-684 (1999).</li><li>Marin-Padilla, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+neuropathology+and+impact+of+perinatal+brain+damage.+II:+white+matter+lesions+of+the+neocortex.">Developmental neuropathology and impact of perinatal brain damage. II: white matter lesions of the neocortex.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 56, 219-235 (1997).</li><li>Jin, X., Prince, D. A., Huguenard, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+excitatory+synaptic+connectivity+in+layer+v+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+epileptogenic+neocortex+in+rats.">Enhanced excitatory synaptic connectivity in layer v pyramidal neurons of chronically injured epileptogenic neocortex in rats.</a> J Neurosci. 26, 4891-4900 (2006).</li><li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+activity+in+chronically+injured,+epileptogenic+sensory-motor+neocortex.">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li><li>Salin, P., Tseng, G. F., Hoffman, S., Parada, I., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+sprouting+in+layer+V+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+cerebral+cortex.">Axonal sprouting in layer V pyramidal neurons of chronically injured cerebral cortex.</a> J Neurosci. 15, 8234-8245 (1995).</li><li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons.">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li><li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma:+a+role+in+epileptogenesis.">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il modello sottosquadro è un sistema altamente efficiente per lo studio dell&#39;epilessia post-traumatico. Un intervento chirurgico tipica richiede solo circa 20-30 minuti per finire, ed evocato o attività epilettiformi spontanee possono essere registrati in fette dalla maggior parte dei animali due settimane dopo l&#39;intervento 1-2. Ancora più importante, questo modello imita aspetti delle seguenti modifiche lesioni cerebrali traumatiche come sanguinamento, infiammazione, edema, assotomia e la morte ne...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del materiale </td><td> Tipo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Foredom micromotore kit </td><td> attrezzatura </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> 1,5 pollici 22-gauge siringa </td><td> materiale </td><td> BD società </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1,5 pollici da 25 gauge siringa </td><td> materiale </td><td> BD società </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Collante cianoacrilato </td><td> materiale </td><td> Ted Pella </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

preparing undercut model of posttraumatic epileptogenesis in rodents

Parzialmente isolato corteccia (&quot;sottosquadro&quot;) è un modello animale di epilettogenesi post-traumatico. La procedura chirurgica coinvolge tagliare attraverso la corteccia sensomotoria e sotto la materia bianca (sottosquadro) in modo che una specifica regione della corteccia cerebrale è in gran parte isolato dalla corteccia e le regioni confinanti subcorticali 1-3. Dopo una latenza di due o più settimane dopo l&#39;intervento, scariche epilettiformi possono essere registrate in fettine di cervello di roditori 1; e convulsioni elettriche o comportamento si può osservare in vivo da altre specie come il gatto e la scimmia 4-6. Questo modello animale ben consolidata è efficiente per generare e imita molte caratteristiche importanti traumi cerebrali. Tuttavia, è tecnicamente difficile tentativo di rendere precise lesioni corticali del cervello piccolo roditore con una mano libera. Sulla base della procedura stabilita inizialmente nel laboratorio del Dr. David Principe presso l&#39;Università di Stanford 1, qui vi presentiamo una tecnica migliore per eseguire un intervento chirurgico per la preparazione di questo modello in topi e ratti. Dimostriamo come fare un semplice dispositivo chirurgico e usarla per ottenere un miglior controllo della profondità di taglio e l&#39;angolo per generare risultati più precisi e coerenti. Il dispositivo è facile da fare, e la procedura è veloce da imparare. La generazione di questo modello animale fornisce un efficiente sistema per lo studio sui meccanismi di epilettogenesi post-traumatico.

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Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Parzialmente isolato corteccia (&quot;sottosquadro&quot;) è un modello animale efficiente epilettogenesi post-traumatico. Qui mostriamo come fare un nuovo dispositivo chirurgico e usarlo per fare le lesioni più precisi e concordanti per generare questo modello.

Preparazione del modello di sottosquadro epilettogenesi Post-Traumatico in roditori

Partially isolated cortex ("undercut") is an animal model of posttraumatic epileptogenesis. The surgical procedure involves cutting through the ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.3K Views.  Indiana University School of Medicine. Parzialmente isolato corteccia ("sottosquadro") è un modello animale efficiente epilettogenesi post-traumatico. Qui mostriamo come fare un nuovo dispositivo chirurgico e usarlo per fare le lesioni più precisi e concordanti per generare questo modello.