Questo lavoro è stato sostenuto dal National Science Foundation, (codice di autorizzazione IOS-0.842.701 a CAC) e il National Institute of Health (R00MH080599 a DA, R21 NS062313 a NC, e NS069844 a CAC). Vorremmo riconoscere James Schutt, Emily Han, e Leni Truong per il supporto tecnico e il Bloomington Stock Center per linee di volo. Tutte le chips sono state realizzate presso l&#39;impianto di Lurie Nanofabrication presso l&#39;Università del Michigan.

1. Rendere il PDMS Chip Per fare un chip PDMS dallo stampo SU-8, seguire i passaggi 1,1-1,7. Se il chip è a portata di mano, ma deve assemblato per l&#39;uso, passare al punto 1.8. <ol><li> Mescolare 45 g di base di PDMS e 4.5 g di induritore (10:01 ratio) da un kit PDMS in un piccolo contenitore di plastica usa e getta e mescolare accuratamente con un bastoncino di plastica. </li><li> Mettere il recipiente in un contenitore vuoto (ad esempio un essiccatore) per 10 minuti per rimuovere eventuali bolle. </li><li> Collocare lo stampo SU-8 in fondo a 150 mm di diametro e piatto di plastica versare lentamente il composto PDMS sullo stampo. Fare attenzione a non generare bolle mentre versando il PDMS. </li><li> Curare le PDMS in un forno (o incubatore) a 650 ° C per 4 ore. </li><li> Togliere lo stampo PDMS/SU-8 curata dal forno e lasciate raffreddare per qualche minuto. </li><li> Utilizzando una lama di rasoio, tagliare il PDMS vulcanizzati lungo il bordo della stampo SU-8 e staccarla dalla SU-8 stampo. </li><li> Dividere la lastra PDMSin singoli chip PDMS usando una lama di rasoio. </li><li> Utilizzando un ago di erogazione 21 G, fare un buco nella porta di aspirazione (illustrato nella Figura 1A) del chip PDMS. </li><li> Prendete una erogazione ago 23 G e ruotare la punta dell&#39;ago dalla sua base un paio di volte per rompere l&#39;ago punta fuori dal mozzo serratura. </li><li> Inserire la punta dell&#39;ago 23 G in un piccolo pezzo di tubo di polietilene in modo che il tubo copra almeno un millimetro dell&#39;ago. Quindi utilizzare una lama di rasoio per tagliare il tubo in eccesso lontano dall&#39;ago. Questo crea un anello di plastica intorno un&#39;estremità dell&#39;ago, che creerà una guarnizione quando inserito nella porta di aspirazione sotto vuoto. </li><li> Per l&#39;uso con un microscopio invertito (Figure 1B e 2A-B): inserire la punta dell&#39;ago 23 G nel foro della porta di aspirazione. Per l&#39;uso con un microscopio verticale (Figure 1C e 2C-D): colpire un secondo foro sul lato del chip PDMS con Vernice 21 Gnsing ago; questo foro fornirà accesso al primo foro dal lato. Quindi inserire la punta dell&#39;ago 23 G con l&#39;anello tubo nel foro laterale. Posizionare un pezzo di nastro biadesivo sopra la parte superiore del chip PDMS per sigillare il foro superiore (Figura 1C). </li><li> Prendete un pezzo di tubo in polietilene che è di circa 20 cm di lunghezza. Collegare un lato del tubo alla punta dell&#39;ago che viene inserito nella porta vuoto. </li><li> Collegare l&#39;altra estremità del tubo ad una delle porte di una valvola a 3 vie (vedi &#39;3 vie rubinetto &#39;nell&#39;elenco dei materiali) </li><li> Attaccare una siringa da 20 ml in una delle due porte rimanenti. L&#39;ultima porta è aperta per l&#39;ambiente. </li></ol> 2. Utilizzando la Larva Chip per Live Imaging <ol><li> Pulire il chip PDMS con nastro adesivo trasparente. Fissare un pezzo di nastro sul fondo del chip. Assicurarsi che il nastro sia a contatto con l&#39;intera superficie PDMS, e poi staccare il nastro. </li><li> Ripetere il passaggio precedente 2-3x per assicurarsi che nonsono particelle o olio (trattenuti dagli esperimenti precedenti) sulla superficie del chip PDMS. Poiché il chip PDMS è riutilizzabile, è molto importante rimuovere residui di olio in quanto può influenzare l&#39;adesione di PDMS al vetro e provocare tenuta insufficiente. </li><li> Trasferimento precoce (cioè di foraggiamento) 3 ° larve instar di una piastra di Petri contenente acqua. (Il foraggiamento 3 ° fase instar larve sono nel cibo, piuttosto che il lato del flaconcino cultura). Bagnare le larve in acqua per rimuovere terreno di coltura. </li><li> Prendete un bicchiere coprioggetto pulito e mettere una piccola goccia di Halocarbon 700 olio al suo centro. </li><li> Utilizzando pinze, delicatamente prendere un pulito, precoce messa in scena 3 ° instar larva dall&#39;acqua (la larva deve essere ~ 3,5-4 mm di lunghezza). Posizionare l&#39;animale brevemente un leggero pulire o tovagliolo di carta per rimuovere l&#39;acqua in eccesso e poi metterlo sulla goccia di petrolio. La goccia deve essere abbastanza piccolo tale che la trachea delle larve non sono rivestite. Lasciate che la sta larvay sulla goccia di olio per 10 sec. </li><li> Rimuovere la larva dalla goccia di olio e poi metterlo su un vetro coprioggetto pulito. </li><li> Trasferire la larva di un altro bicchiere coprioggetto pulito. Questo passaggio rimuove l&#39;olio in eccesso. </li><li> Prestare attenzione all&#39;orientamento larva. Per l&#39;imaging i nervi del midollo e segmentale neurali, il lato ventrale della larva dovrebbe sedersi sul vetrino. Il suo lato dorsale, caratterizzato da due tubi tracheali longitudinali, deve essere rivolto verso l&#39;alto. Nota: questo è l&#39;orientamento della larva preferisce naturalmente. </li><li> Posizionare delicatamente il chip PDMS sulla parte superiore della larva. La larva deve essere allineato al centro centro della microcamera, con la coda rivolta verso la porta di aspirazione. Fare attenzione che la larva non toccare i bordi della camera. Ciò è particolarmente importante per i terminali anteriori e posteriori tracheali. Nota: questo passaggio è meglio farlo sotto uno stereomicroscopio. </li><li> Spingere il circuito integrato PDMS contro il vetrino di vetro per ottenere una buona tenuta. Assicurarsi che la larva è interamentedelimitata dalla microcamera quando il chip PDMS è a contatto con il vetrino di vetro. </li><li> Commutare la valvola a 3 vie in modo che la siringa possa aspirare aria dalla microcamera PDMS (attraverso il tubo) per creare un vuoto. </li><li> Con una mano, tenere saldamente il vetrino chip di PDMS / vetro. Con l&#39;altra mano per tirare lo stantuffo della siringa. Prelevare 2-2,5 ml di aria, fino a sentire resistenza nel manico siringa, per creare il vuoto. Il vuoto produce una tenuta ottimale tra il chip PDMS, olio, e le interfacce coprioggetto e limita la mobilità della larva. </li><li> Commutare la valvola fuori tale che il chip di PDMS è isolato dalla siringa e dal contesto. Come risultato, un livello di vuoto relativamente stabile è mantenuta nella microcamera senza la necessità di tenere lo stantuffo della siringa. </li><li> Controllare la larva sotto lo stereoscopio per assicurarsi che l&#39;intero corpo animale viene posto all&#39;interno della microcamera, e che l&#39;animale è immobile. La trachea deve essere visibile. Il resto delChip PDMS dovrebbe essere in contatto con il coprioggetto. Nota: vedere le figure 2E e 2F esempi di animali immobilizzati correttamente nel chip. Alcuni orientamenti corretti sono riportati nelle figure 2G e 2H. </li><li> Posizionare il chip larva (chip di PDMS + vetrino di vetro) sul microscopio. Il chip larva, il tubo e la siringa deve essere maneggiato con cura per evitare il distacco del chip PDMS dal vetrino. Per un microscopio verticale, fissare il lato &#39;top&#39; del chip al palco microscopio con nastro biadesivo (Figura 1C). </li><li> Utilizzare un obiettivo ad alto ingrandimento (ad immersione in olio, 40-63X è raccomandato) per localizzare la struttura dell&#39;animale (s) di interesse ed eseguire imaging. In alcuni casi, un ingrandimento inferiore può essere necessarie per identificare la regione desiderata per l&#39;imaging prima di passare a maggiore ingrandimento. </li><li> Quando l&#39;imaging è completato, rilasciare il vuoto commutando la valvola nella posizioneche è aperta per l&#39;ambiente. </li><li> Staccare il chip PDMS dal vetrino. La larva deve essere immediatamente mobili. </li><li> Usare pinze per rimuovere la larva dalla microcamera e posizionare con cura la larva su una piastra di agar succo d&#39;uva per il recupero. </li></ol> 3. Indurre una lesione del nervo Crush di nervi larvale Segmentari <ol><li> Seguire passo 2.3 per isolare presto messo in scena 3 ° instar larve del genotipo desiderato. Come descritto al punto 2.3 bagnano le larve in acqua per rimuovere il cibo. </li><li> Utilizzare una stazione di anestesia norma fly di CO 2, con emissioni di CO 2 pad tenuto sotto uno stereomicroscopio dissezione, per sottomettere le larve. Le larve dovrebbe diventare immotile dopo il posizionamento di CO 2 pad per 1-2 min. </li><li> Ora posizionare un singolo larva anestetizzato su una piastra di agar succo d&#39;uva con lo stereomicroscopio. Girare il lato ventrale degli animali fino a visualizzare il cordone nervoso ventrale e segmentaria nervi attraverso la cuticola ( <strong&gt; Figura 3). Assicurarsi che la larva è completamente immotile. </li><li> Utilizzando Dumostar numero 5 pinze, pizzicare i nervi segmentali strettamente attraverso la cuticola per 5-10 sec. Quando questo è fatto correttamente, la cuticola rimane intatta e la parete del corpo non è forata. Nota: La lesione può essere condotta in diverse posizioni lungo l&#39;asse del corpo anteriore-posteriore, purché il cavo ventrale nervo, ghiandole salivari, intestino e non sono danneggiati. La posizione lesioni più efficace è verso la fine del segmento addominale 3a, come illustrato in Figura 3D. Infortunio in questa posizione danneggia la maggior parte dei nervi ed è il più facile da riprodurre senza uccidere l&#39;animale. </li><li> Dopo la lesione, ruotare l&#39;animale in modo che il suo lato ventrale sulla piastra uva. Dovrebbe essere in grado di muovere la testa e mangiare. Se l&#39;infortunio ha avuto successo, allora la parte posteriore della larva sarà paralizzato. </li><li> Mantenere gli animali feriti sulla piastra di agar succo d&#39;uva a 25 &amp;# 176, C per il tempo desiderato in base all&#39;obiettivo sperimentale. Per motoneuroni, il moncone prossimale comincia a germogliare entro 8-10 ore di lesioni 14, e il moncone distale inizia a degenerare entro 6-8 ore 15. Per la classe IV DA neuroni sensoriali, il moncone prossimale comincia a germogliare all&#39;interno di 4-6 ore, e l&#39;inizio moncone distale a degenerare entro 3-4 ore dopo l&#39;infortunio. Nota: con opportuni driver GAL4 e giornalisti fluorescenti, la germinazione e la degenerazione possono essere osservati nel chip larva (per esempio, vedere la Figura 6). </li></ol>

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Gli autori dichiarano interessi finanziari concorrenti.

Fare o di ottenere il chip larva: Il chip larva consiste in un blocco PDMS (la cosiddetta &#39;chip di PDMS&#39;) associato a un vetrino coprioggetto. Il protocollo al punto 1 descrive la procedura per effettuare e utilizzando chips larva, ipotizzando uno stampo SU-8 è disponibile. Lo stampo SU-8 è microfabbricati da fotolitograficamente patterning una spessa SU-8 strato fotosensibile 140 micron su un wafer di silicio (per i dettagli vedi Ghannad-Rezaie et al. 12). Come la microfabbricazione dello stampo SU-8 richiede l&#39;accesso ad attrezzature specializzate, si consiglia di ordinare da un impianto di microfabbricazione (ad es. L&#39;impianto LNF presso l&#39;Università del Michigan 14), o da una fonderia inviando loro la progettazione di chip che viene fornito come file supplementare. Se si vuole modificare la struttura del chip PDMS (ad esempio per l&#39;uso con larve di diverse dimensioni), con un programma CAD che gestisce i file DXF (es. Autocad) può essere utilizzato. Un SU-8 stampo può anche essere fatta in casa seguendo le istruzioni in Mondal et al. 27 Molti lettori potrebbero trovare conveniente di ottenere semplicemente un chip PDMS di esempio per provare la tecnica prima di fabbricare le proprie chips. Questo sarà reso liberamente disponibile su richiesta. L&#39;uso della microfluidica &#39;di chip larva&#39; per l&#39;imaging dal vivo: Il metodo di immobilizzazione nel chip larva evita l&#39;uso di anestetici, e invece coinvolge pressione, tramite l&#39;applicazione di un vuoto, per limitare i movimenti dell&#39;animale. Mentre gli animali possono sopravvivere immobilizzazione nel chip per più ore 12, un periodo di immobilizzazione più breve (5-15 min) è raccomandato. Questo è il tempo sufficiente per l&#39;imaging molti eventi cellulari di interesse, inclusi i cambiamenti nel calcio intracellulare, o trasporto assonale veloce. Questo è anche il tempo sufficiente per manipolazioni desiderati in animali vivi, come ad esempio a base di laser microchirurgia, photobleaching, e photoconverSion. Per studiare gli eventi longitudinalmente su un periodo di tempo più lungo in un singolo animale, gli animali possono essere inseriti nel chip e ripreso più volte, separati da periodi di riposo. Piastre di agar succo d&#39;uva sono ideali per il riposo tra le sessioni di imaging, in quanto forniscono una fonte di cibo semplice e umidità. Sessioni di imaging più influenzano la sopravvivenza delle larve a un certo punto, dal momento che ogni sessione comporta un certo rischio di danneggiare l&#39;animale (vedi parte 2 nella risoluzione dei problemi, qui di seguito). Gli animali possono essere ordinariamente ripreso&gt; 5 volte nel corso di due giorni con un tasso di sopravvivenza superiore al 50%. Poiché gli animali non sono anestetizzati, sono sani e mobili subito dopo il rilascio del vuoto nel chip. Non vi è quindi alcun bisogno di tempo di recupero tra le sessioni di imaging, così la spaziatura tempo tra le sessioni è flessibile e può essere regolato agli obiettivi dell&#39;esperimento. Risoluzione dei problemi: La tecnica più comune èfa causa con il circuito integrato larva e soluzioni consigliate sono le seguenti: (1) L&#39;animale si muove troppo. Troppo mobilità può interferire con gli obiettivi di imaging. I motivi più comuni per questo nel chip larva sono a) l&#39;animale è troppo piccolo per il chip, o b) la pressione di vuoto applicata durante la fase di immobilizzazione è compromessa. Il chip larva descritto in questo protocollo è stato progettato per l&#39;inizio graduale 3 ° instar larve. La dimensione ottimale per l&#39;animale è 3,5-4 mm di lunghezza (lungo l&#39;asse antero-posteriore). Per garantire che il livello di vuoto è sufficiente tirare la siringa 2-2,5 ml, o fino a sentire resistenza nel manico. Una indicazione che il vuoto sta lavorando è che piccole bolle nel canale perimetrale possono essere viste muoversi lentamente verso la sorgente di vuoto. Un&#39;altra indicazione è che il coprioggetto dovrebbe sempre viaggiare con il chip quando il chip viene sollevato dalla parte superiore (e questo è il metodo consigliato per trasportare la camerauna volta che le larve è posizionato e il vuoto è on). Il vuoto può essere compromessa se ci sono crepe nella tubazione, o in presenza di olio nel tubo. Questo può essere facilmente affrontata sostituendo il 23 G erogazione punta dell&#39;ago e tubo di polietilene-50 (da passaggi 1,6-1,14). (2) L&#39;animale muore dopo l&#39;imaging nel chip. La procedura è destinata a causare il minimo stress sulla animali, e gli animali di tipo selvatico genotipo hanno un tasso di sopravvivenza&gt; 90%, anche dopo un&#39;ora di immobilizzazione sul chip 12. Dal momento che alcuni genotipi possono essere meno resistenti allo stress del chip, prima verificare che tipo di animali selvatici (ad esempio, Cantone S) sopravvivono la tecnica di immobilizzazione. a) La causa più comune di letalità è corretto posizionamento della larva (vedi figure 2G-H). Se parti della cuticola, testa o trachea non sono del tutto all&#39;interno della camera, allora possono diventare danneggiati durante l&#39;immobilizzazione, e unlarva che è troppo grande per il chip (&gt; 4 mm) è meno probabilità di sopravvivere. b) Una causa meno comune per letalità è l&#39;uso di una pressione eccessiva o quando si carica il chip vuoto. Se correttamente posizionato nel chip, la pressione generata dal vuoto è ben tollerato. Tuttavia pressione eccessiva, sia dal vuoto o nella fase iniziale di posizionamento del animale può essere un problema. E &#39;meglio conoscere il grado di pressione necessaria empiricamente da prove di tipo selvaggio larve di dimensioni corrette. c) Se troppo olio Halocarbon copre trachea dell&#39;animale l&#39;animale può potenzialmente avere problemi con sopravvivenza a lungo termine. L&#39;olio svolge diversi ruoli importanti nel chip: è importante per la creazione del vuoto, l&#39;ottica durante l&#39;imaging, e contrasta essiccazione nel chip. Olio Tuttavia eccessivo dovrebbe essere evitato. (Questo può anche portare a olio nel tubo e siringa, compromettendo il vuoto). I cappotti protocollo proposti solo il lato ventrale della larva con l&#39;olio, poi removes olio in eccesso dal posizionamento della larva su un vetrino pulito prima del trasferimento al vetrino finale per l&#39;imaging. d) fototossicità può essere vissuta dalla sessione di imaging. Come con qualsiasi applicazione di imaging dal vivo, è ideale da utilizzare tempi di esposizione brevi con una bassa intensità di luce laser, che è meglio realizzato utilizzando una macchina fotografica ad alta sensibilità o rivelatore. Cercare di minimizzare l&#39;illuminazione con luce UV, inclusa la luce ad ampio spettro creato da sorgenti luminose Hg. Altre questioni e le direzioni future: Poiché questo metodo non utilizza anestetici, il cuore dell&#39;animale continua a battere. Questo crea una certa mobilità inevitabile, che colpisce l&#39;imaging in alcuni luoghi più di altri. Gli esempi qui dimostrano che il cordone ventrale dei nervi, i nervi segmentali, e la parete del corpo possono essere prontamente ripreso senza interferenze da parte battito cardiaco. Nei casi in cui il battito cardiaco colpisce di imaging, i movimenti regolari possono a volte essere corretti conin software di analisi (ad esempio, lo stabilizzatore plug per ImageJ). Questo funziona bene quando i singoli oggetti si muovono su una scala temporale veloce (per esempio ~ 1 micron / sec per il trasporto assonale veloce) o su una scala temporale molto lento (minuti o ore). Tuttavia, quando l&#39;oggetto (s) di interesse movimento con una gamma di velocità e direzioni, può essere più difficile da correggere i movimenti battito cardiaco indotto. Un altro problema è lieve variabilità in ottica da animale ad animale, o tra più sessioni di imaging dello stesso animale nel chip. Il più profondo l&#39;oggetto di interesse è dentro l&#39;animale, tanto maggiore sarà questa variazione. Nervi segmentale e il cordone nervoso ventrale sono normalmente troppo in profondità all&#39;interno quindi animale per essere ripreso su un microscopio normale. Tuttavia la pressione lieve sperimentato nel chip larva spinge queste strutture molto vicino alla cuticola e vetrino. La distanza esatta di queste strutture dal vetrino avrà piccole variazioni di trIAL a giudizio. La variazione per oggetti chiudere la cuticola, come i corpi cellulari dei neuroni sensoriali, è inferiore. È quindi importante, particolarmente per eseguire misurazioni di intensità, di utilizzare un gran numero di animali e prove indipendenti per conto della variabilità in ottica. Mentre gli esempi mostrati qui sono concentrati sui processi all&#39;interno dei neuroni, l&#39;approccio dovrebbe essere suscettibili di imaging di qualsiasi struttura in animale che può essere proposto entro la profondità di messa a fuoco dell&#39;obiettivo del microscopio. Ciò include la cuticola, muscoli della parete del corpo, e le loro NMJs. Trachea sul lato ventrale dell&#39;animale e potenzialmente parti del tubo digerente potrebbe anche essere ripreso. L&#39;animale può anche essere posizionato con il lato dorsale verso il coprioggetto per l&#39;imaging breve termine delle strutture in prossimità della superficie dorsale. La capacità di strutture dell&#39;immagine profondità dentro l&#39;animale è limitata dalla distanza di lavoro dell&#39;obiettivo microscopio utilizzato. Strutture come imI dischi aginal sono inaccessibili al più alto ingrandimento (ad esempio 40X) obiettivi. I chip larva descritti in questo protocollo sono progettati per le larve nei primi anni del 3 ° stadio instar (che variano nel formato 3,5-4 mm). Tuttavia molte domande interessanti richiedono l&#39;imaging a diversi stadi larvali. Chip più piccoli per ospitare 2 ° instar larve, o chip più grandi per ospitare stadi tardivi 3 ° possono essere facilmente progettati utilizzando lo stesso principio. (Figura complementare 1 contiene un file DXF facilmente modificabile per fare stampi in silicone con dimensioni delle camere alterati). Il semplice principio della tenuta reversibile potrebbe essere applicato anche ad altri microrganismi come C. elegans o zebrafish, con la variante principale è la dimensione della camera. Una direzione futura utile è quello di progettare un chip che può immobilizzare molti animali contemporaneamente, da utilizzare per scopi di screening. Tuttavia, per questo, il progetto avrebbe bisogno di essere significativamente diversadal dispositivo corrente, dove i problemi di posizionamento dell&#39;animale nel chip deve essere trattata per ogni animale in modo indipendente. La calca test nervo per studiare le risposte di pregiudizio nei nervi periferici larvali: Il test schiacciamento del nervo descritto qui per i nervi segmentale larvale è un metodo semplice per introdurre una lesione assoni periferici in Drosophila. I vantaggi di questo metodo sono: a) è semplice da condurre con gli strumenti standard che si trovano in un laboratorio di Drosophila (a CO 2 di origine e pinze stereomicroscopio), b) può essere condotta rapidamente per molti animali, rendendo l&#39;analisi biochimica dei cordoni nervosi dopo l&#39;infortunio fattibile 14; c) le risposte molecolari e cellulari a questa lesione sono altamente riproducibili 14,15,28 e possono essere usati per scoprire i processi che sono anche importanti in neuroni vertebrati 29,30. Metodi alternativi per ferire i neuroni è quello di focusa laser ad alta potenza, per esempio, un pulsato UV o laser a femtosecondi, di recidere un assone via laser microchirurgia 17,31-33. Il chip larva è un metodo ideale per posizionare l&#39;animale per tale microchirurgia. Tuttavia, a causa delle piccole differenze ottiche tra le prove, discusse sopra, il metodo basato sul laser può essere più difficile da riprodurre in larve, soprattutto nei nervi larvali segmentale. Inoltre, sulla base laser danno assonale richiede più tempo per posizionare ciascun animale, quindi è più difficile condurre su larga scala (con un grande numero di animali). Risoluzione dei problemi: Il problema tecnico più comunemente incontrati dalla schiacciamento del nervo è la morte da danni agli organi interni. Nel condurre la calca, è importante non schiacciare il cavo ventrale del nervo, ghiandole salivari, o l&#39;intestino. E &#39;anche importante non forare la cuticola. Questi problemi sono meglio evitare portando la pinza ad un angolo di 45 ° rispetto al tensioattivo cuticolae (vedi Figura 3). La qualità della pinza ha un grande impatto sulla efficacia della compressione e sopravvivenza dopo. Consigliamo numero Dumostar 5 pinze. Per mantenere la loro nitidezza, le pinze devono essere maneggiati con cura, non utilizzati per altri scopi, e sostituiti una volta che diventano smussato o piegato. La dimensione dell&#39;animale può anche influenzare l&#39;efficacia della cotta. Piccoli animali (meno di 3 millimetri di lunghezza) sono molto meno probabilità di sopravvivere il pregiudizio. Con grandi animali, (vagando 3 stadi rd), è più difficile individuare i nervi ed evitare danni alle grandi ghiandole salivari e intestino, e c&#39;è meno tempo per studiare le risposte del pregiudizio prima impupamento. Il schiacciamento del nervo è più efficace condotta nei primi mesi del 3 ° instar larve (che sono ~ 3-4,5 mm di lunghezza lungo l&#39;asse antero-posteriore). La fonte di cibo che l&#39;animale è sollevata sopra può influenzare laforza della cuticola e sopravvivenza dopo la calca. Si consiglia di allevare animali negli alimenti ottenuti da una ricetta standard lievito glucosio. Il metodo migliore per imparare a fare la calca in modo efficace è quello di praticare in molti animali, in primo luogo con l&#39;obiettivo primario di raggiungere la sopravvivenza (e non impupamento) 24 ore dopo la calca. I principianti normalmente hanno un basso tasso di sopravvivenza (ad esempio 10%), ma una volta che la tecnica è appreso, i tassi di sopravvivenza può raggiungere ~ 90%. Altre questioni e le direzioni future: Il saggio cotta fornisce un potente metodo per studiare la germinazione di assoni prossimale al sito di lesione e la degenerazione degli assoni e sinapsi distali al sito di lesione. Benché la percentuale di degenerazione variano tra i diversi tipi di neuroni, sono altamente riproducibili in un determinato tipo neurone, fornendo testimonianza della riproducibilità del dosaggio pregiudizio. Al contrario, la &#39;rigenerativa&#39; germinazionerisposta osservata negli assoni prossimali è più impegnativo di studio. Tutti gli assoni del nervo segmentale avviare vasta germinazione vicino al sito della lesione (per esempio, vedi Figura 6 e Figura 3). Tuttavia, l&#39;entità di germinazione può variare da neurone a neurone, ed è difficile da quantificare. Una misura analoga e la variabilità in germinazione possono essere osservati dopo lesioni più focali dei singoli motoneuroni nei nervi segmentale introdotti utilizzando un UV impulsi laser a colorante. Interpretiamo che la direzionalità nondiscriminate della germinazione è dovuta alla mancanza di spunti di orientamento nei nervi segmentali. Al contrario, gli assoni dei neuroni sensoriali ferite da laser vicino ai loro corpi cellulari subiscono nuova crescita assonale nella stessa direzione come l&#39;assone perduto 34. Assoni in questa regione dell&#39;animale sono probabilmente esposti alle informazioni di posizione più specifico per l&#39;orientamento degli assoni rigeneranti. L&#39;ambiente all&#39;interno di nervi segmentali è improbabile avere molto resemblance l&#39;ambiente che gli assoni originariamente navigati durante la loro guida nell&#39;embrione, quindi non si prevede di avere informazioni per guidare gli assoni rigeneranti. Un&#39;altra limitazione per studiare la rigenerazione utilizzando il segmentale test schiacciamento del nervo è che gli assoni sensoriali e del motoneurone feriti hanno ancora una distanza significativa per coprire (0,25-1 mm) per raggiungere il loro obiettivo, e un periodo di tempo limitato (&lt;3 giorni) prima che le subisce animali impupamento. Uno studio recente ha identificato una manipolazione genetica del recettore dell&#39;ormone prothoraciotropic che triplica la durata del 3 ° stadio larvale instar 35. Questa manipolazione estenderà il periodo di tempo per studiare il recupero e la degenerazione dei neuroni dopo lesione significativamente, a 9 invece di 3 giorni. Questo può essere abbastanza lungo da osservare nuovi eventi, come riconnessione di un assone feriti con il suo bersaglio postsinaptico, soprattutto se la lesione è indotta vicina al termine sinaptica.

Il moscerino della frutta, Drosophila melanogaster, è stata utilizzata come organismo modello per oltre 100 anni, e si è dimostrato determinante nella definizione di segnalazione fondamentale e percorsi di sviluppo che sono conservati dagli invertebrati per la salute umana. L&#39;imaging dal vivo è un approccio importante per studiare i meccanismi cellulari, e il semplice piano corpo e la cuticola traslucido della larva di Drosophila rende un interessante sistema per l&#39;imaging dal vivo, soprattutto perché ci sono molti strumenti genetici disponibili per esprimere le proteine ​​fluorescenti taggati in tipi cellulari specifici. Una sfida importante per le tecniche di imaging dal vivo è quello di immobilizzare e posizionare un animale per la microscopia in modo non invasivo. Approcci immobilizzazione convenzionali includono dissezione 1,2 o l&#39;uso di cloroformio, entrambi i quali la morte dell&#39;animale. Etere 4 e isofluorano 5-8 sono stati utilizzati anche gli anestetici. Mentre anestetici offrono molti vantaggi, Essi inibiscono anche attività neurale e fisiologia importante (compreso il battito cardiaco) 9-11, quindi può influenzare il processo studiato e creare stress sul animale. Ci sono anche problemi di sicurezza umani a lavorare con etere e isofluorane. Abbiamo sviluppato un metodo di drug-free per immobilizzare larve di Drosophila in un unico dispositivo microfluidica strato PDMS, che noi chiamiamo il &#39;chip di larva&#39; 12. Questo protocollo descrive come ottenere o fare il chip larva, e su come utilizzarlo per l&#39;imaging dal vivo nei primi mesi del-scenica 3 ° instar larve. Il chip comprende una microcamera-fasciante, che, a richiesta di un vuoto mediante una siringa, immobilizza l&#39;animale con forza meccanica delicata. Il metodo di immobilizzazione porta strutture ventrali come il cordone nervoso, i nervi segmentali e muscoli della parete del corpo, nelle immediate vicinanze di un coprioggetto di vetro. Questo permette di imaging ad alta risoluzione di tali strutture con elevato aper numericotura (ad alto ingrandimento) obiettivi. Vantaggi del chip larva rispetto ad altre tecniche convenzionali sono i seguenti: (i) uso di chip larva sostituisce l&#39;uso di prodotti chimici, consentendo immagini in vivo di animali non anestetizzati. (Ii) Larve recuperare subito dopo il rilascio del chip (a differenza di un periodo di recupero 2 ore per isofluorane 8,13). Questo permette l&#39;imaging su scale temporali ampi, che vanno da millisecondi a minuti, per ore e giorni. (Iii) L&#39;uso di PDMS, che è un materiale permeabile ai gas, consente di diffusione continuo di ossigeno / aria dall&#39;ambiente nel corpo larva. (Iv) Il chip è facile e sicuro da usare, e (v) è riutilizzabile, e può essere fabbricato ad un costo minimo. Oltre alle istruzioni per l&#39;uso del chip di larva, questo protocollo fornirà alcuni esempi del suo uso per studiare gli eventi neuronali in 3 ° instar larve. Questi includono l&#39;imaging dal vivo di Axonatrasporto l, risposte di calcio di lesioni, e gli studi time-lapse del traffico di proteine ​​foto-cabriolet su lunghe distanze e tempi. Un&#39;altra applicazione del chip è studiare risposte neuronali a danno assonale. Per questo una procedura aggiuntiva è descritta (parte 3) per ferire gli assoni all&#39;interno nervi periferici da uno schiacciamento del nervo segmentaria. Questa semplice analisi può essere eseguita sia rapida e riproducibile allo stereomicroscopio dissezione standard, che consente per molti animali da elaborare allo stesso tempo. Risposte cellulari al danno possono essere studiati da imaging dal vivo nel chip larva.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1170">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:39px;width:259px;">0.5 mm Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-170-11B</td>
			<td style="width:449px;">Polyethylene tubing, I.D. = 0.023&#8217;&#8217;, O.D. = 0.038&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">1 mm Polyurethane tubing</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">BB521-63</td>
			<td style="width:449px;">Polyurethane tubing, I.D. = 0.063&#8217;&#8217;,&#160; O.D. = 0.125&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">barb to barb connector</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8300</td>
			<td style="width:449px;">0.8 mm barb to barb connector</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">3-way stopcock valve</td>
			<td style="width:171px;">Bio Rad</td>
			<td style="width:291px;">732-8104</td>
			<td style="width:449px;">Screw on valve for the syringe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Syringe (20 ml)</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">14-817-33</td>
			<td style="width:449px;">Screw on 20 ml syringe for&#160; generating vacuum</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 23 G (.4mm I.D., .6mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;">75165A684</td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">Dispensing needles, 21 G, (.6mm I.D.,&#160; .8mm O.D.)</td>
			<td style="width:171px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:291px;"><a href="http://www.mcmaster.com/#75165A679" title="Close">75165A679</a></td>
			<td style="width:449px;">Needle for outlet connection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Halocarbon oil</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:291px;">H8898</td>
			<td style="width:449px;">Halocarbon oil 700</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Dumostar Number 5 Forceps</td>
			<td style="width:171px;">Roboz</td>
			<td style="width:291px;">RS-498</td>
			<td style="width:449px;">For nerve crush</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:259px;">PDMS Kit (Base and curing agent)</td>
			<td style="width:171px;">Ellsworth</td>
			<td style="width:291px;">184 SIL ELAST KIT 0.5KG</td>
			<td style="width:449px;">Dow Corning Sylgard 184 Silicone Encapsulant 0.5 kg Kit Clear</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:259px;">Glass Coverslips</td>
			<td style="width:171px;">Fisher scientific</td>
			<td style="width:291px;">12-544-C</td>
			<td style="width:449px;">24 x 40 mm (thickness according to recommendation for your microscope objective)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Disposable Plastic Cup (9 oz.)</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Plastic coffee stirrer stick</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:259px;">Razor Blade</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:259px;">Grape juice agar plates</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:291px;"></td>
			<td style="width:449px;"><a href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925">See http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925 for recipe</a></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using microfluidics chips for live imaging and study of injury responses in drosophila larvae

L&#39;imaging dal vivo è una tecnica importante per lo studio dei processi biologici cellulari, ma questo può essere difficile in animali vivi. La cuticola traslucido della larva di Drosophila rende un interessante organismo modello per studi di imaging dal vivo. Tuttavia, una sfida importante per le tecniche di imaging dal vivo è quello di immobilizzare e posizionare un animale sulla microscopio in maniera non invasiva. Questo protocollo rappresenta un metodo semplice e facile da usare per immobilizzare e di imaging larve di Drosophila su un polidimetilsilossano (PDMS) dispositivo microfluidica, che noi chiamiamo il &#39;chip di larva&#39;. Il chip larva comprende un PDMS microcamera-fasciante che è collegato a un vetrino di vetro sottile, che, a richiesta di un vuoto mediante una siringa, immobilizza l&#39;animale e porta strutture ventrali come il cordone nervoso, nervi segmentali e corpo muscoli della parete, nelle immediate vicinanze di coprioggetto. Questo permette di immagini ad alta risoluzione, e soprattutto, evita l&#39;uso di anesthetics e sostanze chimiche, che facilita lo studio di una vasta gamma di processi fisiologici. Poiché larve correggere facilmente l&#39;immobilizzazione, possono essere facilmente sottoposti a più sessioni di imaging. Questo permette di studi longitudinali oltre l&#39;andamento nel tempo che vanno da ore a giorni. Questo protocollo descrive passo-passo come preparare il chip e come utilizzare il chip per l&#39;imaging dal vivo di eventi neuronali in 3 ° instar larve. Questi eventi includono il rapido trasporto di organelli negli assoni, le risposte di calcio al pregiudizio, e gli studi time-lapse del traffico di proteine ​​foto-cabriolet su lunghe distanze e tempi. Un&#39;altra applicazione del chip è studiare rigenerativa e risposte degenerative lesione assonale, così la seconda parte di questo protocollo descrive un nuovo e semplice procedura per ferire assoni all&#39;interno nervi periferici da schiacciamento del nervo segmentale.

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Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larve sono un sistema modello attraente per l&#39;imaging dal vivo a causa della loro cuticola trasparente e potenti genetica. Questo protocollo descrive come utilizzare un dispositivo PDMS singolo strato, chiamato il &#39;chip di larva&#39; per l&#39;imaging dal vivo di processi cellulari all&#39;interno dei neuroni di 3 ° instar larve di Drosophila.

Utilizzando Chips microfluidica per l&#39;imaging dal vivo e studio delle risposte lesioni in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

15.4K Views.  University of Michigan.  Drosophila larve sono un sistema modello attraente per l'imaging dal vivo a causa della loro cuticola trasparente e potenti genetica. Questo protocollo descrive come utilizzare un dispositivo PDMS singolo strato, chiamato il 'chip di larva' per l'imaging dal vivo di processi cellulari all'interno dei neuroni di 3 ° instar larve di Drosophila. 

Video: Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or bioartificial scaffold materials, entrapment of cardiac myocytes in hydrogels such as fibrin or collagen and stacking of myocyte monolayers 1. These concepts aim at restoration of compromised cardiac function (e.g. after myocardial infarction) or as experimental models (e.g. predictive toxicology and substance screening or disease modelling). Precise monitoring of cell survival after implantation of engineered heart tissue (EHT) has now become possible using in-vivo bioluminescence imaging (BLI) techniques 2. Here we describe the generation of fibrin-based EHT from a transgenic rat strain with ubiquitous expression of firefly luciferase (ROSA/luciferase-LEW Tg; 3). Implantation is performed into the greater omentum of different rat strains to assess immune responses of the recipient organism following EHT implantation. Comparison of results generated by BLI and the Enzyme Linked Immuno Spot Technique (ELISPOT) confirm the usability of BLI for the assessment of immune responses.

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue EHT

This video demonstrates the use of in vivo bioluminescence imaging to study immune responses after implantation of Engineered Heart Tissue (EHT) in rats.

Imaging bioluminescenza per la valutazione delle risposte immunitarie A seguito di impianto di tessuto cardiaco Composti (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or ...

Ricerca

Bioingegneria

Impulsive Pressurization of Neuronal Cells for Traumatic Brain Injury Study

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate blast-induced traumatic brain injury (TBI). We demonstrate in this video article how blast TBI-relevant impulsive pressurization is applied to the neuronal cells in vitro. This is achieved by using well-controlled pressure pulse created by a specialized Kolsky bar device, with complete pressure history within the cell pressurization chamber recorded. Pressurized neuronal cells are inspected immediately after pressurization, or further incubated to examine the long-term effects of impulsive pressurization on neurite/axonal outgrowth, neuronal gene expression, apoptosis, etc. We observed that impulsive pressurization at about 2 MPa induces distinct neurite loss relative to unpressurized cells. Our technique provides a novel method to investigate the molecular/cellular mechanisms of blast TBI, via impulsive pressurization of brain cells at well-controlled pressure magnitude and duration.

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate the molecular/cellular mechanisms of blast-induced traumatic brain injury.

Pressurizzazione impulsivo delle cellule neuronali per lo studio traumatica lesione cerebrale

A novel impulsive cell pressurization experiment has been developed using a Kolsky bar device to investigate blast-induced traumatic brain injury (TBI). ...

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Semplici dispositivi microfluidici per<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging di<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; E Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases

Advances in microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and reproducible microfluidic systems for conducting biological and biochemical experiments at the micro- and nanoscales 1,2. In addition, microfluidics have also been specifically used to quantitatively analyze hematologic and microvascular processes, because of their ability to easily control the dynamic fluidic environment and biological conditions3-6. As such, researchers have more recently used microfluidic systems to study blood cell deformability, blood cell aggregation, microvascular blood flow, and blood cell-endothelial cell interactions6-13.However, these microfluidic systems either did not include cultured endothelial cells or were larger than the sizescale relevant to microvascular pathologic processes. A microfluidic platform with cultured endothelial cells that accurately recapitulates the cellular, physical, and hemodynamic environment of the microcirculation is needed to further our understanding of the underlying biophysical pathophysiology of hematologic diseases that involve the microvasculature.
Here, we report a method to create an "endothelialized" in vitro model of the microvasculature, using a simple, single mask microfabrication process in conjunction with standard endothelial cell culture techniques, to study pathologic biophysical microvascular interactions that occur in hematologic disease. This "microvasculature-on-a-chip" provides the researcher with a robust assay that tightly controls biological as well as biophysical conditions and is operated using a standard syringe pump and brightfield/fluorescence microscopy. Parameters such as microcirculatory hemodynamic conditions, endothelial cell type, blood cell type(s) and concentration(s), drug/inhibitory concentration etc., can all be easily controlled. As such, our microsystem provides a method to quantitatively investigate disease processes in which microvascular flow is impaired due to alterations in cell adhesion, aggregation, and deformability, a capability unavailable with existing assays.

A method to culture an endothelial cell monolayer throughout the entire inner 3D surface of a microfluidic device with microvascular-sized channels (&lt;30 &mu;m) is described. This in vitro microvasculature model enables the study of biophysical interactions between blood cells, endothelial cells, and soluble factors in hematologic diseases.

Microfluidica Endothelialized per lo studio delle interazioni microvascolari nelle patologie ematologiche

Advances in  microfabrication techniques have enabled the production of inexpensive and  reproducible microfluidic systems for conducting biological and ...

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell phenotype after printing, poor organization and distribution of desired cells, and the inability to deliver drugs and/or nutrients to targeted areas in the array. Our 3D microfluidic printing technology is uniquely capable of sealing and printing arrays of cells onto submerged surfaces in an automated and multiplexed manner. The design of the microfluidic cell array (MFCA) 3D fluidics enables the printhead tip to be lowered into a liquid-filled well or dish and compressed against a surface to form a seal. The soft silicone tip of the printhead behaves like a gasket and is able to form a reversible seal by applying pressure or backing away. Other cells printing technologies such as pin or ink-jet printers are unable to print in submerged applications. Submerged surface printing is essential to maintain phenotypes of cells and to monitor these cells on a surface without disturbing the material surface characteristics. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays are produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas including cancer, diabetes, inflammation, infections, and cardiovascular disease.

This 3D microfluidic printing technology prints arrays of cells onto submerged surfaces. We describe how arrays of cells are delivered microfluidically in 3D flow cells onto submerged surfaces. By printing onto submerged surfaces, cell microarrays were produced that allow for drug screening and cytotoxicity assessment in a multitude of areas.

La stampa Sommerso di celle su una superficie modificata utilizzando un flusso di Microspotter continua

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and other matrix-modifying oxidants/enzymes released during inflammation) are implicated in triggering pathological changes in cellular function, phenotype and viability in a number of diseases. Here, we describe how cell-substrate impedance and live cell imaging approaches can be readily employed to accurately quantify real-time changes in cell adhesion and de-adhesion induced by matrix modification (using endothelial cells and myeloperoxidase as a pathophysiological matrix-modifying stimulus) with high temporal resolution and in a non-invasive manner. The xCELLigence cell-substrate impedance system continuously quantifies the area of cell-matrix adhesion by measuring the electrical impedance at the cell-substrate interface in cells grown on gold microelectrode arrays. Image analysis of time-lapse differential interference contrast movies quantifies changes in the projected area of individual cells over time, representing changes in the area of cell-matrix contact. Both techniques accurately quantify rapid changes to cellular adhesion and de-adhesion processes. Cell-substrate impedance on microelectrode biosensor arrays provides a platform for robust, high-throughput measurements. Live cell imaging analyses provide additional detail regarding the nature and dynamics of the morphological changes quantified by cell-substrate impedance measurements. These complementary approaches provide valuable new insights into how myeloperoxidase-catalyzed oxidative modification of subcellular extracellular matrix components triggers rapid changes in cell adhesion, morphology and signaling in endothelial cells. These approaches are also applicable for studying cellular adhesion dynamics in response to other matrix-modifying stimuli and in related adherent cells (e.g., epithelial cells).

Here, we present a protocol to continuously quantify cell adhesion and de-adhesion processes with high temporal resolution in a non-invasive manner by cell-substrate impedance and live cell imaging analyses. These approaches reveal the dynamics of cell adhesion/de-adhesion processes triggered by matrix modification and their temporal relationship to adhesion-dependent signaling events.

Utilizzando impedenza Cell-substrato e imaging cellulare dal vivo per misurare i cambiamenti in tempo reale in Cellular Adesione e De-adesione indotta da Matrix Modifica

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Multicolor Fluorescence Detection for Droplet Microfluidics Using Optical Fibers

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as multiplex assays, enzyme evolution, and molecular biology enhanced cell sorting require the detection of two or more colors of fluorescence. Standard multicolor detection systems that couple free space lasers to epifluorescence microscopes are bulky, expensive, and difficult to maintain. In this paper, we describe a scheme to perform multicolor detection by exciting discrete regions of a microfluidic channel with lasers coupled to optical fibers. Emitted light is collected by an optical fiber coupled to a single photodetector. Because the excitation occurs at different spatial locations, the identity of emitted light can be encoded as a temporal shift, eliminating the need for more complicated light filtering schemes. The system has been used to detect droplet populations containing four unique combinations of dyes and to detect sub-nanomolar concentrations of fluorescein.

Multicolor fluorescence detection in droplet microfluidics typically involves bulky and complex epifluorescence microscope-based detection systems. Here we describe a compact and modular multicolor detection scheme that utilizes an array of optical fibers to temporally encode multicolor data collected by a single photodetector.

Multicolore fluorescenza Detection per Droplet microfluidica tramite fibre ottiche

Fluorescence assays are the most common readouts used in droplet microfluidics due to their bright signals and fast time response. Applications such as ...

Training Persons with Spinal Cord Injury to Ambulate Using a Powered Exoskeleton

Powered exoskeletons have become available for overground ambulation in persons with paralyses due to spinal cord injury (SCI) who have intact upper extremity function and are able to maintain upright balance using forearm crutches. To ambulate in an exoskeleton, the user must acquire the ability to maintain balance while standing, sitting and appropriate weight shifting with each step. This can be a challenging task for those with deficits in sensation and proprioception in their lower extremities. This manuscript describes screening criteria and a training program developed at the James J. Peters VA Medical Center, Bronx, NY to teach users the skills needed to utilize these devices in institutional, home or community environments. Before training can begin, potential users are screened for appropriate range of motion of the hip, knee and ankle joints. Persons with SCI are at an increased risk of sustaining lower extremity fractures, even with minimal strain or trauma, therefore a bone mineral density assessment is performed to reduce the risk of fracture. Also, as part of screening, a physical examination is performed in order to identify additional health-related contraindications. 
Once the person has successfully passed all screening requirements, they are cleared to begin the training program. The device is properly adjusted to fit the user. A series of static and dynamic balance tasks are taught and performed by the user before learning to walk. The person is taught to ambulate in various environments ranging from indoor level surfaces to outdoors over uneven or changing surfaces. Once skilled enough to be a candidate for home use with the exoskeleton, the user is then required to designate a companion-walker who will train alongside them. Together, the pair must demonstrate the ability to perform various advanced tasks in order to be permitted to use the exoskeleton in their home/community environment.

Training a person with paralysis to ambulate using a powered exoskeleton may present challenges. The goals are to present the candidate selection criteria and the training procedures for exoskeletal-assisted walking and other mobility skills that can be progressed as the participant's skill level improves.

Formazione Le persone con lesioni del midollo spinale di deambulare Utilizzando un esoscheletro

Powered exoskeletons have become available for overground ambulation in persons with paralyses due to spinal cord injury (SCI) who have intact upper ...

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&amp;#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

Sciogliere elettrofilatura scrittura di scaffold tridimensionale Poly(ε-caprolactone) con morfologie controllabile per applicazioni di ingegneria del tessuto

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Long-term Live Imaging Device for Improved Experimental Manipulation of Zebrafish Larvae

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for live high-resolution microscopic imaging of dynamic biological phenomena in space and time with cellular resolution. However, the traditional method of agarose encapsulation for live imaging can impede larval development and tissue regrowth. Therefore, this manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which was designed and fabricated as a functionally compartmentalized device to orient larvae for high-resolution microscopy while permitting caudal fin transection within the device and subsequent unrestrained tail development and re-growth. This device allows for wounding and long-term imaging while maintaining viability. Given that the zWEDGI mold is 3D printed, the customizability of its geometries make it easily modified for diverse zebrafish imaging applications. Furthermore, the zWEDGI offers numerous benefits, such as access to the larva during experimentation for wounding or for the application of reagents, paralleled orientation of multiple larvae for streamlined imaging, and reusability of the device.

This manuscript describes the zWEDGI (zebrafish Wounding and Entrapment Device for Growth and Imaging), which is a compartmentalized device designed to orient and restrain zebrafish larvae. The design permits tail transection and long-term collection of high-resolution fluorescent microscopy images of wound healing and regeneration.

Dispositivo di Imaging dal vivo a lungo termine per una migliore manipolazione sperimentale delle larve di Zebrafish

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...