Preparazione dei dispositivi Microfluidic per colture cellulari Neuron 1) Pulire Corning No.1 24 mm X 40 diapositive mm di vetro <ul><li> Sonicare i vetrini in un sonicatore bagnomaria per 30 minuti </li><li> Sciacquare i vetrini con il 70% EtOH </li><li> Lavare i vetrini tre volte con dH 2 O </li><li> Diapositive a secco in una cappa di coltura per alcune ore, preferibilmente durante la notte </li></ul> Nota: Abbiamo vassoi di metallo speciale che si carica con le diapositive. I vetrini sono separati individualmente e messi in slot in questo rack di metallo. Possiamo quindi posizionare questi vassoi di metallo di carico in un piatto di vetro che si riempiono di acqua, posto nel bagno sonicatore acqua e ultrasuoni per 30 minuti. Lavaggi successivi si svolgono in questo piatto. 2) Preparazione dei dispositivi PDMS <ul><li> Tagliare lo stampo PDMS dal wafer di silicio, buchi nel cast PDSM e quarto lo </li><li> Pulire i dispositivi di PDMS in primo luogo che soffia gas inerte (argon o azoto) attraverso di loro. Quindi utilizzare Marca 3M Scotch 471 nastro per sollevare i detriti rimanenti </li></ul> Nota: è importante mantenere i dispositivi a faccia in su. Inizialmente, quando abbiamo tagliato il PDMS lontano dal wafer di silicio, lato a contatto con l&#39;ostia è il lato pulito: contiene i canali microfluidica. Cerchiamo di essere attenti come siamo in grado di non danneggiare il dispositivo, e mantenere la faccia pulita verso l&#39;alto finché non siamo pronti per l&#39;incollaggio di plasma. <ul><li> Dispositivi di autoclave in contenitori di plastica </li><li> Dopo la sterilizzazione in autoclave, pulita n. 1 vetrini Corning e plasma-treat dispositivi utilizzando un detergente marchio Harrick plasma, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li> Posizionare i dispositivi puliti lato negativo sul vetrino. </li></ul> Il dispositivo è ora al plasma legato al vetrino. 3) Rivestimento Periferiche con poli L-lisina (PLL) <ul><li> PLL è aggiunto a un bene su ogni lato del dispositivo e ha permesso di fluire attraverso nel pozzo prossimo </li></ul> =&gt; 150 ml di PLL per i pozzi di grandi dimensioni e 30 μ l PLL per i pozzi più piccoli. Non ha, per l&#39;esattezza fino a quando i pozzi sono pieni. Nota: Se si guarda un dispositivo vedrete 4 pozzi: ogni due sono collegati. Volete mettere il PLL in un pozzo in modo che il flusso attraverso il dispositivo nel pozzo successivo. <ul><li> Lasciare che il PLL a fluire attraverso il dispositivo per circa 10 minuti e poi aggiungere più PLL per i pozzi di riempirle </li><li> Posizionare i dispositivi contenenti PLL in un incubatore a 37 ° C per un minimo di 4 ore (durante la notte è preferibile) </li><li> Vuoto fuori l&#39;eccesso PLL dopo il trattamento, ma attenzione a non aspirare tutto il liquido dal dispositivo </li></ul> Nota: Se non si desidera introdurre bolle d&#39;aria ai canali o da camera. Solo il vuoto in eccesso PLL nei pozzetti. <ul><li> Aggiungi autoclave dH 2 O ad ogni bene su entrambi i lati del dispositivo, e permette di scorrere alla ben altro per azione capillare </li></ul> La figura 1 è un diagramma di un dispositivo a microfluidi. Notate come il Blue (Soma lato) è collegata e il Rosso (lato assonale) sono collegati. Quando si dice mettere il PLL, o l&#39;acqua o del supporto, su un bene su ogni lato del dispositivo, che cosa si intende, ad esempio, è: Place 150 ul di autoclave dH 2 O in un blu Ebbene posto 150 ml di dH autoclavato 2 0 in un unico Rosso Bene. L&#39;acqua (o PLL, o Media o Celle) fluirà attraverso il dispositivo alla ben altri corrispondenti. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Figura 1" width="362" height="216" /> Figura 1 Nota: Si prega di notare che, d&#39;ora in poi, quando dico &quot;media luogo, le cellule, l&#39;acqua o PLL nella TOP pozzi&quot;, mi riferisco allo schema di sopra, dove il Soma sarebbe a sinistra e gli assoni crescerà al a destra. <ul><li> Aspirare l&#39;acqua (ancora una volta facendo attenzione a non rimuovere completamente tutto il liquido dal dispositivo), quindi aggiungere altri 150 ml di autoclave dH 2 O a uno dei collegati ogni bene e permettono di fluire attraverso i corrispondenti bene. </li><li> Posizionare il dispositivo contenente dH 2 O in un incubatore a 37 ° C per 1 ora, quindi ripetere la fase di lavaggio di nuovo. Lavare i dispositivi di tre volte con dH 2 O per un&#39;ora ciascuno, che è il totale. </li></ul> Nota: A causa della possibilità che borato dal PLL in grado di assorbire in PDMS, alcuni nel laboratorio di Jeon consigliamo incubando i dispositivi di una notte con autoclave dH 2 O dopo un paio di initial risciacqui veloce. Questo farà sì che tutte le borato libero arbitrio leach fuori del PDMS prima del carico delle cellule. Se questo non viene fatto, ci può essere un rilascio di borato nei media nel corso del tempo, che potrebbe portare a citotossicità. <ul><li> Aggiungi neurali media basale (NBM) con i fattori necessari (glutamax, B27, PenStrep) per i pozzi in alto </li></ul> Nota: I dispositivi possono essere incubato per una notte e placcato con le cellule il giorno dopo, o incubate un minimo di 3 ore con NMB fattori + prima placcatura le cellule. Preparare i neuroni da caricare nel Dispositivi Utilizziamo 18 giorni corteccia vecchio ratto fetale che ci sia acquistare da una società denominata Bit cervello o che è preparato qui nel campus per noi. Noi preferiamo per ottenere il tessuto fresco. <ol><li> Ottenere 1 corteccia cerebrale del feto (2 pezzi di tessuto) conservati in Hibernate E </li><li> Prendete 3 pipette di vetro lunghe e fuoco ogni loro in dimensioni sempre più piccoli utilizzando una lampada ad alcool </li><li> rimuovere i tessuti da Hibernate E con una pipetta di vetro e posto in 2 ml di NMB Fattori + in un tubo sterile 15 ml. </li><li> Triturazione: Usando una pipetta di vetro a bulbo e la corteccia viene passato su e giù per circa 5 a 10 volte. Poi, la pipetta prossimo più piccolo viene usato per pipetta su e giù per il tessuto. Infine, la più piccola pipetta viene usato per pipetta su e giù per il tessuto. Ci piace fare in modo che non ci siano pezzi visibili. Nota: Recentemente, il Laboratorio Jeon ha iniziato a confronto le cellule dal tessuto conservati in Hibernate e alle cellule che sono stati preparati da tessuto inizialmente trattati con tripsina 0,125% nel 50% Ca + + libero e Mg + + libero buffer di dissezione. Il consenso è che il tessuto preparato con tripsina resa cellule più vitali rispetto al tessuto messo inizialmente in Hibernate E. Se non si ha intenzione di utilizzare il tessuto subito, allora avete bisogno di conservare il tessuto in Hibernate E. Se avete intenzione di utilizzare il tessuto subito e vorrei vitalità maggiore, poi trattare il tessuto con tripsina prima della triturazione meccanica come segue: 1) diluire 1 ml 0,25% tripsina (Gibco, Invitrogen) con 1 ml di Ca + + libero Mg + + gratis buffer di dissezione (finale tripsina = 0,125%) in una provetta da 15 ml (mantenere freddo ghiaccio), 2) tessuto posto nel buffer e incubare immediatamente a 37 ° C per 8 minuti, 3) aggiungere 10 ml DMEM/10% FBS per fermare il tripsina reazione e continuare il protocollo di seguito. </li><li> Cellule Centrifugare a 1100 rpm per 1 minuto </li><li> Mezzi di comunicazione aspirato accuratamente fuori il pellet </li><li> Aggiungere 1 ml di NMB fattori + al pellet e ri-sospesa pipettando su e giù </li><li> Passare il risospese cellule flusso per gravità attraverso un filtro per eliminare eventuali grumi (BD Falcon cellula filtro di nylon 40 um) </li><li> Conte e la piastra di cellule: <ul><li> In una provetta per microcentrifuga, aggiungere 60 microlitri NMB + fattori, 20 l di sospensione cellulare, e 20 ml di blu tripano poi mescolare </li><li> Aggiungere circa 10 ml di questa soluzione in un emocitometro e contare le cellule vive (non blu) </li><li> Regolare la concentrazione di 2,5-4,5 x10 6 cellule / ml Nota: In genere ottiene una concentrazione di circa 2,5-4,5 x 106 cellule / ml. a seconda del volume le cellule sono risospese in (di solito da 1 ml + B27/Glutamax/PenStrep percortex NBM). Se il tessuto è stato preparato con tripsina, la resa sarà probabilmente aumentato. </li></ul></li></ol> La placcatura Dispositivi <ol><li> Celle di carico (neuroni primari) in un pozzetto del dispositivo </li><li> Tavola 5 microlitri per dispositivo piccolo e 20 l per dispositivo grande Nota: è possibile carico 10 l di cellule sulla parte superiore del dispositivo e 10 microlitri sul fondo del dispositivo (la metà del volume totale), oppure direttamente tutti i 20 l di cellule nel ben superiore cromosomiche (5 microlitri nel cromosomiche alto ben per i dispositivi di piccole dimensioni). </li><li> Incubare per 10 minuti a 37 ° C in modo da incubatore cellule possono cominciare a collegare </li><li> Aggiungi microlitri circa 150/30 di fattori + NMB in ciascun pozzetto a seconda delle dimensioni dispositivo Nota: I volumi possono variare a seconda dello spessore del PDMS. Tutto ciò che importa è che i pozzi sono pieni. </li></ol> Supplementare Uso le periferiche senza Plasma Incollaggio Senza il trattamento al plasma, Christina Tu, un tecnico, che lo fa con successo ogni settimana senza plasma, dice a caricare solo le cellule subito. Ricordarsi di rimuovere il supporto da entrambi i pozzetti sul lato soma (lato assone non importa se si lascia la media). E &#39;il flusso del fluido che permette alle cellule di entrare nel canale principale. Se si dispone di mezzi di comunicazione nei pozzi, non sarà possibile ottenere il flusso del fluido.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Qui abbiamo dimostrato come utilizzare il dispositivo a microfluidi neurone senza bisogno di un pulitore di plasma. Ci riferiamo a questo legame che non plasmatici.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

In questo video ci dimostra come utilizzare il dispositivo a microfluidi neurone senza legame plasma. In alcuni casi può essere desiderabile ai dispositivi reversibilmente legame con il n ° Corning 1 bicchiere di copertura. Questo potrebbe essere dovuto, forse, di un detergente plasma non essere disponibile. In altri casi, può essere desiderabile per rimuovere il dispositivo dal vetro dopo la coltura di neuroni per alcuni tipi di microscopia o per immunostaining, anche se non è necessario rimuovere il dispositivo per immunostaining poiché i neuroni possono essere macchiati nel dispositivo. Alcuni ricercatori, tuttavia, preferiscono ancora per rimuovere il dispositivo. In questo caso, il legame reversibile del dispositivo al vetro di copertura lo rende possibile. Ci sono alcuni svantaggi non plasmatici legame dei dispositivi che si forma non così stretti di un sigillo. In alcuni casi, gli assoni possono crescere sotto i solchi piuttosto che attraverso di loro. Inoltre, poiché il vetro e PDMS sono idrofobiche, i liquidi non facilmente inserire il dispositivo che rende necessario a volte la forza dei media e altri reagenti nel dispositivo. Liquidi entrerà nel dispositivo tramite un&#39;azione capillare, ma ci vuole molto più tempo rispetto a dispositivi che sono stati incollati al plasma. Il pulitore plasma crea temporaneo accuse idrofilo sul vetro e dispositivi che facilitano il flusso di liquidi attraverso il dispositivo dopo l&#39;incollaggio in pochi secondi. Per i dispositivi legati non al plasma, il flusso di liquido attraverso i dispositivi richiede diversi minuti. E &#39;anche importante notare che i dispositivi da utilizzare con i plasma di incollaggio devono essere sterilizzati prima, mentre i dispositivi trattati al plasma non hanno bisogno di essere sterilizzati prima dell&#39;uso, perché il più pulito al plasma li sterilizzare.

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Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

In questo video ci dimostra come utilizzare il dispositivo a microfluidi neurone senza legame plasma.

Non plasmatici Incollaggio di PDMS Economico per la Fabbricazione di dispositivi microfluidici

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K Views.  University of California, Irvine (UCI). In questo video ci dimostra come utilizzare il dispositivo a microfluidi neurone senza legame plasma.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Fabbricazione di un dispositivo a microfluidi per la compartimentazione dei Neuron Soma e assoni

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

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We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

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Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

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Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

Fabbricazione di miogenici Costrutti di ingegneria tessutale

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High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

Alta velocità Droplet basato Delivery System per pompaggio passiva in dispositivi microfluidici

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Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

Automatizzato Microfluidic Lysis protocollo di sangue per l&#39;arricchimento di cellule nucleate circolanti

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Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Realizzazione e di funzionamento di un Inserto di ossigeno per colture cellulari aderenti

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