Gli autori desiderano ringraziare le scienze naturali e ingegneria Research Council del Canada per la fornitura di un sostegno finanziario per questo progetto.

1. Isolamento di lavaggio a biomassa algale per essere utilizzato come standard per la fluorescenza Letture <ol><li> Rimuovere un volume di campione dalla crescente coltura algale che fornirà almeno 200 mg di biomassa secca, 400-600 mg è preferibile. </li><li> Centrifugare campione a 4 ° C per 10 min a 10000 x g. Eliminare il supernatante e lavare il pellet con un volume uguale di tampone fosfato formulato per lo stesso pH come i mezzi di crescita. </li><li> Ripetere passo 1.2 per un totale di 3 fasi di lavaggio. </li><li> Risospendere il pellet in acqua deionizzata e trasferire ad un piatto pre-tarato pesare. Lasciare asciugare a 50 ° C per 48 ore. NOTA: Essiccazione sotto vuoto si riduce il tempo di asciugatura ed essiccazione della cultura a temperature superiori a 50 ° C può rendere difficile la risospensione. </li><li> Conservare secca colture algali a temperatura ambiente per un utilizzo futuro. </li></ol> 2. Quantificazione gravimetrico di lipidi neutri da esano estrazione (Adattato da Bligh e Dyer 4) <ol><li> Misura circa 50 mg di alghe secca biomassa in un piatto di pesatura. NOTA: Le masse che vanno 40-80 mg possono essere utilizzati senza perdita di riproducibilità. </li><li> Trasferire la biomassa di una malta pre-lavato con esano. Se necessario, lavare il piatto pesare con una piccola quantità (1 ml) di esano con una pipetta Pasteur per trasferire completamente i biomassa alla malta. NOTA: esano è una sostanza altamente volatile e tossico. Si deve essere gestita in cappa con abbigliamento protettivo adeguato. </li><li> Macinare la biomassa algale per 5 minuti utilizzando un pestello. Inizia con macinazione dolce e aumentare gradualmente l&#39;intensità. Macinare la biomassa in una pasta fine e liscia nel periodo di 5 min. Se eccesso esano viene utilizzato quando si trasferisce la biomassa alla malta, è meglio attendere la esano evapori prima della macinazione. </li><li> Aggiungere alcuni ml di esano al mortaio e mescolare l&#39;impasto risultante con il pestello finché non viene omogeneizzato. Assicurarsi che tutti i detriti cellulari aderito alle pareti della mortar sono bussò libero e sospeso nel liquido. </li><li> Trasferire la miscela esano-massa cellulare in una provetta da centrifuga. NOTA: Il tubo da centrifuga deve essere di vetro o un polimero adatto compatibile con esano come il Teflon. </li><li> Ripetere le fasi 2.4 e 2.5 finché tutta la biomassa è stata trasferita al tubo da centrifuga (3-5x). </li><li> Centrifugare il campione a 4 ° C per 20 min a 10.000 x g. </li><li> Pipetta con attenzione il surnatante in un metallo pre-tarato pesare piatto. Conservare nella cappa. </li><li> Eseguire un&#39;estrazione 2 nd esano aggiungendo 3 ml di esano al pellet e vortex vigorosamente per 1 min. </li><li> Ripetere i punti 2.7 e 2.8. Se necessario, eseguire gli esempi per 30 minuti nella centrifuga durante la seconda estrazione per garantire che tutti i detriti cellulari deposita completamente. Determinare la massa di petrolio estratto gravimetrica dopo esano è completamente evaporata. </li></ol> 3. Fluorimetrica Quantificazione dei lipidi neutri Utilizzo Nile Red (come Reported da de la Hoz Siegler et al. 11) NOTA: Soltanto 10 ml di una sospensione algale a 5 g / L è necessario per la lettura della fluorescenza. Generalmente, l&#39;isolamento di biomassa algale secco da 1,5 ml di brodo di coltura è più che sufficiente. Inoltre, l&#39;intensità luminosa della lampada allo spettrofotometro può degradare nel tempo. Si raccomanda di includere standard in ogni esperimento per garantire che le variazioni dello strumento non aggiungono errore inutili alle misurazioni. <ol><li> Preparare una soluzione Nilo rosso ad una concentrazione di 10 ug / ml disciolti in etanolo di grado reagente alcol. Conservare questa soluzione al buio a 4 ° C. </li><li> Preparare un 30% (v / v) di etanolo in acqua deionizzata e conservare a 4 ° C. </li><li> Preparare tutti i campioni algali alla stessa concentrazione di biomassa (si consiglia 5 g / L) e nello stesso modo dei campioni utilizzati nella misurazione. Per fare ciò, sia la sospensione dei campioni pre-essiccati in quantità appropriatadi tampone fosfato (0,6 g / l di potassio fosfato dibasico, 1,4 g / L di potassio fosfato monobasico), o regolando la concentrazione di una coltura algale crescente a 5 g / L di tampone fosfato dopo la misurazione della torbidità. NOTA: misure effettuate su colture algali vivi spesso hanno grande errore associato con loro a seconda della precisione della curva di calibrazione torbidità. Risospendere campioni essiccati può richiedere l&#39;uso di un omogeneizzatore per disperdere completamente la biomassa. </li><li> Per ciascun campione, mescolare 80 ml di soluzione di etanolo al 30%, 10 ml di soluzione di rosso Nilo, e 10 ml di sospensione algale in un singolo pozzetto di una piastra da 96 pozzetti. Per rendere adeguatamente conto della variabilità della misurazione di fluorescenza, eseguire 5 repliche di ciascun campione. </li><li> Eseguire una curva di calibrazione a due punti con le norme preparate in precedenza, al fine di tener conto giorno per giorno le variazioni dello strumento e preparazione. Preparare gli standard per la misurazione della fluorescenza con il sProcedura ame come i campioni. NOTA: Generalmente due punti è sufficiente per la ricalibrazione dello strumento, tre punti possono essere eseguiti per verificare la linearità. </li><li> Eseguire le misure di fluorescenza in un multi-lettore di piastra ben spettrofotometro. Sono stati trovati i seguenti condizioni per produrre i risultati più coerenti 11: <ol><li> Agitare a 1.200 rpm, orbita 3 mm per 30 sec. </li><li> Incubare a 40 ° C per 10 min. </li><li> Agitare a 1.200 rpm, orbita 3 mm per 30 sec. </li><li> Record fluorescenza, eccitazione a 530 nm, emissione a 604 nm. </li></ol></li><li> Convertire le misure di fluorescenza al contenuto di olio utilizzando i risultati degli standard interni. </li></ol> 4. Tecnica di microscopia a fluorescenza NOTA: Il protocollo di colorazione descritto nella sezione 3 è progettato per l&#39;analisi quantitativa, ma può anche essere utile per fornire rappresentazioni visive di tecniche basate macchie scopo didattico e illustrativo purposes. Per produrre immagini di fluorescenza del campione si richiede un microscopio ottico con fonti di trasmissione e aggiuntivi di illuminazione epifluorescenza tradizionali. Eccitazione e di emissione luce filtra nell&#39;intervallo 530 nm (verde) e 604 nm (rosso), rispettivamente, sono necessari per la macchia rossa Nilo così come una telecamera montata microscopio con software associato. Le immagini mostrate in questo studio (Figura 1) sono state acquisite utilizzando un microscopio a campo chiaro dotato di una fotocamera e monocromatica di RGB convertitore di unità. La procedura per la produzione di immagini di fluorescenza Nile Red utilizzo di questi strumenti è descritto di seguito: <ol><li> Preparare un campione di cultura con la macchia Nile Red secondo la sezione 3 del protocollo. NOTA: un campione nella gamma di concentrazione di 5 g / L produce diapositive di un&#39;adeguata densità cellulare, senza sovraffollamento. </li><li> Dopo aver completato il punto 3.6 del protocollo di colorazione, preparare un vetrino da microscopio del campione processato secondo le procedure standard di laboratorio. </li><li> Partendo con il microscopio in modalità di trasmissione, caricare la slitta preparata nel microscopio, e individuare le cellule a l&#39;ingrandimento desiderato (immagini mostrate in questo articolo sono state acquisite con l&#39;obiettivo 100X). </li><li> Una volta messo a fuoco, spegnere il microscopio dalla trasmissione alla modalità di illuminazione epifluorescenza. La sorgente di luce deve ora essere provenienti direttamente dalla lente obiettivo (questo può essere confermata visivamente osservando lo spazio tra la slitta e la lente obiettivo). </li><li> Inserire un filtro di eccitazione verde la fonte di luce e un filtro per le emissioni rosso nel percorso ottico di osservazione; La fluorescenza delle cellule colorate dovrebbe essere direttamente visibile attraverso l&#39;oculare. </li><li> Cambiare la modalità di osservazione al microscopio dall&#39;oculare alla telecamera montata e utilizzare software di visualizzazione per catturare un&#39;immagine delle cellule fluorescenti. A seconda della sensibilità della telecamera, il campione non si può visualizzare inizialmente nella finestra di anteprima (cioè lo schermo siessere nero); per ovviare a questo, regolare il tempo di esposizione e il guadagno della telecamera ad un livello in cui le cellule sono visibili. Impostazioni specifiche varieranno con strumenti, attrezzature e tipi di cellule. </li></ol>

<ol>
	<li>Chisti, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodiesel+from+microalgae.">Biodiesel from microalgae.</a> Biotechnol. Adv. 25, 294-306 (2007).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Algal+Biofuels+Technology+Roadmap.+Energy+Efficiency+&amp;+Renewable+Energy.">National Algal Biofuels Technology Roadmap. Energy Efficiency &amp; Renewable Energy.</a> U.S. Department of Energy, Office of Energy Efficiency and Renewable Energy, Biomass Program. , (2010).</li><li>de la Hoz Siegler, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+microalgal+productivity+using+an+adaptive,+non-linear+model+based+strategy.">Optimization of microalgal productivity using an adaptive, non-linear model based strategy.</a> Bioresour. Technol. 104, 537-546 (2012).</li><li>Bligh, E. G., Dyer, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Rapid+method+of+total+lipid+extraction+and+purification.">A Rapid method of total lipid extraction and purification.</a> Can. J. Biochem. Physiol. 37, 911-917 (1959).</li><li>Hara, A., Radin, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+extraction+of+tissues+with+a+low-toxicity+solvent.">Lipid extraction of tissues with a low-toxicity solvent.</a> Anal. Biochem. 90, 420-426 (1978).</li><li>Han, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review+of+methods+used+for+microalgal+lipid-content+analysis.">Review of methods used for microalgal lipid-content analysis.</a> Energ. Procedia. 12, 944-950 (2011).</li><li>Pino, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+high+throughput+microscopic+assessment+of+fat+mass+in+Caenorhabditis+elegans.">Biochemical and high throughput microscopic assessment of fat mass in Caenorhabditis elegans.</a> J. Vis. Exp. (73), (2013).</li><li>Sitepu, I. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+high-throughput+Nile+red+fluorescence+assay+for+estimating+intracellular+lipids+in+a+variety+of+yeast+species.">An improved high-throughput Nile red fluorescence assay for estimating intracellular lipids in a variety of yeast species.</a> J. Microbiol. Meth. 91, 321-328 (2012).</li><li>Izard, J., Limberger, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+screening+method+for+quantitation+of+bacterial+cell+lipids+from+whole+cells.">Rapid screening method for quantitation of bacterial cell lipids from whole cells.</a> J. Microbiol. Meth. 55, 411-418 (2003).</li><li>Chen, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+throughput+Nile+red+method+for+quantitative+measurement+of+neutral+lipids+in+microalgae.">A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae.</a> J. Microbiol. Meth. 77, 41-47 (2009).</li><li>de la Hoz Siegler, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+the+reliability+of+fluorescence-based+neutral+lipid+content+measurements+in+microalgal+cultures.">Improving the reliability of fluorescence-based neutral lipid content measurements in microalgal cultures.</a> Algal Res. 1, 176-184 (2012).</li><li>de la Jara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Flow+cytometric+determination+of+lipid+content+in+a+marine+dinoflagellate,+Crypthecodinium+cohnii.">Flow cytometric determination of lipid content in a marine dinoflagellate, Crypthecodinium cohnii.</a> J. Appl. Phycol. 15, 433-438 (2003).</li><li>Elsey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+measurement+of+microalgal+neutral+lipids.">Fluorescent measurement of microalgal neutral lipids.</a> J. Microbiol. Meth. 68, 639-642 (2007).</li><li>Feng, G. -. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+FT-IR+and+Nile+Red+methods+for+microalgal+lipid+characterization+and+biomass+composition+determination.">Evaluation of FT-IR and Nile Red methods for microalgal lipid characterization and biomass composition determination.</a> Bioresour. Technol. 128, 107-112 (2013).</li><li>Guzm&#225;n, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimate+by+means+of+flow+cytometry+of+variation+in+composition+of+fatty+acids+from+Tetraselmis+suecica+in+response+to+culture+conditions.">Estimate by means of flow cytometry of variation in composition of fatty acids from Tetraselmis suecica in response to culture conditions.</a> Aquacult. Int. 18, 189-199 (2010).</li><li>Huang, G. -. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+screening+method+for+lipid+production+in+alga+based+on+Nile+red+fluorescence.">Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile red fluorescence.</a> Biomass Bioenerg. 33, 1386-1392 (2009).</li><li>Lee, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+method+for+the+determination+of+lipid+from+the+green+alga+Botryococcus+braunii.">Rapid method for the determination of lipid from the green alga Botryococcus braunii.</a> Biotechnol. Tech. 12, 553-556 (1998).</li><li>Montero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+high-lipid+content+strains+of+the+marine+microalga+Tetraselmis+suecica+for+biodiesel+production+by+flow+cytometry+and+single-cell+sorting.">Isolation of high-lipid content strains of the marine microalga Tetraselmis suecica for biodiesel production by flow cytometry and single-cell sorting.</a> J. Appl. Phycol. 23, 1053-1057 (2011).</li><li>Vigeolas, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+partial+characterization+of+mutants+with+elevated+lipid+content+in+Chlorella+sorokiniana+and+Scenedesmus+obliquus.">Isolation and partial characterization of mutants with elevated lipid content in Chlorella sorokiniana and Scenedesmus obliquus.</a> J. Biotechnol. 162, 3-12 (2012).</li><li>Bertozzini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+the+standard+addition+method+for+the+absolute+quantification+of+neutral+lipids+in+microalgae+using+Nile+red.">Application of the standard addition method for the absolute quantification of neutral lipids in microalgae using Nile red.</a> J. Microbiol. Meth. 87, 17-23 (2011).</li><li>Kou, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+measurement+of+lipid+content+in+the+model+organism+Chlamydomonas+reinhardtii.">Fluorescent measurement of lipid content in the model organism Chlamydomonas reinhardtii.</a> J. Appl. Phycol. , 1-9 (2013).</li></ol>

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Le alghe utilizzate nella curva standard deve essere la stessa specie coltivate nelle stesse condizioni sperimentali come quelle oggetto di valutazione. Cambiamenti significativi nella composizione media, tecnica di coltivazione, e il protocollo di colorazione possono influenzare l&#39;intensità della lettura della fluorescenza. Estrazione con esano (descritte ai punti 1 e 2) è stata utilizzata per determinare il contenuto di lipidi neutri di campioni utilizzati nella curva standard. Per misure di intensità di fluore...

Grazie alla loro capacità di immagazzinare corpi lipidici in determinate condizioni di stress, alghe hanno ricevuto molta attenzione negli ultimi anni come potenziale fonte di combustibile rinnovabile 1,2. Lipidi neutri possono rappresentare oltre il 60% del peso secco cella sotto opportune condizioni di crescita 3. Ma l&#39;industria non ha un protocollo standardizzato semplice, pulito, veloce e affidabile per quantificare il contenuto lipidico delle cellule algali al fine di monitorare adeguatamente le prestazioni bioprocess, analizzare le culture, e lo schermo per nuovi ceppi. Il metodo gravimetrico Bligh-Dyer ha sviluppato circa 50 anni fa, rimane tra le tecniche più comuni utilizzate oggi 4,5. Mentre questo procedimento è semplice, affidabile, e facile da realizzare, che richiede tempo, richiede grandi volumi di campione, e fa uso di solventi tossici. Non è pratico per analizzare molti campioni da una corsa di fermentazione o di screening per nuovi ceppi ricchi di petrolio. Altri metodi hanno bEEN sviluppato, ma di solito richiedono attrezzature avanzate e non sono stati standardizzati 6. Un&#39;alternativa che ha raccolto un grande interesse è la macchia Nile Red. Nilo Red, un colorante che reagisce preferenzialmente in ambienti non polari, è stato usato per identificare o quantificare corpi lipidici in vari organismi tra nematodi 7, lievito 8, 9, batteri e alghe 10-19. Tecniche iniziali coinvolgono Nile Red erano per lo più qualitativa o semi-quantitativa, che unisce la macchia con una sola cuvetta spettrofotometria o citometria a flusso. Inoltre, alcune classi di alghe come alghe verdi hanno pozzi cellulari spesse che sono per lo più impermeabile al colorante, che limita la gamma della tecnica 10. Recenti miglioramenti al metodo di colorazione rosso Nilo sono stati segnalati che bypassare le carenze iniziali del protocollo 10,11. Colorazione delle cellule in presenza di un carrier solvente come DMSO 10 o etanolo 10,11 linearizza il rapporto tra contenuto di olio e l&#39;assorbanza, consentendo misurazioni quantitative affidabili. Il solvente aiuta permeabilize membrana cellulare in modo che le molecole Nilo rossi possono passare attraverso. Inoltre, incorporando uno spettrofotometro con capacità di lettura micro-piastra consente protocolli di throughput elevate adatte per l&#39;analisi quantitativa. In questo articolo abbiamo dettaglio un metodo semplice per misurare il contenuto di olio di cellule algali mediante colorazione culture con Nile Red in presenza di etanolo, un solvente delicato. Per più esattamente conto di rumore di fondo nelle misure, una curva standard correlazione intensità di fluorescenza al contenuto di olio è stato sviluppato utilizzando cellule algali di nota composizione di olio. Il metodo è adattato da protocolli precedentemente pubblicati 10,11. Utilizzando uno spettrofotometro a 96 pozzetti, si è in grado di analizzare la stessa quantità di campioni in un tha un&#39;orat avrebbe preso giorni di tempo per monitorare con metodi gravimetrici. Inoltre, calibrando utilizzando campioni rappresentativi della specie algale desiderato questo metodo produce misurazioni relativamente precise che sono direttamente interpretabili. Esistono molti protocolli che descrivono i metodi di colorazione alghe con Nile Red ottimizzato per i ceppi e le diverse applicazioni; il protocollo qui presentato è stato originariamente sviluppato da de la Hoz Siegler et al. 11 per protothecoides Auxenochlorella, Chlorella vulgaris, Scenedesmus dimorphus, e Scenedesmus obliquo, anche se è probabile adatto a molte più specie e classi. E &#39;stato progettato con l&#39;applicazione specifica di monitoraggio delle prestazioni bioprocessi e funziona altrettanto bene per i campioni precedentemente essiccati e campioni bagnato da una cultura in crescita.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="817">
	<colgroup>
		<col />
		<col span="2" />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Dry Weight</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">25 ml disposable pipettes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-676-10K</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Pipette Bulb</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-681-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">40 ml Nalgene Teflon Centrifuge Tubes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-562-16A</td>
			<td>Teflon needed for hexane</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Weigh Dishes (polypropylene)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">2-202B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">1.5 ml micro-centrifuge tubes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:152px;">Sorvall</td>
			<td style="width:152px;">RC6plus</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Drying Oven (Fisher 625D)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-254-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Storage vials</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">0337-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Bench-top microcentrifuge (Eppendorf 5415D)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-40-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Gravimetric Quantification</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Porcelain Mortar (Coorstek)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-961A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Porcelain Pestle (Coorstek)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-961-5A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">40 ml Centrifugation tubes (FEP)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">05-562-16A</td>
			<td>Could also use glass tubes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Pasteur Glass Pipettes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">13-678-20C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Aluminum weigh dishes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">08-732-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Hexanes</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">H292-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:347px;">Fluorometric quantification of oil content</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:347px;">Fluorescence multi-well plate reader</td>
			<td style="width:152px;">Thermo Lab Systems</td>
			<td style="width:152px;">Fluoroskan Ascent</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Fluorescence reader software</td>
			<td style="width:152px;">Thermo Lab Systems</td>
			<td style="width:152px;">Ascent Software 2.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">COSTAR 96 well plate with round bottom</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">06-443-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Nile Red&#160;</td>
			<td style="width:152px;">Sigma</td>
			<td style="width:152px;">N3013-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Ethanol (Alcohol reagent grade)</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">AC65109-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Imaging Fluorescent cells</td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Leica DMRXA2 (or equivalent) microscope</td>
			<td style="width:152px;">Leica</td>
			<td style="width:152px;">DMRXA2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Microscope slides</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Microscope cover slips</td>
			<td style="width:152px;">Fisher</td>
			<td style="width:152px;">12-541B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Camera</td>
			<td style="width:152px;">Qimaging</td>
			<td style="width:152px;">Retiga Ex</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:347px;">Imaging software</td>
			<td style="width:152px;">Qimaging</td>
			<td style="width:152px;">QCapture v.1.1.8</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple and rapid protocol for measuring neutral lipids in algal cells using fluorescence

Le alghe sono considerati ottimi candidati per fonti di energia rinnovabili a causa della loro capacità di stoccaggio dei lipidi naturali. Un efficiente monitoraggio dei processi di fermentazione algali e screening per nuovi ceppi ricchi di petrolio richiede un protocollo veloce e affidabile per la determinazione del contenuto lipidico intracellulare. Pratiche attuali si basano in gran parte su metodi gravimetrici per determinare il contenuto di olio, tecniche sviluppati decenni fa che richiedono molto tempo e richiedono grandi volumi di campione. In questo lavoro, Nilo rosso, un colorante fluorescente che è stato utilizzato per identificare la presenza di corpi lipidici in numerosi tipi di organismi, è incorporato in un protocollo semplice, veloce, affidabile per misurare il contenuto di lipidi neutri di protothecoides Auxenochlorella, una verde alga. Il metodo utilizza etanolo, un solvente relativamente mite, per permeabilize membrana cellulare prima della colorazione e un 96 ben micropiastra per aumentare la capacità campione durante fluorescenza misure di intensità. E &#39;stato il designed con l&#39;applicazione specifica di monitoraggio delle prestazioni bioprocess. Campioni precedentemente essiccati o campioni dal vivo da una coltura in crescita possono essere utilizzati nel saggio.

Cellule algali Rappresentante colorate con Nile Red colorante sono rappresentati in Figura 1. Parti A e B della figura 1 mostra immagini di A. protothecoides coltivate in eccesso di azoto, portando a molto basso accumulo di lipidi intracellulari. In parti C e D, i campioni di A. protothecoides coltivate sotto limitazione di azoto vengono visualizzati. Sotto illuminazione trasmissione, i corpi lipidici ...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence at JoVE.com

A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence

Un semplice protocollo per determinare il contenuto di lipidi neutri di cellule algali utilizzando una procedura di colorazione rosso Nilo è descritto. Questa tecnica consente di risparmiare tempo offre un&#39;alternativa ai protocolli di quantificazione lipidi basato gravimetrici tradizionali. E &#39;stato progettato per la specifica applicazione di monitoraggio delle prestazioni bioprocess.

Una semplice e rapida il protocollo per la misurazione lipidi neutri in cellule algali Uso fluorescenza

Algae are considered excellent candidates for renewable fuel sources due to their natural lipid storage capabilities. Robust monitoring of algal ...

a-simple-rapid-protocol-for-measuring-neutral-lipids-algal-cells

Research

JoVE Journal

Chemistry

35.3K Views.  University of Alberta.  Un semplice protocollo per determinare il contenuto di lipidi neutri di cellule algali utilizzando una procedura di colorazione rosso Nilo è descritto. Questa tecnica consente di risparmiare tempo offre un'alternativa ai protocolli di quantificazione lipidi basato gravimetrici tradizionali. E 'stato progettato per la specifica applicazione di monitoraggio delle prestazioni bioprocess. 

Video: A Simple and Rapid Protocol for Measuring Neutral Lipids in Algal Cells Using Fluorescence

Untargeted Metabolomics from Biological Sources Using Ultraperformance Liquid Chromatography-High Resolution Mass Spectrometry (UPLC-HRMS)

Here we present a workflow to analyze the metabolic profiles for biological samples of interest including; cells, serum, or tissue. The sample is first separated into polar and non-polar fractions by a liquid-liquid phase extraction, and partially purified to facilitate downstream analysis. Both aqueous (polar metabolites) and organic (non-polar metabolites) phases of the initial extraction are processed to survey a broad range of metabolites. Metabolites are separated by different liquid chromatography methods based upon their partition properties. In this method, we present microflow ultra-performance (UP)LC methods, but the protocol is scalable to higher flows and lower pressures. Introduction into the mass spectrometer can be through either general or compound optimized source conditions. Detection of a broad range of ions is carried out in full scan mode in both positive and negative mode over a broad m/z range using high resolution on a recently calibrated instrument. Label-free differential analysis is carried out on bioinformatics platforms. Applications of this approach include metabolic pathway screening, biomarker discovery, and drug development.

Untargeted Metabolomics from Biological Sources Using Ultraperformance Liquid Chromatography-High Resolution Mass Spectrometry UPLC-HRMS

Untargeted metabolomics provides a hypothesis generating snapshot of a metabolic profile. This protocol will demonstrate the extraction and analysis of metabolites from cells, serum, or tissue. A range of metabolites are surveyed using liquid-liquid phase extraction, microflow ultraperformance liquid chromatography/high-resolution mass spectrometry (UPLC-HRMS) coupled to differential analysis software.

Metabolomica non mirati da fonti biologiche Uso UltraPerformance cromatografia liquida-spettrometria di massa ad alta risoluzione (UPLC-HRMS)

Here we present a workflow to analyze the metabolic profiles for biological samples of interest including; cells, serum, or tissue. The sample is first ...

Ricerca

Chimica

Preparing Adherent Cells for X-ray Fluorescence Imaging by Chemical Fixation

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over large or small sample areas. It has been applied in many areas of science, including materials science, geoscience, studying works of cultural heritage, and in chemical biology. In the case of chemical biology, for example, visualizing the metal distributions within cells allows us to study both naturally-occurring metal ions in the cells, as well as exogenously-introduced metals such as drugs and nanoparticles. Due to the fully hydrated nature of nearly all biological samples, cryo-fixation followed by imaging under cryogenic temperature represents the ideal imaging modality currently available. However, under the circumstances that such a combination is not easily accessible or practical, aldehyde based chemical fixation remains useful and sometimes inevitable. This article describes in as much detail as possible in the preparation of adherent mammalian cells by chemical fixation for X-ray fluorescent imaging.

Here, we present a protocol on how to determine the quantity and distribution of metals in a sample using synchrotron X-ray fluorescence. We focus on adherent cells, and describe the chemical fixation method to prepare this sample. We then describe how to mount and image the sample using synchrotron X-rays.

Preparazione cellule aderenti per X-ray Fluorescence Imaging da Chemical Fixation

X-ray fluorescence imaging allows us to non-destructively measure the spatial distribution and concentration of multiple elements simultaneously over ...

Rapid High-throughput Species Identification of Botanical Material Using Direct Analysis in Real Time High Resolution Mass Spectrometry

We demonstrate that direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry can be used to produce mass spectral profiles of botanical material, and that these chemical fingerprints can be used for plant species identification. The mass spectral data can be acquired rapidly and in a high throughput manner without the need for sample extraction, derivatization or pH adjustment steps. The use of this technique bypasses challenges presented by more conventional techniques including lengthy chromatography analysis times and resource intensive methods. The high throughput capabilities of the direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry protocol, coupled with multivariate statistical analysis processing of the data, provide not only class characterization of plants, but also yield species and varietal information. Here, the technique is demonstrated with two psychoactive plant products, Mitragyna speciosa (Kratom) and Datura (Jimsonweed), which were subjected to direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry followed by statistical analysis processing of the mass spectral data. The application of these tools in tandem enabled the plant materials to be rapidly identified at the level of variety and species.

A method for species identification of botanical material by direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry and multivariate statistical analysis is presented.

Rapid high-throughput Specie Identificazione del materiale botanico Utilizzando l&#39;analisi diretta in tempo reale ad alta risoluzione Spettrometria di Massa

We demonstrate that direct analysis in real time-high resolution mass spectrometry can be used to produce mass spectral profiles of botanical material, ...

A Simple and Efficient Protocol for the Catalytic Insertion Polymerization of Functional Norbornenes

Norbornene can be polymerized by a variety of mechanisms, including insertion polymerization whereby the double bond is polymerized and the bicyclic nature of the monomer is conserved. The resulting polymer, polynorbornene, has a very high glass transition temperature, Tg, and interesting optical and electrical properties. However, the polymerization of functional norbornenes by this mechanism is complicated by the fact that the endo substituted norbornene monomer has, in general, a very low reactivity. Furthermore, the separation of the endo substituted monomer from the exo monomer is a tedious task. Here, we present a simple protocol for the polymerization of substituted norbornenes (endo:exo ca. 80:20) bearing either a carboxylic acid or a pendant double bond. The process does not require that both isomers be separated, and proceeds with low catalyst loadings (0.01 to 0.02 mol%). The polymer bearing pendant double bonds can be further transformed in high yield, to afford a polymer bearing pendant epoxy groups. These simple procedures can be applied to prepare polynorbornenes with a variety of functional groups, such as esters, alcohols, imides, double bonds, carboxylic acids, bromo-alkyls, aldehydes and anhydrides.

We describe the catalytic insertion polymerization of 5-norbornene-2-carboxylic acid and 5-vinyl-2-norbornene to form functional polymers with a very high glass transition temperature.

Un protocollo semplice ed efficiente per l&#39;inserimento catalitica polimerizzazione di norborneni funzionali

Norbornene can be polymerized by a variety of mechanisms, including insertion polymerization whereby the double bond is polymerized and the bicyclic ...

A Protocol for Safe Lithiation Reactions Using Organolithium Reagents

Organolithium reagents are powerful tools in the synthetic chemist&#39;s toolbox. However, the extreme pyrophoric nature of the most reactive reagents warrants proper technique, thorough training, and proper personal protective equipment. To aid in the training of researchers using organolithium reagents, a thorough, step-by-step protocol for the safe and effective use of tert-butyllithium on an inert gas line or within a glovebox is described. As a model reaction, preparation of lithium tert-butyl amide by the reaction of tert-butyl amine with one equivalent of tert-butyl lithium is presented.

The safe and proper use of organolithium reagents is described.

Un protocollo per reazioni sicuro litiazione Utilizzando organolitio Reagenti

Organolithium reagents are powerful tools in the synthetic chemist&#39;s toolbox. However, the extreme pyrophoric nature of the most reactive reagents ...

Simultaneous Measurement of HDAC1 and HDAC6 Activity in HeLa Cells Using UHPLC-MS

The search for new histone deacetylase (HDAC) inhibitors is of increasing interest in drug discovery. Isoform selectivity has been in the spotlight since the approval of romidepsin, a class I HDAC inhibitor for cancer therapy, and the clinical investigation of HDAC6-specific inhibitors for multiple myeloma. The present method is used to determine the inhibitory activity of test compounds on HDAC1 and HDAC6 in cells. The isoform activity is measured using the ultra-high-performance liquid chromatography &#8211; mass spectrometry (UHPLC-MS) analysis of specific substrates incubated with treated and untreated HeLa cells. The method has the advantage of reflecting the endogenous HDAC activity within the cell environment, in contrast to cell-free biochemical assays conducted on isolated isoforms. Moreover, because it is based on the quantification of synthetic substrates, the method does not require the antibody recognition of endogenous acetylated proteins. It is easily adaptable to several cell lines and an automated process. The method has already proved useful in finding HDAC6-selective compounds in neuroblasts. Representative results are shown here with the standard HDAC inhibitors trichostatin A (non-specific), MS275 (HDAC1-specific), and tubastatin A (HDAC6-specific) using HeLa cells.

The present method serves to identify isoform-specific inhibitors of histone deacetylases (HDAC) in HeLa cells by the UHPLC-MS analysis of multiple substrates. This is an antibody-free method developed to reflect HDAC1 and HDAC6 activity in the living cell environment, in contrast to single-isoform cell-free assays.

Misura simultanea di HDAC1 e HDAC6 attività in HeLa Cells utilizzando UHPLC-MS

The search for new histone deacetylase (HDAC) inhibitors is of increasing interest in drug discovery. Isoform selectivity has been in the spotlight since ...

Quantifying X-Ray Fluorescence Data Using MAPS

The quantification of X-ray fluorescence (XRF) microscopy maps by fitting the raw spectra to a known standard is crucial for evaluating chemical composition and elemental distribution within a material. Synchrotron-based XRF has become an integral characterization technique for a variety of research topics, particularly due to its non-destructive nature and its high sensitivity. Today, synchrotrons can acquire fluorescence data at spatial resolutions well below a micron, allowing for the evaluation of compositional variations at the nanoscale. Through proper quantification, it is then possible to obtain an in-depth, high-resolution understanding of elemental segregation, stoichiometric relationships, and clustering behavior.
This article explains how to use the MAPS fitting software developed by Argonne National Laboratory for the quantification of full 2-D XRF maps. We use as an example results from a Cu(In,Ga)Se2 solar cell, taken at the Advanced Photon Source beamline 2-ID-D at Argonne National Laboratory. We show the standard procedure for fitting raw data, demonstrate how to evaluate the quality of a fit and present the typical outputs generated by the program. In addition, we discuss in this manuscript certain software limitations and offer suggestions for how to further correct the data to be numerically accurate and representative of spatially resolved, elemental concentrations.

Here, we demonstrate the use of the X-ray fluorescence fitting software, MAPS, created by Argonne National Laboratory for the quantification of fluorescence microscopy data. The quantified data that results is useful for understanding the elemental distribution and stoichiometric ratios within a sample of interest.

Quantificare i dati di fluorescenza di raggi x utilizzando le mappe

The quantification of X-ray fluorescence (XRF) microscopy maps by fitting the raw spectra to a known standard is crucial for evaluating chemical ...

Fabrication and Testing of Catalytic Aerogels Prepared Via Rapid Supercritical Extraction

Protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms are presented. Three preparation methods are described: (a) the incorporation of metal salts into silica or alumina wet gels using an impregnation method; (b) the incorporation of metal salts into alumina wet gels using a co-precursor method; and (c) the addition of metal nanoparticles directly into a silica aerogel precursor mixture. The methods utilize a hydraulic hot press, which allows for rapid (&#60;6 h) supercritical extraction and results in aerogels of low density (0.10 g/mL) and high surface area (200-800 m2/g). While the work presented here focuses on the use of copper salts and copper nanoparticles, the approach can be implemented using other metal salts and nanoparticles. A protocol for testing the three-way catalytic ability of these aerogels for automotive pollution mitigation is also presented. This technique uses custom-built equipment, the Union Catalytic Testbed (UCAT), in which a simulated exhaust mixture is passed over an aerogel sample at a controlled temperature and flow rate. The system is capable of measuring the ability of the catalytic aerogels, under both oxidizing and reducing conditions, to convert CO, NO and unburned hydrocarbons (HCs) to less harmful species (CO2, H2O and N2). Example catalytic results are presented for the aerogels described.

Here we present protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms. Methods for preparing materials using copper salts and copper-containing nanoparticles are featured. Catalytic testing protocols demonstrate the effectiveness of these aerogels for three-way catalysis applications.

Fabbricazione e collaudo di aerogel catalitico preparato tramite rapida estrazione supercritica

Protocols for preparing and testing catalytic aerogels by incorporating metal species into silica and alumina aerogel platforms are presented. Three ...

Rapid Nanoprobe Signal Enhancement by In Situ Gold Nanoparticle Synthesis

The use of nanoprobes such as gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles as detection reagents in bioanalytical assays can enable high sensitivity and convenient colorimetric readout. However, high densities of nanoparticles are typically needed for detection. The available synthesis-based enhancement protocols are either limited to gold and silver nanoparticles or rely on precise enzymatic control and optimization. Here, we present a protocol to enhance the colorimetric readout of gold, silver, silica, and iron oxide nanoprobes. It was observed that the colorimetric signal can be improved by up to a 10000-fold factor. The basis for such signal enhancement strategies is the chemical reduction of Au3+ to Au0. There are several chemical reactions that enable the reduction of Au3+ to Au0. In the protocol, Good&#39;s buffers and H2O2 are used and it is possible to favor the deposition of Au0 onto the surface of existing nanoprobes, in detriment of the formation of new gold nanoparticles. The protocol consists of the incubation of the microarray with a solution consisting of chloroauric acid and H2O2 in 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid pH 6 buffer following the nanoprobe-based detection assay. The enhancement solution can be applied to paper and glass-based sensors. Moreover, it can be used in commercially available immunoassays as demonstrated by the application of the method to a commercial allergen microarray. The signal development requires less than 5 min of incubation with the enhancement solution and the readout can be assessed by naked eye or low-end image acquisition devices such as a table-top scanner or a digital camera.

Rapid Nanoprobe Signal Enhancement by In Situ Gold Nanoparticle Synthesis

In this work, a protocol for signal enhancement of nanoprobe-based biosensing is presented. The protocol is based on the reduction of chloroauric acid onto the surface of existing nanoprobes that consist of gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles.

Segnale Nanosonda rapido aumento di sintesi di nanoparticelle di oro In Situ

The use of nanoprobes such as gold, silver, silica or iron-oxide nanoparticles as detection reagents in bioanalytical assays can enable high sensitivity ...

Separation of Aldehydes and Reactive Ketones from Mixtures Using a Bisulfite Extraction Protocol

The purification of organic compounds is an essential component of routine synthetic operations. The ability to remove contaminants into an aqueous layer by generating a charged structure provides an opportunity to use extraction as a simple purification technique. By combining the use of a miscible organic solvent with saturated sodium bisulfite, aldehydes and reactive ketones can be successfully transformed into charged bisulfite adducts that can then be separated from other organic components of a mixture by the introduction of an immiscible organic layer. Here, we describe a simple protocol for the removal of aldehydes, including sterically-hindered neopentyl aldehydes and some ketones, from chemical mixtures. Ketones can be separated if they are sterically unhindered cyclic or methyl ketones. For aliphatic aldehydes and ketones, dimethylformamide is used as the miscible solvent to improve removal rates. The bisulfite addition reaction can be reversed by basification of the aqueous layer, allowing for the re-isolation of the reactive carbonyl component of a mixture.

Here, we present a protocol to remove aldehydes and reactive ketones from mixtures by a liquid-liquid extraction protocol directly with saturated sodium bisulfite in a miscible solvent. This combined protocol is rapid and facile to perform. The aldehyde or ketone can be re-isolated by the basification of the aqueous layer.

Separazione di aldeidi e chetoni reattive da miscele utilizzando un protocollo di estrazione di bisolfito

The purification of organic compounds is an essential component of routine synthetic operations. The ability to remove contaminants into an aqueous layer ...