We thank Dr. Daniel Bumbarger for the predation behavior picture. This work was funded by the Max-Planck Society.

1. Bocca modulo Fenotipizzazione <ol><li> Bocca di identificazione Modulo su Agarose Pads Nota: Per visualizzare i morph bocca nematodi, immobilizzare i vermi con un trattamento anestetico delicato sul pad agarosio e osservare quanto segue. <ol><li> Crescere e mantenere le culture di nematodi, come P. pacificus su 6 cm di media crescita nematode di serie (NGM) piatti ed alimenti su un prato batterica di E. coli OP50 19. </li><li> Rendere pastiglie agarosio aggiungendo prima 0,06 g di agarosio al 3 ml H 2 O in una provetta da 15 ml a fare 3 ml 2% di soluzione di agarosio. Questo può essere conservato fino ad un anno a 4 ° C. </li><li> Mescolare e sciogliere l&#39;agarosio a fondo in un forno a microonde o in alternativa utilizzare un blocco di calore impostato a&gt; 88 ° C. </li><li> Una volta completamente sciolto, aggiungere 10 ml di una soluzione di sodio azide 10% al agarosio e miscelare accuratamente. ATTENZIONE: sodio azide Secco è reattivo e tutte le forme sono tossici. </li><li> Utilizzando un 1 mlmicropipetta, una goccia di non meno di 300 microlitri della miscela azide agarosio liquido sul mezzo di un vetrino per microscopio standard. </li><li> Prima della agar raffredda, inserire rapidamente un secondo vetrino da microscopio in cima della goccia per appiattire la agarosio che forma un rilievo sul raffreddamento. Ripetere l&#39;operazione per il maggior numero di pastiglie come richiesto. </li><li> Appena prima di usare, buccia a parte i vetrini per microscopio facendole scorrere l&#39;un l&#39;altro. Nota: Se pastiglie agarosio sono preparati troppo in anticipo possono essere eccessivamente secca e possono danneggiare i nematodi. </li><li> Per trasferire i vermi ai pad agarosio anestetici, una goccia di M9 tampone (2 - 3 microlitri) sul centro del pad. Scegli 2-3 giovane P. adulti pacificus nella goccia di M9 prima di posizionare accuratamente un vetrino sopra il pad. Il P. nematodi pacificus saranno immobilizzati nella agarosio e pronto a visualizzare. </li><li> Trasferire il vetrino da microscopio che contiene il worm anestetizzato di un microscopio del caso, unaND osservare sotto l&#39;ottica 63X Nomarski. Categorizzare identità morph base alle seguenti caratteristiche: la presenza di un ulteriore dente sub-ventrale, ingrandita dente dorsale e apertura della bocca larga è indicativo di una bocca morph animale eurystomatous, mentre la presenza di un solo dente dorsale e stretta apertura della bocca indica un stenostomatous animale (Figura 1). Nota: Al fine di mantenere la salute degli animali, vermi devono essere mantenuti sul pad agar per non più di 5 min. </li><li> Dopo l&#39;identificazione bocca morph, recuperare i nematodi sia eurystomatous o stenostomatous come richiesto rimuovendo il vetrino facendo scorrere delicatamente fuori il pad agarosio. Scegliere con cura gli animali selezionati dalla pad agarosio (E. coli OP50 può essere utilizzato sul pick per contribuire a rendere vischiosi) su piastre NGM fresca. Consentire il recupero dall&#39;anestesia fino comportamento motilità normale ha ripreso su cui gli animali sono pronti per ulteriori analisi predatori. </li></ol></li> &lt;li&gt; Rapid Bocca Fenotipizzazione Nota: in alternativa, con più esperienza, la bocca tipo modulo può essere saggiata senza necessità di alcun trattamento anestetico tramite uno stereomicroscopio con ingrandimento (150X). <ol><li> Luogo nematodi su piastre standard NGM con un prato batterica di E. coli OP50 sulla zona di visualizzazione al microscopio. </li><li> Rilevare le differenze di dimensioni della bocca e larghezza. Nota: A questo ingrandimento senza denti come le strutture sono osservabili quindi identificazione bocca metamorfosi si basa esclusivamente su ampi bocche contro bocche strette. </li></ol></li></ol> 2. Bite Assay Nota: saggi Mordere permettono una dettagliata analisi del comportamento predatorio. <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre NGM standard (6 cm) e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 19. </li><li> Fai piastre test facendo crescere una grande quantità di scelta prede delle larve di nematodi, come C. elegans o alternativa un adeguato preda ecologicamente rilevanti. Nota: Adulto C. elegans sono troppo grandi per essere adatto preda per cui è importante utilizzare lo stadio larvale. <ol><li> Mantenere C. elegans o altre prede potenziali su piastre standard NGM e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 fino a quando la popolazione è appena morto di fame, con conseguente abbondanza di giovani larve L1. Nota: Tempo per fame dipende da numerosi fattori ambientali e sperimentali, incluso il numero di nematodi utilizzati per avviare la coltura, la quantità di E. coli OP50 aggiunto, e la temperatura ambiente. </li></ol></li><li> Lavare quattro o più lastre di prede appena fame con M9 e passare la soluzione verme attraverso due 20 micron filtri per rimuovere tutti gli animali di grandi dimensioni e le rimanenti uova prima raccolta in un tubo da 15 ml. Solo piccole larve dovrebbe rimanere nella soluzione. </li><li> Per formare un pellet larvale centrifugare la preda filtrata a 377 g per 1 min. </li><li&gt; Pipetta da 3 ml di puro pellet a vite senza fine su una piastra NGM 6 centimetri senza E. coli OP50 presente e attendere almeno 30 minuti per le larve a diffondersi in misura sufficiente a generare un piatto di test. Nota: 3 ml di puro pellet verme sulle piastre test standard contengono&gt; 3.000 preda larve. Questo è sufficiente per generare frequente contatto tra predatori e prede. </li><li> Schermo nematodi predatori per la morph bocca richiesta (protocollo 1). </li><li> Utilizzando vite senza fine raccogliendo le tecniche standard e uno stereomicroscopio luce 19, trasferire i predatori correttamente classificati sulla piastra di dosaggio. Fare attenzione a trasferire come batteri poco OP50 possibile alla piastra di test durante il trasferimento di predatori per minimizzare la contaminazione batterica. Attendere 15 minuti per permettere al verme di recuperare dallo stress di essere trasferiti e verificare la presenza di wild-type comportamento motile per garantire i vermi non sono stati danneggiati dal trasferimento. Nota: Non c&#39;è bisogno di morire di fame P. pacificus, in quanto sono altamente efficienti predatori di altre larve di nematodi anche mentre ben nutriti su di batteri. </li><li> Dopo il recupero, osservare il predatore utilizzando uno stereomicroscopio luce per 10 minuti. Con questa apparecchiatura, osservare e caratterizzare eventi alimentazione distinti come mordere, caratterizzato dal predatore limitando il movimento della preda, uccidendo, dove da un&#39;apertura della cuticola preda viene rilevato; e l&#39;alimentazione, classificati per un consumo osservabile delle interiora preda (Figura 2A, B Movie 1). </li><li> Ripetere l&#39;analisi con lo screening e osservando un minimo di 10 singoli nematodi predatori per garantire l&#39;accuratezza. </li></ol> 3. Corpse Assay Nota: saggi Corpse facilitano una più rapida quantificazione di comportamenti predatori. <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre standard NGM e si nutrono di un l battericaAWN di E. coli OP50 19. Generare triplicato delle piastre test citati in precedenza (protocollo 2,1-2,5). </li><li> Schermo nematodi predatori per la metamorfosi bocca richiesto come descritto nel protocollo 1. Utilizzando vite senza fine raccogliendo le tecniche standard e un trasferimento stereomicroscopio luce 5 nematodi predatori con la metamorfosi bocca richiesto per ogni piatto saggio. Lasciare i predatori insieme con la preda per 2 ore. </li><li> Dopo 2 ore a schermo piatto saggio per la presenza di corpi svuotati (Figura 2B e C). Identificare i cadaveri per l&#39;assenza di motilità con difetti morfologici evidenti tra perdite interiora o mancante frammenti vite senza fine. </li></ol> 4. Analisi di faringeo e dente Movimento <ol><li> Crescere e mantenere le culture nematodi su piastre standard NGM e si nutrono di un prato batterica di E. coli OP50 19. Generare piastre saggio come accennato in precedenza (protocollo 2,1-2,5). Se standard di 6 cmpiastre NGM non si adattano tra l&#39;obiettivo e il palco microscopio, utilizzare il coperchio di piccoli 35 mm capsule di Petri, contenenti 2 ml NGM come una valida alternativa. </li><li> Schermo nematodi predatori per la metamorfosi bocca richiesto come descritto nel protocollo 1. Utilizzando verme standard di raccolta e tecniche di uno stereomicroscopio luce, trasferire un singolo predatore classificato correttamente sulla piastra di dosaggio. Attendere 15 minuti per permettere al verme di recuperare dallo stress di essere trasferiti. </li><li> Osservare gli animali predatori su un microscopio a 40 - 63X Normaski, con una telecamera ad alta velocità (Video 2 e 3). Record faringeo pompaggio e il movimento dei denti oltre 15 sec, a 50 Hz in almeno 20 animali per garantire la quantificazione precisa. Replay ha registrato i film alla velocità desiderata per contare le singole pompe ed eventi denti. Nota: pompaggio è osservata nel corpus, situata al centro della faringe, mentre il movimento del dente è rilevabile in apertura della bocca ed è solo observito dal dente dorsale. </li></ol>

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The authors declare no financial or competing interests.

I nematodi forniscono un potente sistema per la comprensione neurobiologia e comportamento con C. elegans finora essere lo strumento principale. Tuttavia, numerose specie di nematodi, tra cui P. comportamenti di visualizzazione pacificus, che sono assenti o variano per complessità dalla organismo modello C. elegans e quindi sollevano questioni interessanti per quanto riguarda l&#39;evoluzione e la regolamentazione di questi comportamenti. Un tale comportamento aggiuntivo trovato in molte altre specie di nematodi inclusi P. pacificus è la capacità di integrare la propria dieta batterica impegnandosi per l&#39;alimentazione degli predatori 1, 20. Per questo motivo abbiamo sviluppato e descritto un protocollo dettagliato per una facile e rapida caratterizzazione di questi comportamenti predatori in precedenza non analizzati in nematodi. In primo luogo, abbiamo fornito i metodi per lo screening per le variazioni in apparati di alimentazione all&#39;interno della bocca nematode. L&#39;identificazione del tipo corretto bocca è un elemento essenziale prima sTep per le prove di predazione di successo come, almeno all&#39;interno del genere Pristionchus solo gli animali eurystomatous sono in grado di alimentare predatori. E &#39;meglio identificare bocca si trasforma con il protocollo &quot;rapida bocca fenotipizzazione&quot; descritto nel protocollo 1.2 in quanto questo metodo è molto meno invasivo e quindi è meno probabile che i comportamenti predatori possono essere turbati. Tuttavia, si raccomanda di diventare prima familiarità con le diverse strutture bocca dall&#39;identificazione con animali anestetizzati su pattini di agar (protocollo 1.1). Dopo l&#39;identificazione del morph bocca desiderato, abbiamo descritto due saggi per quantificare l&#39;alimentazione predatori. Questi sono un rapido, high throughput &quot;assay cadavere&quot; (protocollo 3) ed un altro tempo ma analisi comportamentale più approfondita attraverso il &quot;test morso&quot; (protocollo 2). Entrambi questi protocolli sono altamente flessibile consentendo diverse modifiche al fine di ottimizzare i saggi seconda delle sperirequisiti Tal. Per i saggi morso utilizzando P. predatori pacificus su C. elegans prede, osservazioni delle interazioni comportamentali predatori per una finestra temporale di 10 minuti era sufficiente per quantificare una quantità significativa di punture insieme ad altri eventi alimentazione. Per i &quot;saggi&quot; cadavere ancora una volta utilizzando P. predatori pacificus su C. elegans prede, 5 predatori per 2 ore ha prodotto numeri cadavere facilmente quantificabili e coerenti che consentano una rapida analisi comportamentale. Tuttavia, va notato diverse specie di predatori mossa nematode a velocità diverse, mangiare a velocità diverse e generalmente mostrano una grande diversità in altri comportamenti 1. Inoltre, diverse prede possono essere consumati a velocità diverse per ragioni analoghe. Si raccomanda pertanto di ottimizzare le analisi basate sulle specie di nematodi testati sia come predatori e prede, e anche per le eventuali differenze di condizioni ambientali. Durante entrambi &quot;morso&quot; e &quot;corpie &quot;test è fondamentale che sia prede e predatori sono sani, come sottolineato o predatori feriti non uccideranno in modo efficiente. Inoltre, le piastre test freschi sono essenziali come piatti più anziani possono diventare asciugato che influisce negativamente sulla salute dei nematodi che porta alla erronea saggi. Si spera inoltre che le future iterazioni di questi saggi predatori saranno in grado di sfruttare i recenti progressi nella tecnologia, al fine di automatizzare gran parte delle analisi, come è stato fatto per indagare molti comportamenti osservati in C. elegans 21, 22. Attualmente i problemi possono sorgere nei nematodi, come P. pacificus come appaiono molto più sensibili al contatto, rendendo l&#39;isolamento e l&#39;immobilizzazione in camere microfluidica probabilità di abrogare l&#39;alimentazione predatori. il superamento di questa potrebbe rivelarsi impegnativo, ma faciliterebbe singoli nematodi a essere sottoposti a screening per il sottile predatori comportamenti. Infine, abbiamo anche fornito metodi FOR esaminando l&#39;apparato di alimentazione nematode stesso facilitando il confronto tra le modalità di alimentazione predatori e batteriche quantificando la cinetica dei denti e della faringe di pompaggio con una macchina fotografica ad alta velocità (protocollo 4). La quantificazione dei tassi faringea di pompaggio in C. elegans è stato utilizzato per monitorare l&#39;alimentazione per molti anni 23, tuttavia, C. elegans è priva di qualsiasi forma di bocca denticle e manca anche comportamenti predatori. Attraverso combinando la quantificazione della faringe pompaggio con quello dell&#39;attività dente, qualsiasi innervazione dei denti specifici predazione può essere anche osservata. A causa l&#39;ingrandimento necessario per osservare il movimento dei denti degli animali muovono spesso fuori del piano focale, quindi è di solito possibile solo osservare il dente per finestre temporali brevi. Inoltre, a differenza C. elegans, la faringe di P. pacificus non continuo della pompa, ma piuttosto si impegna in periodi di pompaggio e l&#39;alimentazione. Pertanto, per un accurato pum faringeacon tempi di risposta mentre l&#39;alimentazione da determinare, è importante registrare 15 secondi di alimentazione continua. Questi metodi qui presentati forniscono quindi il primo quadro per indagare i comportamenti predatori nei sistemi di nematodi. Inoltre, possono anche essere adattabile per l&#39;impiego nelle indagini altre interazioni all&#39;interno dell&#39;ecosistema nematode tra cui l&#39;influenza di organismi inoltre ecologicamente rilevanti sulla predazione compresi microrganismi, funghi e acari . Così essi forniscono un mezzo per analizzare come questi comportamenti predatori sono regolate, come essi si siano evoluti e anche la loro importanza ecologica.

I nematodi con le loro piccole ma complessi sistemi nervosi si sono rivelati potenti strumenti per la comprensione di molti aspetti della neurobiologia, tra cui comportamento. Gran parte di questa ricerca si è concentrata sulla organismo modello Caenorhabditis elegans in cui un gran numero di diversi comportamenti sono stati sezionati e analizzati con successo. Questi includono meccanosensoriali 3, 4 chemiotattica, thermotactic 5,6 e 7 magnetotactic influenzare l&#39;accoppiamento 8,9, l&#39;apprendimento e l&#39;alimentazione 10 comportamenti 11. Tuttavia, altre specie di nematodi più distante relativi mostrano comportamenti che non si osservano nel rhabditid C. elegans o in alternativa mostrano ulteriori livelli di complessità, che solleva domande pertinenti per quanto riguarda la loro evoluzione e la regolamentazione. Uno di questi casi di questo può essere osservato nel lontanamente connessi diplogastrid nematode Pristionchus pacificus, che visualizza molto più complessa di alimentazione esserecomporta- e ritmi che si osservano in C. elegans 1. Questo nonostante le due specie condividono neuroni faringei omologhi 12. In concomitanza con questi comportamenti di alimentazione aggiuntivi, P. pacificus mostra anche una gamma alimentare espanso, in quanto sono predatori avidi, in grado di integrare la loro dieta batterica anche nutrendosi di larve di altri nematodi. Fortunatamente, P. pacificus è stato sviluppato come un modello per la biologia evolutiva e comparativa integrativo e quindi molti strumenti molecolari e genetici sono ora disponibili. Questi includono un genoma completamente sequenziato e annotato 13, strumenti molecolari e genetici, tra cui transgeni 14 e CRISPR / Cas9 15,16, nonché una dettagliata e ben annotato filogenesi 17 con oltre 25 specie strettamente correlate tra le sue specie sorelle di recente scoperta. Inoltre, l&#39;ecologia di numerose specie Pristionchus tra cui P. pacificus è noill definito con molte specie essendo ora descritta la condivisione di una associazione Necromenic con scarabei, un host che condividono spesso con altre specie di nematodi 18. P. pacificus fornisce quindi un sistema modello eccellente con cui analizzare l&#39;evoluzione dei comportamenti nuovi e la loro importanza ecologica. Al fine di analizzare i comportamenti alimentari predatori in specie di nematodi, come P. pacificus abbiamo sviluppato diversi test comportamentali nuovi per una facile osservazione e la quantificazione delle azioni predatorie. Come P. pacificus mostra una struttura bocca dimorphic, che influenza fortemente il comportamento predatorio, identificazione del morfotipo corretta è essenziale 1,2. La stretta bocca metamorfosi stenostomatous contiene un solo dente dorsale smussato e non svolge alcuna alimentazione predatori. In alternativa, l&#39;ampia bocca metamorfosi eurystomatous include una molto più grande a forma di artiglio dente dorsale e un ulteriore oppostesub-ventrale dente, che insieme operano per aprire in modo efficiente la cuticola delle loro prede. Il rapporto tra la eurystomatous predatori alla forma stenostomatous non predatori varia tra le specie Pristionchus e anche all&#39;interno P. pacificus, tuttavia, la percentuale della bocca eurystomatous trasformarsi in P. pacificus ceppo selvatico (PS312) è di solito 70 - 90% 2. Inoltre, i rapporti di forma della bocca può variare a seconda di diversi fattori ambientali (sia a conoscenza, anche fame e qualche piccola molecola di segnalazione così come i fattori sconosciuti), in tal modo la corretta identificazione e l&#39;isolamento della forma bocca eurystomatous predatori è essenziale per le analisi predatori di successo. Accanto alla descrizione della forma della bocca predatori abbiamo sviluppato un &quot;saggio morso&quot; per l&#39;osservazione diretta e la quantificazione dei comportamenti predatori, tra cui mordere, uccidendo e alimentando eventi. Qui nematodi prede sono isolati attraverso il filtroing delle culture di recente fame ed esposti a predatori adulti P. pacificus, che si osservano insieme in un breve lasso di tempo. Inoltre, abbiamo anche sviluppato un elevato throughput &quot;saggio cadavere&quot; per facilitare una rapida proiezione di comportamenti predatori attraverso l&#39;osservazione indiretta di eventi predatori. Questo si avvale della presenza di cadaveri larvali come strumento per lo screening per predazione. Entrambi i test forniscono metodi semplici e altamente ripetibili per l&#39;osservazione e la misurazione comportamenti predatori di specie di nematodi, come P. pacificus.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Nylon net filters (20 um)</td>
			<td style="width:71px;">Merck Millipore Ltd</td>
			<td style="width:119px;">NY2004700</td>
			<td style="width:167px;">Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PP Funnel for filter (54mm)</td>
			<td style="width:71px;">Duran</td>
			<td align="right" style="width:119px;">292215003</td>
			<td>Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small petri dish (35/10 mm)</td>
			<td style="width:71px;">Greiner Bio-One&#160;</td>
			<td align="right" style="width:119px;">627102</td>
			<td>For imaging on High speed camera</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Zeiss SteREO Discovery V12</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>For mouth form identificaton</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Axio-Imager A1</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>For mouth form identificaton</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass Slides</td>
			<td style="width:71px;">Roth</td>
			<td style="width:119px;">H869</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cover Slips</td>
			<td style="width:71px;">Roth</td>
			<td align="right" style="width:119px;">657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Motion Scope M3 Highspeed camera</td>
			<td style="width:71px;">IDT</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>High speed camera</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Video zoom 44 ENG 1/2&#34; 0.5x to 2.4x</td>
			<td style="width:71px;">Zeis</td>
			<td style="width:119px;">452984-0000-000</td>
			<td>High speed camera zoom</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Agar</td>
			<td style="width:71px;">Roth</td>
			<td style="width:119px;">5210.2</td>
			<td>CAS-Nr. 9002-18-0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td style="width:71px;">Roth</td>
			<td align="right" style="width:119px;">3957</td>
			<td>CAS-Nr. 7647-14-5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Bacto Tryptone</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">211699</td>
			<td>Lot 4316614</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Calcium chloride dihydrate (CaCl2)</td>
			<td style="width:71px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C3306</td>
			<td>CAS-Nr. 10035-04-8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Cholesterol from lanolin</td>
			<td style="width:71px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>F 26732 00050</td>
			<td>CAS-Nr. 57-88-5</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4)</td>
			<td style="width:71px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1,058,861,000</td>
			<td>CAS-Nr. 10034-99-8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4)</td>
			<td style="width:71px;">ACROS organics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">271080025</td>
			<td>CAS-Nr. 7778-77-0</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">6 cm petri dish</td>
			<td style="width:71px;">Greiner Bio-One</td>
			<td align="right" style="width:119px;">628102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">3.5 cm petri dish</td>
			<td style="width:71px;">Greiner Bio-One</td>
			<td align="right" style="width:119px;">627102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">M9 ingredients:</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4)</td>
			<td style="width:71px;">ACROS organics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">271080025</td>
			<td>CAS-Nr. 7778-77-0</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO4)</td>
			<td style="width:71px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9390-500G-D</td>
			<td>CAS-Nr. 7782-85-6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td style="width:71px;">Roth</td>
			<td align="right" style="width:119px;">3957</td>
			<td>CAS-Nr. 7647-14-5</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assaying predatory feeding behaviors in pristionchus and other nematodes

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including Pristionchus pacificus display complex behaviors, the most striking of which is the predation of other nematode larvae. However, as these behaviors are absent in the model organism Caenorhabditis elegans, they have thus far only recently been described in detail along with the development of reliable behavioral assays 1. These predatory behaviors are dependent upon phenotypically plastic but fixed mouth morphs making the correct identification and categorization of these animals essential. In P. pacificus there are two mouth types, the stenostomatous and eurystomatous morphs 2, with only the wide mouthed eurystomatous containing an extra tooth and being capable of killing other nematode larvae. Through the isolation of an abundance of size matched prey larvae and subsequent exposure to predatory nematodes, assays including both "corpse assays" and "bite assays" on correctly identified mouth morph nematodes are possible. These assays provide a means to rapidly quantify predation success rates and provide a detailed behavioral analysis of individual nematodes engaged in predatory feeding activities. In addition, with the use of a high-speed camera, visualization of changes in pharyngeal activity including tooth and pumping dynamics are also possible.

<html> Dopo l&#39;identificazione di successo del morph bocca appropriata in P. pacificus, chiare differenze tra gli animali eurystomatous e stenostomatous può essere rilevato (Figura 3), con solo gli animali eurystomatous impegnati a uccidere comportamento. Negli animali stenostomatous questo comportamento sembra essere soppressa del tutto. Inoltre, le differenze dell&#39;attività dente e della faringe pompaggio di animali eurystomatous sui batteri e prede (figura 4 e Video 2 e 3) sono anche evidenti. Mentre l&#39;alimentazione predatori, il tasso di pompaggio si riduce al di sotto di quello osservato durante l&#39;allattamento batterica e il movimento dei denti viene rilevato in un rapporto uno a uno con il pompaggio della faringe. Questo è potenzialmente indicativo di meccanismi regolatori chiave che modulano la risposta comportamentale alle diverse dieta. s / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. P. pacificus ha una bocca Dimorfismo che influenza comportamento alimentare. (A) La forma della bocca eurystomatous è in grado di predazione e ha una vasta apertura della bocca con una grande forma di artiglio dorsale dente (falso-colore rosso) e (B) un grande avversario gancio a forma di dente sub-ventrale (falso-colore blu). (C) La forma della bocca stenostomatous è in grado di nutrirsi di batteri solo e ha una apertura della bocca più stretta con una forma di selce dorsale dente (falso-colore rosso) e (D) senza denti sub-ventrale (*). Immagini Normaski sono 63X e barra della scala rappresenta 10 micron. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig2.jpg" /> <strong&gt; Figura 2. Predazione dosaggi. (A) P. pacificus morde e uccide le larve di altri nematodi come C. elegans. (B) Per i saggi mordere, il numero di bitesby predatori (*) si può osservare utilizzando uno stereomicroscopio luce e l&#39;uccisione di successo e di alimentazione eventi anche registrati. I cadaveri sono anche ben visibili (cerchi). (C) Per i saggi di cadaveri, carcasse larvali (frecce) possono essere facilmente identificati confrontati con larve vive. Barra di scala rappresenta 1 mm in B e 150 micron di C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig2large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig3.jpg" /> Figura 3. Risultati del morso e Corpse saggi su C. elegans Prey. (A) comportamento Mordere è evidente solo<html> in forma bocca eurystomatous con questo comportamento non visualizzate in animali stenostomatous. Barra di errore rappresenta la deviazione standard di 10 replicati. (B) In coincidenza con nessun comportamento mordere evidente da animali stenostomatous, saggi cadavere rivelano anche carcasse solo su lastre test di animali eurystomatous. Barra di errore rappresenta la deviazione standard di 5 replicati. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/54404/54404fig4.jpg" /> Figura 4. Eurystomatous pompaggio Rate e dente Movimento durante l&#39;allattamento Predatori. Movimento dentale è stata osservata solo mentre gli animali eurystomatous sono impegnati per l&#39;alimentazione degli predatori. Questo coincide anche con una riduzione faringea pompaggio. barra di errore rappresenta la deviazione standard di 10 replicati.<html> href = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="film 1" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie1.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_1_Killing_behaviour.mp4">Movie 1. Osservazione del Comportamento Uccidere per Assay Bite utilizzando uno stereomicroscopio luce. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a> <img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/54404/54404movie2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_2_HS_Camera_Killing.mp4">Movie Camera Movie 2. Alta velocità di P. pacificus uccidendo C. elegans larve. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a> annuncio / 54404 / 54404movie3.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/Movie_3_HS_pumping_and_tooth.mp4">Movie 3. ingrandita ad alta velocità della macchina fotografica del dente movimento durante predazione. (Tasto destro del mouse per scaricare).</a>

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Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth.

Saggio comportamenti alimentari predatori in<em&gt; Pristionchus</em&gt; E altri nematodi

This protocol provides multiple methods for the analysis and quantification of predatory feeding behaviors in nematodes. Many nematode species including ...

assaying-predatory-feeding-behaviors-pristionchus-other

Research

JoVE Journal

Environment

Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

9.7K Views.  Max-Planck Institute for Developmental Biology. Behavioral assays provide powerful tools for understanding neuronal function. Here we present several protocols for quantifying predatory feeding behavior found in the model nematode Pristionchus pacificus and its relatives. Additionally, we provide methods for analyzing predatory feeding adaptations including mouth structures and teeth. 

Video: Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes

Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations

Flue gas from power plants can promote algal cultivation and reduce greenhouse gas emissions1. Microalgae not only capture solar energy more efficiently than plants3, but also synthesize advanced biofuels2-4. Generally, atmospheric CO2 is not a sufficient source for supporting maximal algal growth5. On the other hand, the high concentrations of CO2 in industrial exhaust gases have adverse effects on algal physiology. Consequently, both cultivation conditions (such as nutrients and light) and the control of the flue gas flow into the photo-bioreactors are important to develop an efficient &ldquo;flue gas to algae&rdquo; system. Researchers have proposed different photobioreactor configurations4,6 and cultivation strategies7,8 with flue gas. Here, we present a protocol that demonstrates how to use models to predict the microalgal growth in response to flue gas settings. We perform both experimental illustration and model simulations to determine the favorable conditions for algal growth with flue gas. We develop a Monod-based model coupled with mass transfer and light intensity equations to simulate the microalgal growth in a homogenous photo-bioreactor. The model simulation compares algal growth and flue gas consumptions under different flue-gas settings. The model illustrates: 1) how algal growth is influenced by different volumetric mass transfer coefficients of CO2; 2) how we can find optimal CO2 concentration for algal growth via the dynamic optimization approach (DOA); 3) how we can design a rectangular on-off flue gas pulse to promote algal biomass growth and to reduce the usage of flue gas. On the experimental side, we present a protocol for growing Chlorella under the flue gas (generated by natural gas combustion). The experimental results qualitatively validate the model predictions that the high frequency flue gas pulses can significantly improve algal cultivation.

Flue gas from power plants is a cheap CO2 source for algal growth. We have built prototype &#34;flue gas to algal cultivation&#34; systems and described how to scale up the algal cultivation process. We have demonstrated the use of a mass-transfer bio-reaction model to simulate and to design the optimal operation of flue gas for the growth of Chlorella sp. in algal photo-bioreactors.

Ottimizzare le impostazioni dei gas di scarico per promuovere la crescita di microalghe in fotobioreattori tramite simulazioni al computer

Flue gas from power plants can promote algal cultivation and reduce greenhouse gas emissions1. Microalgae not only capture solar energy more efficiently ...

Ricerca

Ambiente

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Campionamento e Isolamento di Nematodi entomopatogeni Suolo (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

A Fish-feeding Laboratory Bioassay to Assess the Antipredatory Activity of Secondary Metabolites from the Tissues of Marine Organisms

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with the goal of examining the ecological functions of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. The result has been a progression of protocols that have increasingly refined the ecological relevance of the experimental approach. Here we present the most up-to-date version of a fish-feeding laboratory bioassay that enables investigators to assess the antipredatory activity of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. Organic metabolites of all polarities are exhaustively extracted from the tissue of the target organism and reconstituted at natural concentrations in a nutritionally appropriate food matrix. Experimental food pellets are presented to a generalist predator in laboratory feeding assays to assess the antipredatory activity of the extract. The procedure described herein uses the bluehead, Thalassoma bifasciatum, to test the palatability of Caribbean marine invertebrates; however, the design may be readily adapted to other systems. Results obtained using this laboratory assay are an important prelude to field experiments that rely on the feeding responses of a full complement of potential predators. Additionally, this bioassay can be used to direct the isolation of feeding-deterrent metabolites through bioassay-guided fractionation. This feeding bioassay has advanced our understanding of the factors that control the distribution and abundance of marine invertebrates on Caribbean coral reefs and may inform investigations in diverse fields of inquiry, including pharmacology, biotechnology, and evolutionary ecology.

This bioassay employs a model predatory fish to assess the presence of feeding-deterrent metabolites from organic extracts of the tissues of marine organisms at natural concentrations using a nutritionally comparable food matrix.

Un pesce-alimentare Laboratorio Bioassay per valutare l&#39;attività di antipredatory Secondary metaboliti dai tessuti di organismi marini

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with ...

Quantification of Heavy Metals and Other Inorganic Contaminants on the Productivity of Microalgae

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages include high potential yield, use of non-arable land and integration with waste streams. The nutrient requirements of a large-scale microalgae production system will require the coupling of cultivation systems with industrial waste resources, such as carbon dioxide from flue gas and nutrients from wastewater. Inorganic contaminants present in these wastes can potentially lead to bioaccumulation in microalgal biomass negatively impact productivity and limiting end use. This study focuses on the experimental evaluation of the impact and the fate of 14 inorganic contaminants (As, Cd, Co, Cr, Cu, Hg, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn) on Nannochloropsis salina growth. Microalgae were cultivated in photobioreactors illuminated at 984 &#181;mol m-2 sec-1 and maintained at pH 7 in a growth media polluted with inorganic contaminants at levels expected based on the composition found in commercial coal flue gas systems. Contaminants present in the biomass and the medium at the end of a 7 day growth period were analytically quantified through cold vapor atomic absorption spectrometry for Hg and through inductively coupled plasma mass spectrometry for As, Cd, Co, Cr, Cu, Mn, Ni, Pb, Sb, Se, Sn, V and Zn. Results show N. salina is a sensitive strain to the multi-metal environment with a statistical decrease in biomass yieldwith the introduction of these contaminants. The techniques presented here are adequate for quantifying algal growth and determining the fate of inorganic contaminants.

Integration of microalgal cultivation with industrial flue gas will ultimately introduce heavy metals and other inorganic compounds into the growth media. This study presents a procedure used to determine the end fate and impact of heavy metals and inorganic contaminants on the growth of Nannochloropsis salina grown in photobioreactors.

Quantificazione dei metalli pesanti e altri contaminanti inorganici sulla produttività delle microalghe

Increasing demand for renewable fuels has researchers investigating the feasibility of alternative feedstocks, such as microalgae. Inherent advantages ...

Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects

Phloem and plant sap feeding insects invade the integrity of crops and fruits to retrieve nutrients, in the process damaging food crops. Hemipteran insects account for a number of economically substantial pests of plants that cause damage to crops by feeding on phloem sap. The brown marmorated stink bug (BMSB), Halyomorpha halys (Heteroptera: Pentatomidae) and the Asian citrus psyllid (ACP), Diaphorina citri Kuwayama (Hemiptera: Liviidae) are hemipteran insect pests introduced in North America, where they are an invasive agricultural pest of high-value specialty, row, and staple crops and citrus fruits, as well as a nuisance pest when they aggregate indoors. Insecticide resistance in many species has led to the development of alternate methods of pest management strategies. Double-stranded RNA (dsRNA)-mediated RNA interference (RNAi) is a gene silencing mechanism for functional genomic studies that has potential applications as a tool for the management of insect pests. Exogenously synthesized dsRNA or small interfering RNA (siRNA) can trigger highly efficient gene silencing through the degradation of endogenous RNA, which is homologous to that presented. Effective and environmental use of RNAi as molecular biopesticides for biocontrol of hemipteran insects requires the in vivo delivery of dsRNAs through feeding. Here we demonstrate methods for delivery of dsRNA to insects: loading of dsRNA into green beans by immersion, and absorbing of gene-specific dsRNA with oral delivery through ingestion. We have also outlined non-transgenic plant delivery approaches using foliar sprays, root drench, trunk injections as well as clay granules, all of which may be essential for sustained release of dsRNA. Efficient delivery by orally ingested dsRNA was confirmed as an effective dosage to induce a significant decrease in expression of targeted genes, such as juvenile hormone acid O-methyltransferase (JHAMT) and vitellogenin (Vg). These innovative methods represent strategies for delivery of dsRNA to use in crop protection and overcome environmental challenges for pest management.

This article demonstrates novel techniques developed for oral delivery of double-stranded RNA (dsRNA) through the vascular tissues of plants for RNA interference (RNAi) in phloem sap feeding insects.

Metodi di consegna orale RNA double-stranded per indurre RNAi nel floema e insetti Pentatomomorfi pianta-sap-alimentazione

Phloem and plant sap feeding insects invade the integrity of crops and fruits to retrieve nutrients, in the process damaging food crops. Hemipteran ...

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current measures to combat such pathogens have proved too conservative and, thus, not sufficiently effective, and they can potentially pose environmental risks. Therefore, it is extremely necessary to identify host-resistance factors to assist in controlling plant diseases naturally through the identification of resistant germplasm, the isolation and characterization of resistance genes, and the molecular breeding of resistant cultivars. In this regard, there is need to establish an accurate, rapid, and large-scale inoculation method to breed and develop plant resistance genes. The rice blast fungal pathogen Magnaporthe grisea causes severe disease symptoms and yield losses. Recently, M. grisea has emerged as a model organism for studying the mechanisms of plant-fungal pathogen interactions. Hence, we report the development of a plant virulence test method that is specific for M. grisea. This method provides for both spray inoculation with a conidial suspension and wounding inoculation with mycelium cubes or droplets of conidial suspension. The key step of the wounding inoculation method for detached rice leaves is to make wounds on plant leaves, which avoids any interference caused by host penetration resistance. This spray/wounding protocol contributes to the rapid, accurate, and large-scale screening of the pathotypes of M. grisea isolates. This integrated and systematic plant infection method will serve as an excellent starting point for gaining a broad perspective of issues in plant pathology.

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Here, we present a protocol to test plant virulence with the plant pathogen Magnaporthe grisea. This report will contribute to the large-scale screening of the pathotypes of fungi isolates and serve as an excellent starting point for understanding the resistant mechanisms of plants during molecular breeding.

La prova di infezione di pianta: Spray e ferita-mediata di inoculazione con la pianta patogeno Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current ...

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Raccolta le tossine veleno da Assassin Bugs e altri insetti Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

Design and Use of an Apparatus for Quantifying Bivalve Suspension Feeding at Sea

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves (i.e., mussels, oysters, and clams) presents new challenges. Quantitative data on the feeding behavior of suspension-feeding mollusks is necessary to determine important ecosystem interactions of offshore shellfish farms, including their carrying capacity, the competition with the zooplankton community, the availability of trophic resources at different depths, and the deposition to the benthos. The biodeposition method is used to quantify feeding variables in suspension-feeding bivalves in a natural setting and represents a more realistic proxy than laboratory experiments. This method, however, relies upon a stable platform to satisfy the requirements that water flow rates supplied to the shellfish remain constant and the bivalves are undisturbed. A flow-through device and process for using the biodeposition method to quantify the feeding of bivalve mollusks were modified from a land-based format for shipboard use by building a two-dimensional gimbal table around the device. Planimeter data reveal a minimal pitch and yaw of the chambers containing the test shellfish despite boat motion, the flow rates within the chambers remain constant, and operators are able to collect the biodeposits (feces and pseudofeces) with sufficient consistency to obtain accurate measurements of the bivalve clearance, filtration, selection, ingestion, rejection, and absorption at offshore shellfish aquaculture sites.

A flow-through device for using the biodeposition method to quantify filtration and feeding behavior of bivalve mollusks was modified for shipboard use. A two-dimensional gimbal table built around the device isolates the apparatus from boat motion, thereby allowing the accurate quantification of bivalve filtration variables at offshore shellfish aquaculture sites.

Progettazione e l'uso di un apparato per quantificare bivalvi sospensione alimentazione in mare

As shellfish aquaculture moves from coastal embayments and estuaries to offshore locations, the need to quantify ecosystem interactions of farmed bivalves ...

Leaf Area Index Estimation Using Three Distinct Methods in Pure Deciduous Stands

Accurate estimations of leaf area index (LAI), defined as half of the total leaf surface area per unit of horizontal ground surface area, are crucial for describing the vegetation structure in the fields of ecology, forestry, and agriculture. Therefore, procedures of three commercially used methods (litter traps, needle technique, and a plant canopy analyzer) for performing LAI estimation were presented step-by-step. Specific methodological approaches were compared, and their current advantages, controversies, challenges, and future perspectives were discussed in this protocol. Litter traps are usually deemed as the reference level. Both the needle technique and the plant canopy analyzer (e.g., LAI-2000) frequently underestimate LAI values in comparison with the reference. The needle technique is easy to use in deciduous stands where the litter completely decomposes each year (e.g., oak and beech stands). However, calibration based on litter traps or direct destructive methods is necessary. The plant canopy analyzer is a commonly used device for performing LAI estimation in ecology, forestry, and agriculture, but is subject to potential error due to foliage clumping and the contribution of woody elements in the field of view (FOV) of the sensor. Eliminating these potential error sources was discussed. The plant canopy analyzer is a very suitable device for performing LAI estimations at the high spatial level, observing a seasonal LAI dynamic, and for long-term monitoring of LAI.

An accurate estimation of leaf area index (LAI) is crucial for many models of material and energy fluxes within plant ecosystems and between an ecosystem and the atmospheric boundary layer. Therefore, three methods (litter traps, needle technique, and PCA) for taking precise LAI measurements were in the presented protocol.

Stima dell'indice dell'area foglia utilizzando tre metodi distinti in stand deciduous puro

Accurate estimations of leaf area index (LAI), defined as half of the total leaf surface area per unit of horizontal ground surface area, are crucial for ...

A Small-Scale Setup for Algal Toxicity Testing of Nanomaterials and Other Difficult Substances

Ecotoxicity data is a requirement for pre- and post-market registration of chemicals by European and international regulations (e.g., REACH). The algal toxicity test is frequently used in regulatory risk assessment of chemicals. In order to achieve high reliability and reproducibility the development of standardized guidelines is vital. For algal toxicity testing, the guidelines require stable and uniform conditions of parameters such as pH, temperature, carbon dioxide levels and light intensity. Nanomaterials and other so-called difficult substances can interfere with light causing a large variation in results obtained hampering their regulatory acceptance. To address these challenges, we have developed LEVITATT (LED Vertical Illumination Table for Algal Toxicity Tests). The setup utilizes LED illumination from below allowing for a homogenous light distribution and temperature control while also minimizing intra-sample shading. The setup optimizes the sample volume for biomass quantification and does at the same time ensure a sufficient influx of CO2 to support exponential growth of the algae. Additionally, the material of the test containers can be tailored to minimize adsorption and volatilization. When testing colored substances or particle suspensions, the use of LED lights also allows for increasing the light intensity without additional heat generation. The compact design and minimal equipment requirements increase the possibilities for implementation of the LEVITATT in a wide range of laboratories. While compliant with standardized ISO and OECD guidelines for algal toxicity testing, LEVITATT also showed a lower inter-sample variability for two reference substances (3,5-Dicholorophenol and K2Cr2O7) and three nanomaterials (ZnO, CeO2, and BaSO4) compared to Erlenmeyer flasks and microtiter plates.

We demonstrate algal toxicity testing for difficult substances (e.g., colored substances or nanomaterials) using a setup illuminated vertically with an LED.

Un'installazione su piccola scala per il test della tossicità delle alghe di nanomateriali e altre sostanze difficili

Ecotoxicity data is a requirement for pre- and post-market registration of chemicals by European and international regulations (e.g., REACH). The algal ...