Ringraziamo Aida de la Cruz per lo sviluppo e l&#39;insegnamento del protocollo originale su cui si basa questa versione 10. Work in Buttitta Lab è sostenuto da NIH concedere GM086517.

1. Fly Zootecnica <ol><li> Croce vola di genotipi desiderati in fiale di plastica strette con 10 ml di lievito-Glucosio Medio 3 o altri supporti ricchi di proteine ​​di vostra scelta. Gli estesi Drosophila strumenti transgenici per espressione e specifico lineage tracing con tessuto in espressione della proteina fluorescente vivo sono descritti in dettaglio altrove 4,5. Trasferire ai genitori di fiale freschi ogni giorno per ottenere serie di 24 collezioni progenie ore, o per più messa in scena precisa, raccogliere embrioni su piastre di agar e trasferire larva appena schiusi di fiale, come descritto 10. Per garantire condizioni uniformi attraverso esperimenti ed evitare sovraffollamento, il numero totale di progenie F1 in un singolo flaconcino deve essere non più di 100. A seconda della struttura genetica dell&#39;esperimento, tenere fiale in un appropriato incubatore fino allo stadio di sviluppo desiderato. </li><li> Raccogliere animali da esperimento: dovrai larve mature al 3 ° larvaleinstar (L3) a circa 110-120 ore di sviluppo per le larve dissezioni o bianco prepupa (WPP) per l&#39;accurata messa in scena di pupa. Drammatici cambiamenti del ciclo cellulare, tra cui il passaggio a uno stato di non-proliferativa si verificano a intervalli di tempo distinti durante la metamorfosi 12,13. Pertanto corretta stadiazione di pupa (entro 1 ora di sviluppo) è essenziale per i dati del ciclo cellulare riproducibili durante la metamorfosi. WPP corrisponde a 0 ore dopo la formazione pupa (0 hr APF) come mostrato in Figura 1, pannello I. Raccogliere WPP in una capsula di Petri 35 millimetri su un Kimwipe umido piegato con 2,5 ml di acqua per mantenere una certa umidità. Età pupa fino desiderato stadio (ore APF) a temperatura adeguata. Si noti che lo sviluppo procede 1,2 volte più veloce a 29 ° C e 2,2 volte più lentamente a 18 ° C rispetto alla norma 25 ° C 14. </li><li> Animali da shock termico per attivare heat-shock flipase (hs-FLP) indotta ricombinazione per lignaggio-tracing cloni, se necessario 9,11. Per il calore-shock di larva, immergerefiale in un bagno d&#39;acqua (a 37 ° C) e garantire larve sono completamente sommersi. Per il calore-shock della pupa, sigillare la piastra di Petri con Parafilm e completamente immergere in un bagno d&#39;acqua. Assicurarsi di rimuovere Parafilm dopo il caldo-shock, per consentire lo scambio di ossigeno sufficiente per la sopravvivenza degli animali. Durata della heat shock dipende dall&#39;attività del transgene flipase utilizzato e numero di cloni desiderati. Noi abitualmente uso 7-8 min per indurre &quot;Flipout&quot; lineage tracing cloni 15 in larve con la hs-FLP transgene sul primo cromosoma e 2-4 minuti per shock termico di pupe in 35 piatti mm, mentre la hs-flp transgene su il secondo richiede un cromosoma 20 min. shock termico per ottenere un numero simile di cloni. </li></ol> Il tasso di divisione cellulare e la tempistica di dissezione determina la dimensione del clone in ogni tessuto. In condizioni normali, si scopre che i cloni indotti nell&#39;ala larvale con un min scossa 20 di calore (utilizzando l&#39;hs-FLP transgene sul secondo cromosoma) e dissezioneted 48 ore più tardi, contenere circa 20-30 cloni ben separati con dimensioni che vanno da 10 cellule per clone di due cellule per clone, con una media di circa quattro celle per clone. Al contrario, un 7 min heat-shock con la stessa hs-FLP transgene di pupe in una capsula di Petri a 0 ore APF sezionato 36 ore dopo, i rendimenti ben separati cloni (circa 15-25) che varia da uno a quattro cellule con una media di 2,2 cellule per clone. Tali dati possono essere utilizzati per determinare il tempo medio di raddoppiamento cella per il tessuto in esame. 2. Dissection <ol><li> Delicatamente trasferire le larve / pupe ad una chiara piatto dissezione di vetro contenente PBS 1X. </li><li> Utilizzando un microscopio e la luce ampia dissezione, afferrare delicatamente una larva per l&#39;addome, con un brusco Inox # 5 pinza, tagliate la parte anteriore con micro-forbici, e invertire il terzo anteriore spingendo l&#39;area verso l&#39;interno della bocca verso il posteriore mentre si tiene il larvale cuticola costante (Figura 1A). Rimuovere con attenzione opaqucorporeo e grasso e qualsiasi intestino rimanente per aumentare la visibilità dei tessuti desiderati, come ala, occhio o il cervello. Sezionare i tessuti desiderati; pulito rimuovendo le ali di trachea e cuticola con una pinza, gli occhi, dalla bocca-ganci, o il cervello da occhi (Figura 1G). </li><li> Per sezionare pupa; utilizzare una pinza per afferrare delicatamente una pupa con la punta anteriore della pupa caso in cui vi è una bolla d&#39;aria, per evitare di danneggiare la pupa all&#39;interno (Figura 1C). Forcipe o micro-forbici in mano avversaria può essere utilizzato per posizionare la pupa galleggiante per afferrare corretta. Pulito tagliare la punta posteriore della pupa con micro-forbici. Questo taglio trasversale dovrebbe essere leggermente inclinato verso la parte dorsale dell&#39;animale, per rilasciare la pressione interna senza forzare il grasso histolyzed nei tessuti desiderati nel torace e testa. Tagliare con cura lungo la mediana dorsale, evitando le ali e il complesso occhio-cervello anteriore. Rimuovere con attenzione la pupa dalla pupacaso afferrando il margine posteriore dell&#39;epidermide pupa e tirandolo fuori del caso pupa (Figura 1D). Poke un piccolo foro nella parte anteriore cuticola al complesso occhio-cervello con una pinza. Usando una pipetta Pasteur di vetro con un bulbo di gomma, lavare delicatamente soluzione dissezione PBS attraverso la pupa parzialmente sezionato per rimuovere il grasso histolyzed e qualsiasi tessuto intestinale rimanente. Questo lubrifica anche efficacemente la pipetta di vetro con lipidi e proteine, che riduce l&#39;incidenza di tessuti dissezionati di attaccarsi al l&#39;interno della pipetta di vetro successiva. </li><li> Per ottenere le ali pupa, la cuticola avvolgente l&#39;ala e l&#39;ala stessa deve essere curiosato dalla pupa (Figura 1E). Questo può essere fatto tenendo la pupa dalla testa con una pinza mentre si utilizza un&#39;altra pinza per afferrare la punta sia più posteriore della cuticola ala e si estrae o manovra della pinza sotto l&#39;ala vicino alla cerniera prima di staccare dal lato di la carcassa (Figura 1E). L&#39;ala può quindi essere tagliato o strappato sulla cerniera per rimuoverlo dal corpo e messo in una pila lontano dalle carcasse e altro materiale. </li><li> Per ottenere gli occhi pupa o cervello, lavare la pupa fino al complesso occhio-cervello si libera e libera dalla pupa (Figura 1F, 1H). Usando una pinza, tirare delicatamente l&#39;occhio pupa lontano dal cervello e salvare il tessuto desiderato. </li><li> Non assumere più di 45 min a sezionare ogni campione, come risultato diventa meno accurato delle cellule più lunghe vengono lasciati in PBS dopo l&#39;apertura gli animali. </li></ol> 3. Tissue Dissociazione e DNA colorazione <ol><li> Usando una pipetta Pasteur lubrificata, trasferire accuratamente i tessuti dissezionati in 0,5 ml di soluzione di DNA in diretta Stain in una provetta da 5 polistirolo (Fig. 1G). Trasferimento il meno possibile PBS (meno di 300 microlitri) nel DNA Stain Solution, come diluizione di tripsina inibirà dissociazione tissutale. </li><li> Incubare le provette con shaking a 23 ° C a 500 rpm (usiamo un Eppendorf Thermomixer). </li><li> Incubare per 70 min, poi vortice delicatamente per 5 secondi ad una velocità media (impostazione di 5). Vortex eccessivo causerà distruzione cellulare e forma detriti, mentre sotto-vortex porterà a grumi di cellule. Riportare i campioni di agitazione a 23 ° C a 500 giri al minuto per un ulteriore 15 a 20 minuti prima vortex di loro ancora una volta per 5 secondi a velocità 5. </li><li> Per il cervello e gli occhi pupa di età superiore 36hAPF, è necessario un protocollo modificato. Dissociare tessuti nel DNA Solution Stain a 23 ° C a 500 rpm per 45-60 min a 1,7 microprovette ml. Poi uno ad uno dissociano manualmente grossi pezzi di tessuto trasferendovi piatto dissezione insieme a circa 50 microlitri DNA Stain Solution e rapido pipettando su e giù con una pipetta Pasteur disegnati manualmente 16 (di circa 100-150 micron apertura). Trasferire ciascun campione dissociata con il resto del 0,5 ml di soluzione di DNA Stain in una provetta da 5 ml. Incubare un ulteriore 45-30 Min (fino a 90 minuti di tempo di incubazione totale) a 23 ° C con agitazione a 500 rpm fino grumi non sono più visibili. </li><li> Completamente campioni dissociate dovrebbero avere pochissime grandi pezzi visibili di tessuto, anche se nota che la acellulare trasparente ala cuticola pupa non si dissocia. </li></ol> 4. Citometria a Flusso <ol><li> Accendere il citometro Sintonizzatevi e aprire il software Sintonizzatevi. I laser citometro devono essere attivate tramite il menu di avvio, e un test di performance giornaliera devono essere eseguiti con prestazioni Perle di rilevamento con punteggi adeguati prima di ogni giornata di acquisizione dati. I livelli dei fluidi dovrebbero essere almeno mezzo pieno e rifiuti svuotati prima della prova delle prestazioni. Dettagli per l&#39;avvio, la corretta calibrazione e il funzionamento del Sintonizzatevi si trovano nel Manuale dell&#39;utente Sintonizzatevi ( <a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf" target="_blank">http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf</a> ) </li><li> Progettare un nuovo template con la creazione di quattro grafici a punti e 2 istogrammi in un&#39;area di lavoro vuota con i parametri indicati al punto 4.3, oppure selezionare un modello precedentemente progettato adatto per l&#39;esperimento, e indicare il numero di campioni da raccogliere. Abbiamo fornito i modelli di Attune (file in formato. Ottenere formato) per l&#39;analisi del ciclo cellulare Drosophila vivo con Vybrant DyeCycle Violet e GFP o espressione RFP nell&#39;appendice I. </li><li> I modelli forniti comprendono quattro grafici a punti e due istogrammi con i parametri indicati nella figura 2. I canali per la rilevazione sono: FSC e SSC - forward scatter e side scatter indicando dimensioni delle cellule e la complessità della membrana, VL1 altezza (H), larghezza (L) e l&#39;area (A) - che indica Violet eccitazione laser di DyeCycle Violet colorazione del DNA, e BL1 -A - blu laser Canale 1 Area, indicando fluorescenza GFP. Il modello fornito per l&#39;analisi RFP è identico al modello per analisi GFP, eccetto che usa il canale laser Blu 3 (BL3-A), che è ottized per il rilevamento di RFP. </li><li> I grafici a punti nei modelli hanno porte per limitare analisi alle popolazioni desiderate e per limitare detriti e cellule ciuffi dall&#39;analisi (Figura 2). Gate 1 esclude detriti e macchie a base di SSC vs FSC (Figura 2A). Gate 2 esclude le celle non colorate, sub G1 cellule apoptotiche e grumi di cellule basate su identificazione di canottiere (VL1Area vs VL1Width) (Figura 2B). Gate 3 è un cancello derivata, che comprende cellule entro cancelli 1 e 2, e individua GFP (o RFP) cellule negative vs contenuto di DNA sulla base VL1Height (Figura 2C). Gate 4 è un cancello derivata, che comprende cellule entro cancelli 1 e 2, e individua GFP (o RFP) cellule positive vs contenuto di DNA (Figura 2C). Dot appezzamenti di dimensioni della cella, misurato con GFP (o RFP) vs forward scatter (FSC) sono utilizzati per generare Gates 5 e 6 (Figura 2D). Il contenuto di DNA trama due istogrammi sul conteggio asse X e cellule sul Y-axis per le popolazioni definite dal Gate 3 e Porta 4. (Figura 2E e 2F) istogrammi possono essere inclusi per dimensione di cella se desiderato (non mostrato). Per istogrammi dimensione delle celle, popolazioni dovrebbero essere impostati a Gates 5 e 6, riportando FSC sul asse X e conta sulla y. </li><li> Impostare la registrazione di fermarsi a 10.000 eventi positivi GFP o RFP (questo sarà il Gate 4, la Porta derivato della Porta 1, Porta 2 e il cancello positivo GFP o RFP). Varia da 6.000 - 10.000 eventi positivi GFP sono stati tradizionalmente l&#39;obiettivo per i profili di qualità per la pubblicazione 9,11. Ti consigliamo di utilizzare un minimo di 15 ali o gli occhi, che sono circa il 50% GFP positive per ottenere Porta sufficiente 4 eventi 10 per i profili di alta qualità. Tuttavia, abbiamo ottenuto con successo dati chiari per l&#39;analisi preliminare del ciclo cellulare da un minimo di sei ali (Figura 3A). Impostare il volume di acquisizione per 300 ml, questo utilizzerà circa 460 microlitri della totale 0,5 ml di campione. TaTabella 2 mostra le impostazioni di soglia e tensione adeguate previste nel modello per l&#39;esempio in figura 2. </li><li> Esegui campioni a sensibilità standard o ad alta sensibilità 100 l / min e di record. Troviamo poca o nessuna differenza nella nostra analisi con i diversi livelli di sensibilità. Dovuto alla focalizzazione acustica di celle, questa citometro può misurare esattamente campioni a portate molto elevate. A differenza cytometers tradizionali, non troviamo alcuna compromissione dei dati con l&#39;acquisizione a velocità fino a 1500 eventi al secondo. I file dati registrati generati dal software Attune sono in formato. FCS, che è compatibile con la maggior parte software di modellazione ciclo cellulare. </li></ol> 5. Analisi dei dati <ol><li> Istogrammi di dimensione della cella e il contenuto di DNA per la GFP (o RFP) popolazioni positivi e negativi possono essere confrontati. Essi possono essere stratificati manualmente copiando e incollando utilizzando il software Adobe Photoshop. Se l&#39;asse y è impostato su automatico, l&#39;asse Y si scala con l&#39;highest conteggio per ogni campione. Sovrapponendo due grafici con l&#39;asse Y insieme ad autoscale crea una sovrapposizione di istogrammi con gli assi fissati per il massimo globale per ogni popolazione. Questo permette un facile confronto visivo per variazioni relative ciclo cellulare phasing, anche quando il numero di cellule totali di GFP positive e negative popolazioni GFP non sono equivalenti (esempio in Figura 3B). Alternativamente, una consuetudine asse y (opzione manuale asse y) può essere impostato su un valore fisso per gli istogrammi. In questo caso, i numeri di cella relativi per due popolazioni possono essere confrontati. Come il Sintonizzatevi utilizza un volume definito di campione per conduzione, la quantificazione assoluta di cellule per ogni esecuzione, in ogni cancello con percentuali di popolazione totale, sono disponibili presso la tabella delle statistiche generate automaticamente durante la corsa nello spazio di lavoro (esempio in Figura 3F ). Dot trame e gli istogrammi possono essere facilmente messi a strati nel software Sintonizzatevi, semplicemente trascinando e rilasciando diversi campioni da thmenù file di esempio di posta a destra sul grafico desiderato di un campione aperto per il confronto. Tuttavia per sovrapporre sottopopolazioni all&#39;interno di un singolo campione (cioè GFP GFP positive e negative all&#39;interno dello stesso campione), usiamo Photoshop. </li><li> Due metodi possono essere utilizzati per trovare relative percentuali in diverse fasi del ciclo cellulare per una popolazione. Il metodo di approssimazione si basa su regioni definite dall&#39;utente per delineare i confini di G1, S, G2 e&gt; picchi G2. Questo metodo permette di stime rapide e facili di percentuali all&#39;interno delle regioni definite dall&#39;utente (Figura 3E). Abbiamo impostato le nostre regioni in base a un test diretto con le cellule Kc Drosophila, etichettato per la fase S usando Ethynyl-deossiuridina (UDE) incorporazione. Il secondo metodo utilizza software di modellazione di terzi per stima della distribuzione del ciclo cellulare. Abbiamo usato il software ModFitLT (Verity Software House), per esempio, in Figura 3F. </li></ol>

<ol>
	<li>Nunez, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+measurement+and+cell+cycle+analysis+by+flow+cytometry.">DNA measurement and cell cycle analysis by flow cytometry.</a> Curr. Issues Mol. Biol. 3, 67-70 (2001).</li><li>Rabinovitch, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+content+histogram+and+cell-cycle+analysis.">DNA content histogram and cell-cycle analysis.</a> Methods Cell Biol. 41, 263-296 (1994).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+the+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: the laboratory setup.</a> CSH Protoc. , pdb ip34 (2007).</li><li>del Valle Rodriguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila.">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nat. Methods. 9, 47-55 (2012).</li><li>Duffy, J. 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A. 93, 11687-11692 (1996).</li><li>Schubiger, M., Palka, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changing+spatial+patterns+of+DNA+replication+in+the+developing+wing+of+Drosophila.">Changing spatial patterns of DNA replication in the developing wing of Drosophila.</a> Dev. Biol. 123, 145-153 (1987).</li><li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Drosophila; A laboratory handbook. , (1989).</li><li>Theodosiou, N. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+FLP/FRT+system+to+study+Drosophila+development.">Use of FLP/FRT system to study Drosophila development.</a> Methods. 14, 355-365 (1998).</li><li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye.">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li><li>Su, T. T., Sprenger, F., DiGregorio, P. J., Campbell, S. D., O'Farrell, P. 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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Il protocollo qui descritto consente l&#39;analisi del ciclo cellulare, la dimensione di cella relativa e il numero di cella relativa in vivo tessuti di Drosophila a vari stadi di sviluppo. Se questa analisi è accoppiato con cellule di tipo espressione della proteina fluorescente specifico o lignaggio rintracciamento, informazioni dettagliate possono essere ottenute su risposte cellulari ciclo cellulare discreto o perturbazioni di crescita. Come prova di principio, abbiamo perturbato quiescenza nel cervello de...

Citometria di flusso può essere utilizzato per misure di vitalità cellulare, dimensione cella relativo, contenuto di DNA e l&#39;espressione della proteina fluorescente in popolazioni di cellule vive. Dovuto alla replicazione del DNA nucleare durante la fase S, informazioni sul contenuto di DNA in una popolazione di cellule può essere utilizzato per inferire relative percentuali in diverse fasi del ciclo cellulare 1-3. Questo metodo è diventato una pietra miliare della analisi del ciclo cellulare in sistemi modello dal lievito ai mammiferi. Il moscerino della frutta Drosophila melanogaster è diventato un sistema ottimo modello per genetica nelle analisi in vivo di regolazione del ciclo cellulare. Gli ampi strumenti genetici disponibili in mosche permettono manipolazioni specifiche del tessuto elegante e temporalmente regolamentato di regolatori del ciclo cellulare con in fluorescente lignaggio a base di proteine ​​in vivo tracciamento 4-6. Citometria a flusso è stato utilizzato per studiare contenuto di DNA in un certo numero di tipi di cellule di Drosophila, compresi endoreplicating cellule e cellule mitotiche in coltura 7,8. Un importante passo avanti per gli studi del ciclo cellulare in vivo è stata fatta da de la Cruz e Edgar, con lo sviluppo di un protocollo per l&#39;analisi citofluorimetrica di diploidi Drosophila dischi immaginali vivo 9,10, un protocollo che è stato usato e adattato da molti laboratori. Questa tecnica, quando accoppiato con genetico in vivo lineage tracing via inducibile espressione della proteina fluorescente e l&#39;etichettatura specifica dei tessuti, permette di ottenere informazioni sugli effetti di manipolazione genica in tempo di raddoppiamento cellulare globale, la dimensione delle cellule e per determinare precisa tempistica delle fasi del ciclo cellulare in vivo 9 , 11. Tuttavia questo metodo si è finora fondata sull&#39;uso della cellula permeabile colorante Hoechst 33342 DNA ad intercalazione di macchiare e quantificare il DNA in cellule vive, che ha limitato agli utenti di fluire cytometers con un laser UV in grado di eccitare il colorante Hoechst. Questi si trovano generalmente solo in selezionatrici (cioè BD FACS Vantage, BD FACSAria) o costosi sistemi da banco multicolor (cioè BD LSR), di solito richiedono il supporto di strutture di base del flusso istituzionali. Abbiamo modificato il protocollo Hoechst-based per utilizzare un nuovo colorante DNA live-cell da Invitrogen, Vybrant DyeCycle Viola. Questa tintura è compatibile con una viola del laser 405 nm, più comune negli analizzatori da banco più piccoli e disponibili nel piccolo analizzatore da banco self-contained, l&#39;Acoustic Sintonizzatevi Concentrandosi Cytometer. Qui vi presentiamo un protocollo dettagliato per l&#39;analisi del ciclo cellulare che può essere accoppiato con tipo di cellula, dimensione cellulare, numero di cellulare e analisi lineage in una varietà di tessuti Drosophila durante le varie fasi di sviluppo utilizzando DyeCycle Violet e la Attune. Questo protocollo si espande il numero di cytometers adatti per tale analisi con i tessuti di Drosophila e fornisce esempi di come questo tipo di analisi del ciclo cellulare in diretta può essere modificato per i tipi di tessuto supplementari e fasi di sviluppo.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 <td>Comments (optional)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>12x75 mm Polystyrene Round-Bottom 5 ml Test Tube </td>
 <td>BD Falcon </td>
 <td>352058 </td>
 <td>5 ml tubes</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Acoustic Focusing Cytometer</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4445315</td>
 <td>Blue / Violet configuration</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Cytometer Software (version 1.2.5)</td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>Free </td>
 <td>PC only</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Attune Performance Tracking Beads (5 x 106 beads/ ml) </td>
 <td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td>
 <td>4449754 </td>
 <td>For daily performance test</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dumont #5 Inox forceps </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11251-20 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Embryo dishes 
 30 mm x 12mm </td>
 <td>Electron Microscopy Sciences</td>
 <td>70543-30 </td>
 <td>Glass dissection dishes </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Eppendorf Thermomixer</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>022670051 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypsin-EDTA Solution (10x)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>T4174 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vannas-T&uuml;bingen Spring Scissors </td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>15003-08 </td>
 <td>Straight 5mm Cutting Edge </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vybrant DyeCycle Violet Stain</td>
 <td>Life Technologies/ Invitrogen</td>
 <td>V35003 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Required reagents and instruments.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Live DNA Stain Solution (10 ml):
 1 ml 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2) 
 9 ml 10X Trypsin-EDTA (Sigma) 
 5 &mu;l Invitrogen Vybrant DyeCycle Violet (note that this is 0.25X the recommended concentration for mammalian cells. We find that higher concentrations are toxic to Drosophila cells.)
 10X Ca2+ Mg2+ free PBS (pH7.2): 1.37M NaCl, 27 mM KCl, 100mM Na2HPO4 (dibasic), 20mM KH2PO4 (monobasic) adjusted to pH 7.2
 </td>
</tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td>FSC</td>
 <td>SSC</td>
 <td>BL1</td>
 <td>VL1</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Threshold (x1000)</td>
 <td>100</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 <td>10</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Voltage (mV)</td>
 <td>2950</td>
 <td>4250</td>
 <td>1800</td>
 <td>1150</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>
Table 2. Threshold and voltage setting for the analysis in Figure 2.</td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

live cell cycle analysis of drosophila tissues using the attune acoustic focusing cytometer and vybrant dyecycle violet dna stain

Citometria di flusso è stato ampiamente utilizzato per ottenere informazioni sul contenuto di DNA in una popolazione di cellule, per inferire percentuali relative a diverse fasi del ciclo cellulare. Questa tecnica è stata estesa con successo ai tessuti mitotici dell&#39;organismo modello Drosophila melanogaster per studi genetici di regolazione del ciclo cellulare in vivo. Quando accoppiato con cellule di tipo espressione della proteina fluorescente specifico e manipolazioni genetiche, si possono ottenere informazioni dettagliate sui effetti sul numero di cellulare, la dimensione delle cellule e del ciclo cellulare graduale in vivo. Tuttavia questo metodo live-cell è basata sull&#39;uso della cellula permeabile colorante Hoechst 33342 DNA ad intercalazione, limitando gli utenti a citofluorimetri equipaggiati con un laser UV. Abbiamo modificato questo protocollo per usare un colorante più nuovo live-cell DNA, Vybrant DyeCycle viola, compatibile con i più comuni laser viola 405nm. Il protocollo qui presentata consente di analisi del ciclo cellulare efficiente accoppiato con cellatipo, dimensione relativa cella ed informazioni di numero cellulare, in una varietà di tessuti di Drosophila. Questo protocollo estende il ciclo cellulare tecnica utile per analisi Drosophila tessuti vivi ad un piccolo analizzatore da banco, la Attune Acoustic Focusing citometro, che può essere eseguito e mantenuto su scala di laboratorio singolo.

La Figura 2 mostra i risultati rappresentativi per un campione ala larvale, esprimendo GFP nella metà posteriore del tessuto, utilizzando il modello fornito GFP. Risultati simili si ottengono con lo stesso tipo di tessuto e pattern di espressione per RFP utilizzando il modello fornito RFP (Figura 3A). I modelli e le tensioni previste (Tabella 2) sono adatti per l&#39;analisi di occhi larvali (Figura 3B), cervello e le ali, così come gli occhi pupa, cervelli (F...

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Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Un protocollo per l&#39;analisi del ciclo cellulare di vivere<em&gt; Drosophila</em&gt; Tessuti utilizzando l&#39;Sintonizzatevi Acoustic Concentrandosi Cytometer è descritto. Questo protocollo fornisce contemporaneamente informazioni sulla dimensione di cella relativo, numero di cellulare, il contenuto di DNA e di tipo cellulare tramite lineage tracing o l&#39;espressione tessuto-specifica di proteine ​​fluorescenti<em&gt; In vivo</em&gt;.

Analisi del ciclo cellulare dal vivo di<em&gt; Drosophila</em&gt; I tessuti utilizzando l&#39;Sintonizzatevi Acoustic Concentrandosi Cytometer e Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

13.5K Views.  University of Michigan. Un protocollo per l'analisi del ciclo cellulare di vivere Drosophila Tessuti utilizzando l'Sintonizzatevi Acoustic Concentrandosi Cytometer è descritto. Questo protocollo fornisce contemporaneamente informazioni sulla dimensione di cella relativo, numero di cellulare, il contenuto di DNA e di tipo cellulare tramite lineage tracing o l'espressione tessuto-specifica di proteine ​​fluorescenti In vivo.

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Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Vivere Imaging della migrazione cellule gliali nella Eye Disco Drosophila immaginale

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Ricerca

Biologia

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as tissue morphogenesis, cell-cell adhesion, or cell death. Drosophila embryos expressing GFP are readily imaged using either stereoscopic or confocal microscopy. A goal of any live-imaging protocol is to minimize detrimental effects such as dehydration and hypoxia. Previous protocols for preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis have involved placing dechorionated embryos in halocarbon oil and sandwiching them between a halocarbon gas-permeable membrane and a coverslip1-3. The introduction of compression through mounting embryos in this manner represents an undesirable complication for any biomechanical-based analysis of morphogenesis. Our method, which we call the hanging drop protocol, results in excellent viability of embryos during live imaging and does not require that embryos be compressed. Briefly, the hanging drop protocol involves the placement of embryos in a drop of halocarbon oil that is suspended from a coverslip, which is, in turn, fixed in position over a humid chamber. In addition to providing gas exchange and preventing dehydration, this arrangement takes advantage of the buoyancy of embryos in halocarbon oil to prevent them from drifting out of position during timelapse acquisition. This video describes in detail how to collect and prepare Drosophila embryos for live imaging using the hanging drop protocol. This protocol is suitable for imaging dechorionated embryos using stereomicroscopy or any upright compound fluorescence microscope.

The Preparation of Drosophila Embryos for Live-Imaging Using the Hanging Drop Protocol

A simple, inexpensive, and effective method of preparing Drosophila embryos for live-imaging analysis is presented. Our protocol provides humidity and gas exchange and does not compress the Drosophila embryo. This method is suitable for GFP-based live imaging of Drosophila embryos using a stereomicroscope or upright compound microscope.

La preparazione di Drosophila Gli embrioni per Live-Imaging Utilizzando il protocollo goccia

Green fluorescent protein (GFP)-based timelapse live-imaging is a powerful technique for studying the genetic regulation of dynamic processes such as ...

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

Immagini dal vivo di Drosophila melanogaster Migrazioni Hemocyte embrionali

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

Analisi della posizione ciclo cellulare nelle cellule di mammifero

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

Assessment of GFP Expression and Viability Using the Tali Image-Based Cytometer

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide different information. Flow cytometry gives quantitative multi-parametric information about physical characteristics and staining or expression, but doesn't allow for visualization. Stand-alone fluorescence microscopy provides visual data, but doesn't allow for straightforward quantitative measurements1.
Image-based cytometry bridges the gap between these two methods, enabling the quick visualization and simultaneous quantitative analysis of thousands of cells in heterogeneous populations2. Here, we present a method for performing cell viability and green fluorescent protein (GFP) expression assays using the Tali Image-Based Cytometer3. The Tali instrument is a 3-channel (bright field, green fluorescence, red fluorescence) benchtop assay platform that offers several advantages over flow cytometry and fluorescence microscopy. The Tali cytometer is less expensive, takes up less bench space, requires less maintenance, and the work flow has been simplified so that the operation and analysis is much simpler and quicker. The Tali cytometer is capable of performing a range of suspension cell-based assays, including GFP and red fluorescent protein (RFP) expression, apoptosis4-6 and cell viability analysis with propidium iodide (PI)7-11.
Here, we demonstrate the use of the Tali instrument in performing a cell viability assay in cells expressing GFP. GFP-transduced cells are stained using the Tali Viability Kit - Dead Cell Red. The cells are then pipetted into a Tali Cellular Analysis Slide and loaded into the cytometer. Bright field, red fluorescence and green fluorescence images are captured and analyzed using assay specific algorithms. Histograms are then generated to display cell size, PI fluorescence intensity, and GFP fluorescence intensity. These parameters can then be thresholded to home in on a specific cell population.
A side-by side comparison of the Tali Image-Based Cytometer and traditional flow cytometry demonstrates that the two methods provide comparable data regarding cell viability and protein expression. However, the Tali instrument provides additional visual information about the cell population that cannot be obtained using a flow cytometer.

This protocol describes how to perform cell viability and fluorescence expression assays using the Tali Image-Based Cytometer.

Valutazione di espressione GFP e sostenibilità Utilizzando la Image-Based Tali Citometro

Single-cell and population information are commonly obtained either by flow cytometry or fluorescence microscopy. However, these two methods provide ...

Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification

A rapid means of assessing reproductive status in rodents is useful not only in the study of reproductive dysfunction but is also required for the production of new mouse models of disease and investigations into the hormonal regulation of tissue degeneration (or regeneration) following pathological challenge. The murine reproductive (or estrous) cycle is divided into 4 stages: proestrus, estrus, metestrus, and diestrus. Defined fluctuations in circulating levels of the ovarian steroids 17-&beta;-estradiol and progesterone, the gonadotropins luteinizing and follicle stimulating hormones, and the luteotropic hormone prolactin signal transition through these reproductive stages. Changes in cell typology within the murine vaginal canal reflect these underlying endocrine events. Daily assessment of the relative ratio of nucleated epithelial cells, cornified squamous epithelial cells, and leukocytes present in vaginal smears can be used to identify murine estrous stages. The degree of invasiveness, however, employed in collecting these samples can alter reproductive status and elicit an inflammatory response that can confound cytological assessment of smears. Here, we describe a simple, non-invasive protocol that can be used to determine the stage of the estrous cycle of a female mouse without altering her reproductive cycle. We detail how to differentiate between the four stages of the estrous cycle by collection and analysis of predominant cell typology in vaginal smears and we show how these changes can be interpreted with respect to endocrine status.

Here, we describe how to identify the stage of the murine reproductive (proestrus, estrus, metestrus, or diestrus) by simple, non-invasive collection and cytological assessment of vaginal smear samples. We further describe how vaginal cytology reflects circulating hormonal levels underlying transition through the murine reproductive cycle.

Esecuzione Lavage vaginale, di colorazione viola di cristallo, e la valutazione citologica vaginale per l&#39;identificazione ciclo estrale Staging mouse

A rapid means of assessing reproductive status in rodents is useful not only in the study of reproductive dysfunction but is also required for the ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogenesi

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Drosophila eye is widely used as a model for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic recombination technique, elegant genetic screens based on clonal analysis have led to the identification of signaling pathways involved in eye development and photoreceptor (PR) differentiation at larval stages. We describe here the Tomato/GFP-FLP/FRT method, which can be used for rapid clonal analysis in the eye of living adult Drosophila. Fluorescent photoreceptor cells are imaged with the cornea neutralization technique, on retinas with mosaic clones generated by flipase-mediated recombination. This method has several major advantages over classical histological sectioning of the retina: it can be used for high-throughput screening and has proved an effective method for identifying the factors regulating PR survival and function. It can be used for kinetic analyses of PR degeneration in the same living animal over several weeks, to demonstrate the requirement for specific genes for PR survival or function in the adult fly. This method is also useful for addressing cell autonomy issues in developmental mutants, such as those in which the establishment of planar cell polarity is affected.

The Tomato/GFP-FLP/FRT Method for Live Imaging of Mosaic Adult Drosophila Photoreceptor Cells

The Tomato/GFP-FLP/FRT method involves visualizing mosaic photoreceptor cells in living Drosophila. It can be used to follow individual photoreceptor cell fates in the retina for days or weeks. This method is ideal for studies of retinal degeneration and neurodegenerative diseases or photoreceptor cell development.

Il pomodoro / GFP-FLP / FRT Metodo per Live Imaging del Mosaico adulti<em&gt; Drosophila</em&gt; cellule fotorecettrici

The Drosophila eye is widely used as a model  for studies of development and neuronal degeneration. With the powerful mitotic  recombination technique, ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

L&#39;analisi citologica della spermatogenesi: Preparati Live e fisse di<em&gt; Drosophila</em&gt; Testicoli

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

Reduced-gravity Environment Hardware Demonstrations of a Prototype Miniaturized Flow Cytometer and Companion Microfluidic Mixing Technology

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If humans are to travel beyond low Earth orbit, a transition towards space-ready, point-of-care (POC) testing is required. Such testing needs to be comprehensive, easy to perform in a reduced-gravity environment, and unaffected by the stresses of launch and spaceflight. Countless POC devices have been developed to mimic laboratory scale counterparts, but most have narrow applications and few have demonstrable use in an in-flight, reduced-gravity environment. In fact, demonstrations of biomedical diagnostics in reduced gravity are limited altogether, making component choice and certain logistical challenges difficult to approach when seeking to test new technology. To help fill the void, we are presenting a modular method for the construction and operation of a prototype blood diagnostic device and its associated parabolic flight test rig that meet the standards for flight-testing onboard a parabolic flight, reduced-gravity aircraft. The method first focuses on rig assembly for in-flight, reduced-gravity testing of a flow cytometer and a companion microfluidic mixing chip. Components are adaptable to other designs and some custom components, such as a microvolume sample loader and the micromixer may be of particular interest. The method then shifts focus to flight preparation, by offering guidelines and suggestions to prepare for a successful flight test with regard to user training, development of a standard operating procedure (SOP), and other issues. Finally, in-flight experimental procedures specific to our demonstrations are described.

Spaceflight blood diagnostics need innovation. Few demonstrations have been published illustrating in-flight, reduced-gravity health diagnostic technology. Here we present a method for construction and operation of a parabolic flight test rig for a prototype point-of-care flow-cytometry design, with components and preparation strategies adaptable to other setups.

Ridotto gravità ambiente hardware Dimostrazioni di un prototipo miniaturizzato Citofluorimetro e Companion Microfluidic tecnologia di miscelazione

Until recently, astronaut blood samples were collected in-flight, transported to earth on the Space Shuttle, and analyzed in terrestrial laboratories. If ...