Electron microscope imaging was conducted at the Electron Microscopy Unit of the Weizmann Institute of Science, supported in part by the Irving and Cherna Moskowitz Center for Nano and Bio-Nano Imaging. This research was also supported by the ISF I-CORE grant 152/1, Mr. and Mrs. Dan Kane, Ms. Lois Rosen, by a Yeda-Sela research grant, by the Larson Charitable Foundation, by Ruth and Herman Albert Scholars Program for New Scientists, by the Ilse Katz Institute for Materials Sciences and Magnetic Resonance Research grant, by the Ministry of Health grant for alternative research methods, and by the France-Israel Cooperation - Maimonide-Israel Research Program. IKG is a recipient of the Rowland and Sylvia Career Development Chair.

1. valutare l&#39;effetto di piccole molecole inibitori sulla Pellicle e la formazione di biofilm Colony <ol><li> Preparare una soluzione di 2x definito medio MSgg biofilm che inducono 25 senza il cloruro di calcio e ferro (III) cloruro esaidrato. Dopo la sterilizzazione del filtro, aggiungere il cloruro di calcio. Il mezzo è pronto all&#39;uso direttamente oppure può essere conservato a 4 ° C al buio. </li><li> Preparare la diluizione 1x MSgg il giorno dell&#39;esperimento. <ol><li> Diluire il mezzo 2x MSgg a 1x con acqua distillata sterile (pellicole) o agar sterile 3% calda (80 ° C) (biofilm) e aggiungere ferro (III) cloruro esaidrato ad una concentrazione finale di 50 pM (pellicole) o 250 pM ( biofilm). Aggiungere antibiotici o piccole molecole inibitrici alla concentrazione desiderata e mescolare bene. Ad esempio, per ottenere una concentrazione finale di 0,5 mM D-leucina in 30 ml di stabilire pellicole o biofilm, aggiungere 196,6 ml di un 76,3 mM (10 mg / ml) di soluzione D-leucina. NOTE:. La composizione finale 1x MSgg sono descritte nella Tabella 1 Rispetto alla ricetta originale 25, il mezzo conteneva 50 ug / ml treonina e la concentrazione di ferro per crescere colonie biofilm su terreno solido MSgg stato aumentato 2.5x per ottimizzare la morfologia delle colonie rugosa . </li></ol></li><li> Dopo la solidificazione del agar, asciugare le piastre MSgg solidi in una cappa biologica per 30-45 minuti prima della inoculazione. </li><li> Per selezionare inibitori specifici che interferiscono con i meccanismi di formazione pellicola (figura 1), esclude che le concentrazioni utilizzate influenzano planctonici e crescita statica. <ol><li> Determinare crescita planktonic (aumento della densità ottica nel tempo in coltura liquida) in una curva di crescita semplice misurando la densità ottica a 600 nm ogni ora fino alla fase di crescita stazionaria. </li><li> Per confermare che la torbidità cultura misurata rappresenta conta di cellule vive, determinare il numero di unità formanti colonia (CFU)di cellule in fase di crescita planctonici da una coltura agitando dopo diversi punti temporali. </li><li> Per valutare l&#39;effetto di piccole molecole inibitrici sulla crescita pellicola statica, cellule raccolto alla fine di una incubazione di 3 giorni a 23 ° C da 24 pozzetti coltura cellulare e, inoculato nelle stesse condizioni come descritto nelle sezioni 1,7-1,9 e determinare la CFU. Per questo controllo, utilizzare un ceppo pellicola con deficit che manca i operoni che codificano per i componenti della matrice extracellulare (vale a dire, B. subtilis Δ epsH, Δ TASA). NOTA: Questo ceppo è in grado di crescere in condizioni statiche, ma a differenza di un ceppo selvatico pellicle-formatura, è carente nella capacità di galleggiare all&#39;interfaccia liquido-aria, la cui crescita è favorita a causa di un aumento dei livelli di ossigeno 26. Così, questo da matrice extracellulare e la tensione pellicola-carente è un ceppo di riferimento consigliato per valutare la crescita in condizioni statiche. NOTA: Per la specifica exampio del non canonica D-amino acido D-leucina descritte di seguito, un effetto sulla planctonici e la crescita statica a concentrazioni che interferivano con la formazione di pellicola è stato escluso 12,17. I metodi per determinare planctonici e crescita statica sono descritte in dettaglio 17. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig1.jpg" /> Figura 1. panoramica concettuale per l&#39;identificazione di un robusto apparato sperimentale per valutare l&#39;inibizione specifica della formazione di biofilm. I criteri di selezione per le piccole molecole inibitrici che indicano l&#39;interferenza specifico con la formazione di biofilm, senza effetto pronunciato sulla crescita planctonici. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol start="5"><li> Streak fuori B. subtilis da un C magazzino -80 ° (LB culture di 10 9 cellule / ml congelati in glicerolo al 20%) per isolare singole colonie su una piastra di agar-% 1,5 LB con una punta sterile o un bastoncino applicatore. </li><li> Crescere notte a 30 ° C. </li><li> PUNTO CRITICO: Per una robusta inibizione pellicola dagli acidi non canonica D-amino come D-leucina, crescere una singola colonia prelevata dal% piastra di agar-1.5 LB in 3 ml brodo LB a 37 ° C per 4 ore in un agitazione incubatore (velocità di agitazione 200 rpm). Sostituire il brodo LB con il mezzo MSgg biofilm che inducono prima inoculazione mediante centrifugazione cultura 1,5 ml di avviamento per 4 min a 6.000 xg, rimuovere con attenzione il surnatante e ri-sospensione il pellet in 1,5 ml di mezzo MSgg. Il resto della coltura può essere scartato. Importante: Per garantire la robustezza del sistema, la densità ottica a 600 nm (OD 600) della coltura starter lavato dovrebbe essere compreso tra 0,6 e 1. </li><li> Durante la crescita della coltura starter, preparare un 12-pozzetti di coltura cellulare plate multidish contenentg 3 ml di terreno MSgg senza o con un intervallo di concentrazione della piccola molecola inibitore (ad esempio, 0,3, 0,5, 1 mM D-leucina 17). Per escludere effetti di bordo, distribuire la collocazione delle diverse concentrazioni di tutta la piastra multidish. In alternativa, utilizzare 24 pozzetti coltura cellulare piastre multidish contenente 1,5 ml di terreno MSgg. </li><li> Inoculare pozzetti della coltura cellulare piastra multidish 12 pozzetti con 3 ml di coltura starter lavato (1: 1.000 diluizione). NOTA: Un rapporto di diluizione inferiore, cioè, 1: 500 può essere utilizzato. Questo riduce il tempo di sviluppo delle pellicole. </li><li> Grow le pellicole a 23 ° C in condizioni statiche per tre giorni. Non spostare le pellicole durante questo tempo, in quanto può influenzare la morfologia superficiale finale della pellicola. </li><li> Acquisire le immagini con un&#39;esposizione binoculare e omogeneo di fulmini. In alternativa, fare una foto delle pellicole con una fotocamera ad alta risoluzione. Per evitare artefatti causati da inconsisangoli di luce tenda e ombre, scattare foto top-down con la telecamera fissa su un treppiede e utilizzare una fonte di luce morbida e grande a 45 ° da entrambi i lati. NOTA: Un metodo alternativo per studiare B. subtilis pluricellularità è il saggio colonia di biofilm su, terreno solido biofilm che inducono MSgg. Come pellicole, questo test permette lo studio dei processi spazio-temporali. Una volta che la gamma attiva delle piccole molecole inibitrici è determinata, il loro effetto sulla formazione di biofilm colonia può essere studiato. </li><li> Per crescere colonie biofilm, simmetricamente individuare 1,5 ml di non lavato precoltura (Passo 1.7) sul MSgg 1,5% agar essiccato con l&#39;aiuto di un modello - 4 gocce per Petri di 8,5 cm di diametro. Lasciate che le gocce adsorbono alla piastra prima di muoversi. NOTA: Il modello consente di ottenere una distribuzione uniforme delle colonie biofilm all&#39;interno della zona dove si coltivano le cellule. Per preparare il modello, disegnare l&#39;area totale della crescita su scale originali, dividerlo alla parità di settaors e marcare il centro. Per un giro Petri di 8,5 cm di diametro, questo assegna 14 centimetri 2 di una colonia biofilm. </li><li> Incubare le piastre a 30 ° C per tre giorni. Durante questo tempo, colonie biofilm sviluppano e formano un tridimensionale, struttura rugosa. </li><li> Scattare foto come al punto 1.11. </li></ol> 2. Etanolo Resistenza Assay <ol><li> Crescere biofilm come descritto ai punti 1,1-1,7 e 1.12-1.14. </li><li> Dopo 68 h di crescita a 30 ° C, tagliare le colonie biofilm in due parti uguali con l&#39;aiuto di una lama di rasoio e il modello. </li></ol><img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/54612/54612fig2.jpg" /> Figura 2. Esempio disegno sperimentale per valutare la resistenza delle cellule biofilm colonie di agenti sterilizzanti. (A) Template utilizzato per la distribuzione uniforme delle colonie biofilm attraverso una piastra di Petri e per il taglio. (B)immagini top-down non trattati wild-type biofilm coltivate per 68 h su terreno solido, definito biofilm che inducono MSgg a 30 ° C. L&#39;ingrandimento mostra come una colonia biofilm può essere tagliato in due metà uguali. (C) Le due metà uguali biofilm sono trattati allo stesso modo (il controllo, PBS) o sia con PBS o agente sterilizzante e trattati come descritto. Bar Scala:. 1 cm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54612/54612fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <ol start="3"><li> Sollevare attentamente ciascuna metà della colonia biofilm dalla piastra di agar con una piccola spatola e spostarlo in una provetta da 1,5 ml microcentrifuga contenente 500 ml di tampone fosfato salino (PBS). Se necessario, raschiare le cellule rimanenti dalla piastra e trasferirli provetta pure. NOTA: La seconda metà della colonia biofilm viene trattato differentemente, a seconda che esso è il controllo o per testare la resistenza alla steriAgenti Lizing. </li><li> Per il controllo, incubare la seconda metà della colonia biofilm in 500 microlitri di PBS come al punto 2.3. Per valutare la resistenza agli agenti sterilizzanti, trasferire la seconda metà della colonia biofilm a 500 microlitri 50% (v / v) etanolo. NOTA: sterilizzazione alternativo agenti come ipoclorito di sodio possono essere usati. Per tutti gli agenti sterilizzanti utilizzati, determinare il tempo di concentrazione e incubazione attiva in un esperimento preliminare. </li><li> Incubare le colonie biofilm per 10 min sul banco a temperatura ambiente. </li><li> Centrifugare le colonie biofilm per 5 min a 18.000 xg e rimuovere con attenzione il surnatante con una pipetta. Aggiungere 300 ml di PBS. </li><li> Sonicare cellule leggermente (ampiezza 10%, impulso 5 sec) con lo micropunte di un sonicatore. NOTA: L&#39;energia sonicazione deve essere sufficiente ad aggregati biofilm separati. Tuttavia, troppo dura sonicazione può lisi delle cellule. Confermare in anticipo al microscopio ottico che l&#39;energia sonicazioneutilizzati non lisare le cellule e che tutti gli aggregati sono dissolti. </li><li> Aggiungere 700 microlitri di PBS fino ad un volume finale di 1 ml. Eseguire una diluizione seriale (a 10 -7) in PBS e diffondere 100 ml di 3 diluizioni su una piastra di agar-% 1,5 LB utilizzando microsfere di vetro sterili. NOTA: Le diluizioni ottimali per essere placcato dovrebbe essere determinata in un esperimento preliminare, in quanto dipende dalla quantità di cellule nella colonia biofilm di interesse e il tasso di sopravvivenza delle cellule in risposta all&#39;agente sterilizzante. </li><li> Incubare le piastre notte a 30 ° C, contare il CFU e determinare CFU / ml. Dalla finale CFU / ml di ciascuna delle colonie mezzo biofilm, calcolare la percentuale di sopravvissuti. NOTA: Quando eseguito e analizzato come descritto, le due metà della colonia di controllo biofilm e trattata contro etanolo trattata la metà della colonia biofilm greggia dovrebbe produrre differenze inferiori al 10% della conta delle cellule vitali, verificando la simmetria o la resistenza della colonia , faucibusctively. In alternativa, i risultati possono essere rappresentati in totale CFU. I conteggi di cellule di controllo e non trattato colonia biofilm dovrebbero rimanere nello stesso ordine di grandezza. Al contrario, i conteggi cellulari del mezzo etanolo trattata di una piccola molecola biofilm colonia trattati dovrebbero scendere da un minimo di due ordini di grandezza la rivendicazione per una maggiore sensibilità all&#39;agente sterilizzante. </li></ol> 3. biofilm Colony Preparazione del campione per la microscopia elettronica a scansione <ol><li> Crescere colonie biofilm come descritto nei passaggi 1,1-1,7 e 1.12-1.14. </li><li> Preparare una serie fresca di 2% (v / v) glutaraldeide, 3% (v / v) di paraformaldeide in 100 mM cacodilato di sodio, 5 mM di tampone di cloruro di calcio, pH 7.3. Preparare 5 ml di fissativo per ogni capsula di Petri di 8,5 cm di diametro. ATTENZIONE: glutaraldeide e paraformaldeide sono pericolosi. li maneggiare con dispositivi di sicurezza all&#39;interno di una cappa chimica. Eliminare le soluzioni ed i materiali contaminati al hazrifiuti ardous. </li><li> Aggiungere con cautela il fissativo alle colonie biofilm, senza l&#39;erogazione direttamente sulla parte superiore dei biofilm. NOTA: A causa del carattere idrofobico della colonia biofilm, le colonie staccano lentamente dalla agar ed iniziano a galleggiare. </li><li> sigillare accuratamente le piastre con una striscia di Parafilm. Incubare su un agitatore rotante per 2 ore a temperatura ambiente e successivamente trasferire le piastre a 4 ° C per una notte. </li><li> Il giorno successivo, rimuovere con cautela il liquido con una pipetta Pasteur di vetro collegato ad una pompa a vuoto. </li><li> Aggiungere con cautela 10 ml 100 mM cacodilato di sodio, 5 mM di tampone cloruro di calcio per lavare il biofilm e incubare per 5 min. Rimuovere delicatamente il liquido con la pipetta Pasteur di vetro da un angolo del piatto per evitare di danneggiare il biofilm e aggiungere la soluzione di lavaggio fresca delicatamente pipettando. Ripetere questa operazione una sola volta. </li><li> Per la disidratazione delle colonie biofilm, procedere con le seguenti operazioni: 2 x 5 min in DDH 2 O; 2x 20 min a 30% di etanolo; 2x 20 min in etanolo al 50%; 2x 20 min in etanolo al 70%; 2x 20 min in etanolo al 96%; 2x 30 min a 100% di etanolo. <ol><li> Aggiungere 15 ml di liquido per ogni piatto Petri di 8,5 cm di diametro in ogni passo e rimuovere il liquido accuratamente dopo ogni incubazione. </li></ol></li><li> Utilizzare uno dei due metodi differenti per asciugare i campioni da etanolo. <ol><li> Per l&#39;aria di essiccazione da etanolo: <ol><li> Tagliare un filtro di carta di cellulosa (diametro di 9 cm) in quarti. Brevemente immergere un quarto in 100% di etanolo, e poi trasferire con cura uno galleggiante biofilm colonia su di esso. Mettere la carta da filtro bagnata in una capsula di Petri foderato con carta da filtro. Coprire la piastra di Petri e lasciare che le colonie biofilm asciugare per una notte in una cappa chimica. </li></ol></li><li> Per punto critico (CP) -Essiccazione utilizzando anidride carbonica (CO 2) come fluido di transizione: <ol><li> Riempire il 75% della camera di critica macchina a punti di asciugatura con etanolo al 100%. Trasferire i campioni in un supporto, ogni campione nel proprio cHamber. Se necessario, tagliare il biofilm con le forbici in piccoli pezzi. Lasciare i campioni immersi in etanolo durante tutte le manipolazioni. Quindi, trasferire il supporto nella camera e chiudere la camera ermeticamente. </li><li> Raffreddare la camera al 7 ° C e iniziare a mescolare. Riempire la camera completamente con CO 2 liquida. Nel corso di un periodo di incubazione 7 min, lasciare che la miscela di etanolo con la CO 2. Poi, scarico 25% della soluzione. NOTA: Non svuotare la camera di sotto del livello del campione. </li><li> Ripetere il punto 3.8.2.2 quattro volte. </li><li> Ripetere il punto 3.8.2.2 cinque volte con un tempo di incubazione di soli 5 min. Infine, l&#39;etanolo dovrebbe essere completamente sostituita da CO 2. </li><li> Durante l&#39;ultimo giro, vuoto solo il 5% della camera. Spegnere l&#39;agitazione e il raffreddamento. Avviare riscaldamento della camera a 42 ° C. Ad una temperatura di 31,1 ° C e una pressione di 73,9 bar, il liquido CO 2 raggiunge il suo punto critico, lo stato in cui il ph gassosaase ha la stessa densità della fase liquida del solvente 27. Quando la temperatura raggiunge 42 ° C, incubare per 10 min. A 42 ° C, la CO 2 nella camera esiste come gas supercritico. NOTA: controllare costantemente la pressione della camera. La pressione non deve superare i 120 bar a 42 ° C. </li><li> Iniziare a rilasciare lentamente il gas con riscaldamento continuo. Ciò mantiene i campioni nella fase CO 2 -Gas e impedisce la deformazione della morfologia campione attraverso la tensione superficiale del liquido. Impostare il misuratore di portata a 5 l / h per la messa a punto la valvola di dosaggio che controlla il misuratore di portata. Attendere fino al rilascio del tutto la pressione nella camera. Ora aprire la camera e rimuovere i campioni con cautela dal supporto. </li></ol></li></ol></li><li> Coat un microscopio elettronico a stub con nastro di carbonio. Con l&#39;aiuto di pinzette, trasferire accuratamente le colonie biofilm sul stub. Collegare ogni colonia allo stub con l&#39;aggiunta di un sottile ponte da autonastro bon, che è cruciale per l&#39;eliminazione carica sotto il fascio di elettroni. In questa fase, gestire le colonie biofilm con cura in quanto sono molto fragili. Conservare i campioni in un essiccatore per almeno 24 ore o fino esame. </li><li> Il giorno dell&#39;esame con il microscopio elettronico a scansione, le colonie biofilm per 2 minuti per polverizzazione catodica-coat in un angolo di 60 ° in un oro-palladio polverizzazione-dispositivo a induzione. Ripetere questa operazione due volte e ruotare i campioni di 120 ° in mezzo. Alla fine, i campioni sputter-coat volta per 3 min dall&#39;alto. Il sottile strato di 20 nm di oro-palladio migliora la conducibilità e migliora il contrasto del campione per l&#39;imaging SEM. </li><li> Conservare i campioni in un essiccatore per evitare la reidratazione del campione 28 fino l&#39;imaging con un microscopio elettronico a scansione 29,30. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bacillus subtilis forme robuste e altamente strutturati biofilm sia a liquido (pellicole) e su terreno solido (colonie). Quindi, serve come organismo modello ideale per caratterizzare la modalità d&#39;azione degli inibitori specifici biofilm. Il supporto solido, cellule formano strutture multicellulari con caratteristiche distintive che non sono evidenti in pellicole, come rughe irradiano dal centro verso il bordo. Così, pellicole e le colonie sono sistemi complementari per lo studio B. subtilis plu...

comunità batteriche multi-cellulari giocano un ruolo significativo in ambienti naturali e antropici, e può essere utile o altamente deleterio. Queste colonie multicellulari sono noti come biofilm, in cui le singole celle sono incorporate in una matrice sostanze polimeriche extracellulari autoprodotti (EPS). L&#39;EPS aderiscono fortemente le cellule alla superficie colonizzano. Essi servono come scudo contro le forze meccaniche e chimiche e creano stretto contatto tra cellule vicine, facilitando comunicazione cellulare 1. Un biofilm può essere visto come una comunità differenziate, in cui le cellule uso altamente regolati, orchestrato processi per coordinare le loro attività all&#39;interno della comunità, così come tra le specie 2-5. Il passaggio da un planctoniche, modalità di vita libera di crescita a uno stato biofilm è spesso associata a processi di sviluppo. Un buon esempio è il Bacillus subtilis batterio del suolo Gram-positivi, e quindi un undómëceppo sticated serve come un modello robusto organismo per studiare le fasi di sviluppo che portano alla formazione di biofilm. In questo batterio, cellule mobili si organizzano in strutture multicellulari cospicui che svolgono mansioni specializzate 4. Un gruppo di cellule, la matrice-produttori secernono esopolisaccaridi 6, la proteina amiloide ATAS 7,8, e la proteina di superficie hydrophobicity BSLA 9,10; ognuno dei quali partecipare all&#39;Assemblea degli EPS 11-13. Data l&#39;abbondanza di biofilm in nicchie naturali e antropici e il danno fatale putativo possono causare, vi è un urgente bisogno di trovare modi per prevenire la loro formazione. Gli inibitori di piccole molecole in grado di aiutare nella scoperta di nuovi percorsi normativi, enzimi e proteine ​​strutturali coinvolte nella formazione di biofilm, e, quindi, di promuovere approfondimenti nei complessi processi di assemblaggio comunità multicellulare. Come B. subtilis è un modello ben studiato per la biofilmazione 14,15, può essere utilizzato per valutare gli effetti di vari inibitori biofilm. Questo studio affronta quattro metodi fondamentali che sono fondamentali per la valutazione della risposta dei biofilm a piccole molecole inibitrici. Innanzitutto, per garantire che questi inibitori hanno un obiettivo specifico biofilm, la separazione degli effetti sulla crescita planctonici dall&#39;effetto sulla formazione del biofilm è critica. La maggior parte degli agenti antibatterici colpire le cellule nella loro fase di crescita planctonici, ma le molecole che hanno come target lo stile di vita biofilm sono rari. Inoltre, come le molecole che non influenzano la crescita planctonici non sono tossici, possono ridurre la pressione selettiva che favorisce i mutanti resistenti agli antibiotici 16. Per esempio, quando biofilm sono trattati con D-amminoacidi o alcune altre molecole parete cellulare interferente, o sono disturbati o smontati, ma questi inibitori riguardano solo lievemente planktonic 12,17 crescita. Al contrario, molti antibiotici alterano drammaticamente la crescita planctonici, con little o nessun effetto sulla formazione di biofilm 17. In secondo luogo, che stabilisce un quadro sperimentale consistente e robusto per studiare l&#39;effetto delle piccole molecole è fondamentale. Abbiamo osservato che l&#39;intervallo di concentrazione attiva delle piccole molecole inibitrici era sensibile alle condizioni pre-coltura e alla configurazione sperimentale utilizzato per studiare l&#39;effetto di queste piccole molecole inibitrici. Diversi rapporti, in particolare quelli che studiano B. subtilis, rivelato variazioni nell&#39;intervallo di concentrazione in cui D-amminoacidi inibiscono la formazione di pellicole - i galleggianti biofilm batterici 12,17-19. I risultati qui presentati indicano che i seguenti fattori rappresentano differenze nella gamma di concentrazione attiva: le condizioni di pre-coltura (logaritmica 12,17 contro fase tardo-stazionaria 20 di crescita), il terreno di coltura utilizzato nella condizione di pre-cultura (ricco, indefinita [Luria Broth, LB] contro definito [glutammato monosodico-glycerol, MSgg]), il rapporto di inoculazione e soprattutto la rimozione del mezzo di precoltura prima dell&#39;inoculo. La temperatura di crescita pellicola statica mostrato un ruolo meno importante nella gamma attività della piccola molecola inibitore D-leucina, acido rappresentante D-amino utilizzato in questo studio. Infine, una volta che i biofilm sono trattati con inibitori biofilm specifici, metodi robusti e informativi sono necessari per caratterizzare gli effetti di questi inibitori sui biofilm fitness. Qui, due metodi per caratterizzare in modo indipendente l&#39;effetto di piccole molecole inibitrici sono descritte in dettaglio: (1) L&#39;effetto sulla singole celle all&#39;interno di una colonia di biofilm e la loro resistenza agli agenti antimicrobici. Le cellule in biofilm sono in genere più resistenti agli antibiotici rispetto ai batteri a vita libera 21-23. Mentre questo fenomeno è multifattoriale, la capacità dell&#39;EPS per ridurre la penetrazione antibiotico è spesso considerata come una spiegazione attraente 24 </sup&gt;. Questo metodo valuta la sopravvivenza delle cellule biofilm prestabiliti dopo l&#39;esposizione a sostanze antibatteriche. (2) L&#39;effetto sull&#39;architettura biofilm colonia, dalla grande alla piccola scala. colonie Biofilm sono caratterizzati dalla loro struttura tridimensionale e la presenza di EPS. Utilizzando la microscopia elettronica a scansione, cambiamenti nella morfologia cellulare, struttura colonia biofilm e l&#39;architettura e l&#39;abbondanza dei EPS possono essere visualizzati dal grande (mm) alla piccola scala (micron).

<table><tbody><tr><td>Luria Broth, Lennox</td><td>Difco</td><td>240230</td><td></td></tr><tr><td>Bacto Agar</td><td>Difco</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>potassium phosphate monobasic&amp;nbsp;</td><td>Sigma, 136.09 g/mol</td><td>P0662-500G</td><td></td></tr><tr><td>potassium phosphate dibasic&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific, 174.18 g/mol</td><td>BP363-1</td><td></td></tr><tr><td>3-(&lt;em&gt;N&lt;/em&gt;-morpholino)propanesulfonic acid</td><td>Fisher Scientific, 209.27 g/mol</td><td>BP308-500</td><td></td></tr><tr><td>magnesium chloride hexahydrate&amp;nbsp;</td><td>Merck, 203.30 g/mol&amp;nbsp;</td><td>1.05833.0250</td><td></td></tr><tr><td>calcium chloride anhydrous</td><td>J.T. Baker, 110.98 g/mol</td><td>1311-01</td><td></td></tr><tr><td>manganese(II) chloride tetrahydrate</td><td>Sigma, 197.91 g/mol</td><td>31422-250G-R</td><td></td></tr><tr><td>iron(III) chloride hexahydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma, 270.30 g/mo)</td><td>F2877-500G</td><td></td></tr><tr><td>zinc chloride anhydrous&amp;nbsp;</td><td>Acros Organics, 136.29 g/mol</td><td>424592500</td><td></td></tr><tr><td>thiamine hydrochloride</td><td>Sigma, 337.27 g/mol</td><td>T1270-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-tryptophan</td><td>Fisher Scientific, 204.1 g/mol</td><td>BP395-100</td><td></td></tr><tr><td>L-phenylalanine</td><td>Sigma, 165.19 g/mol</td><td>P5482-100G</td><td></td></tr><tr><td>L-threonine</td><td>Sigma, 119.12 g/mol</td><td>T8625-100G</td><td></td></tr><tr><td>glycerol anhydrous</td><td>Bio-Lab Itd</td><td>712022300</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamic acid monosodium salts hydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma, 169.11 g/mol</td><td>G1626-1KG</td><td></td></tr><tr><td>D-leucine</td><td>Sigma, 169.11 g/mol</td><td>855448-10G</td><td></td></tr><tr><td>ethanol anhydrous</td><td>Gadot</td><td>830000054</td><td></td></tr><tr><td>razor blade</td><td>Eddison</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>circular cellulose filter papers</td><td>Whatman, 90 mm</td><td>1001-090</td><td></td></tr><tr><td>glutaraldehyde</td><td>EMS (Electron Micoscopy Science), 25% in water</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>paraformaldehyde&amp;nbsp;</td><td>EMS, 16% in water</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>sodium cacodylate</td><td>Merck, 214.05 g/mol&amp;nbsp;</td><td>8.2067</td><td></td></tr><tr><td>calcium chloride 2-hydrate</td><td>Merck, 147.02 g/mol&amp;nbsp;</td><td>1172113</td><td></td></tr><tr><td>stub-aluminium mount</td><td>EMS, sloted head</td><td>75230</td><td></td></tr><tr><td>carbon adhesive tape</td><td>EMS</td><td>77825-12</td><td></td></tr><tr><td>Shaker 37 &amp;deg;C</td><td>New Brunswick Scientific Innowa42</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Eppendorf table top centrifuge 5424</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Digital Sonifier, Model 250, used with Double Step Microtip</td><td>Branson</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Incubator 30 &amp;deg;C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Incubator 23 &amp;deg;C</td><td>Binder</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Filter System, 500 ml, polystyrene</td><td>Cornig Incorporated</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Rotary Shaker - Orbitron Rotatory II</td><td>Boekel</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>S150 Sputter Coater&amp;nbsp;</td><td>Edwards</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>CPD 030 Critical Point Dryer</td><td>BAL-TEC</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Environmental Scanning Electron Microscope</td><td>XL30 ESEM FEG Philips (FEI)</td><td>NA</td><td></td></tr></tbody></table>

methodologies for studying b. subtilis biofilms as a model for characterizing small molecule biofilm inhibitors

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and resilience of Bacillus subtilis biofilms. First, methods are presented that select for small molecule inhibitors with biofilm-specific targets in order to separate the effect of the small molecule inhibitors on planktonic growth from their effect on biofilm formation. Next, we focus on how inoculation conditions affect the sensitivity of multicellular, floating B. subtilis cultures to small molecule inhibitors. The results suggest that discrepancies in the reported effects of such inhibitors such as D-amino acids are due to inconsistent pre-culture conditions. Furthermore, a recently developed protocol is described for evaluating the contribution of small molecule treatments towards biofilm resistance to antibacterial substances. Lastly, scanning electron microscopy (SEM) techniques are presented to analyze the three-dimensional spatial arrangement of cells and their surrounding extracellular matrix in a B. subtilis biofilm. SEM facilitates insight into the three-dimensional biofilm architecture and the matrix texture. A combination of the methods described here can greatly assist the study of biofilm development in the presence and absence of biofilm inhibitors, and shed light on the mechanism of action of these inhibitors.

Il saggio pellicle è un metodo per studiare i processi altamente regolamentati e dinamici di B. subtilis pluricellularità. Oltre a questo, il saggio pellicle è adatto per testare una serie di condizioni sia di pre-avviamento o concentrazioni molecola di piccole dimensioni in un piatto multidish singola cella-cultura in un esperimento. Tuttavia, B. subtilis formazione pellicle è sensibile alle condizioni pre-coltura (ad esempio, crescita media del pre-coltura e la sua fase di crescita), il ...

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Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

Metodologie per lo studio<em&gt; B. subtilis</em&gt; I biofilm come modello per Caratterizzare piccole molecole inibitori biofilm

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

15.1K Views.  Weizmann Institute of Science. This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

Video: Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors

Microtiter Dish Biofilm Formation Assay

Biofilms are communities of microbes attached to surfaces, which can be found in medical, industrial and natural settings. In fact, life in a biofilm probably represents the predominate mode of growth for microbes in most environments. Mature biofilms have a few distinct characteristics. Biofilm microbes are typically surrounded by an extracellular matrix that provides structure and protection to the community. Microbes growing in a biofilm also have a characteristic architecture generally comprised of macrocolonies (containing thousands of cells) surrounded by fluid-filled channels. Biofilm-grown microbes are also notorious for their resistance to a range of antimicrobial agents including clinically relevant antibiotics.
The microtiter dish assay is an important tool for the study of the early stages in biofilm formation, and has been applied primarily for the study of bacterial biofilms, although this assay has also been used to study fungal biofilm formation. Because this assay uses static, batch-growth conditions, it does not allow for the formation of the mature biofilms typically associated with flow cell systems. However, the assay has been effective at identifying many factors required for initiation of biofilm formation (i.e, flagella, pili, adhesins, enzymes involved in cyclic-di-GMP binding and metabolism) and well as genes involved in extracellular polysaccharide production. Furthermore, published work indicates that biofilms grown in microtiter dishes do develop some properties of mature biofilms, such a antibiotic tolerance and resistance to immune system effectors.
This simple microtiter dish assay allows for the formation of a biofilm on the wall and/or bottom of a microtiter dish. The high throughput nature of the assay makes it useful for genetic screens, as well as testing biofilm formation by multiple strains under various growth conditions. Variants of this assay have been used to assess early biofilm formation for a wide variety of microbes, including but not limited to, pseudomonads, Vibrio cholerae, Escherichia coli, staphylocci, enterococci, mycobacteria and fungi.
In the protocol described here, we will focus on the use of this assay to study biofilm formation by the model organism Pseudomonas aeruginosa. In this assay, the extent of biofilm formation is measured using the dye crystal violet (CV). However, a number of other colorimetric and metabolic stains have been reported for the quantification of biofilm formation using the microtiter plate assay. The ease, low cost and flexibility of the microtiter plate assay has made it a critical tool for the study of biofilms.

The assay describes a rapid means to measure early biofilm formation in bacteria and fungi. This method uses a microtiter plate as the substratum for microbial biofilm formation, and the biofilm is visualized using crystal violet strain. The assay provides either a qualitative or quantitative assay for early biofilm formation.

Microtitolazione Dish Biofilm saggio Formazione

Biofilms are communities of microbes attached to surfaces, which can be found in medical, industrial and natural settings.  In fact, life in a biofilm ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly constituted by proteins and exopolysaccharides, among other factors 7-10. The microbial community encased within the biofilm often shows the differentiation of distinct subpopulation of specialized cells 11-17. These subpopulations coexist and often show spatial and temporal organization within the biofilm 18-21.
Biofilm formation in the model organism Bacillus subtilis requires the differentiation of distinct subpopulations of specialized cells. Among them, the subpopulation of matrix producers, responsible to produce and secrete the extracellular matrix of the biofilm is essential for biofilm formation 11,19. Hence, differentiation of matrix producers is a hallmark of biofilm formation in B. subtilis.
We have used fluorescent reporters to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers in biofilms of B. subtilis 15,19,22-24. Concretely, we have observed that the subpopulation of matrix producers differentiates in response to the presence of self-produced extracellular signal surfactin 25. Interestingly, surfactin is produced by a subpopulation of specialized cells different from the subpopulation of matrix producers 15.
We have detailed in this report the technical approach necessary to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers and surfactin producers within the biofilms of B. subtilis. To do this, fluorescent reporters of genes required for matrix production and surfactin production are inserted into the chromosome of B. subtilis. Reporters are expressed only in a subpopulation of specialized cells. Then, the subpopulations can be monitored using fluorescence microscopy and flow cytometry (See Fig 1).
The fact that different subpopulations of specialized cells coexist within multicellular communities of bacteria gives us a different perspective about the regulation of gene expression in prokaryotes. This protocol addresses this phenomenon experimentally and it can be easily adapted to any other working model, to elucidate the molecular mechanisms underlying phenotypic heterogeneity within a microbial community.

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Microbial biofilms are generally constituted by distinct subpopulations of specialized cells. Single-cell analysis of these subpopulations requires the use of fluorescent reporters. Here we describe a protocol to visualize and monitor several subpopulationswithin B. subtilis biofilms using fluorescence microscopy and flow cytometry.

Singola cella Analisi Bacillus subtilis I biofilm usando la microscopia a fluorescenza e citometria a flusso

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly ...

Establishing the Minimal Bactericidal Concentration of an Antimicrobial Agent for Planktonic Cells (MBC-P) and Biofilm Cells (MBC-B)

This protocol allows for a direct comparison between planktonic and biofilm resistance for a bacterial strain that can form a biofilm in vitro. Bacteria are inoculated into the wells of a 96-well microtiter plate. In the case of the planktonic assay, serial dilutions of the antimicrobial agent of choice are added to the bacterial suspensions. In the biofilm assay, once inoculated, the bacteria are left to form a biofilm over a set period of time. Unattached cells are removed from the wells, the media is replenished and serial dilutions of the antimicrobial agent of choice are added. After exposure to the antimicrobial agent, the planktonic cells are assayed for growth. For the biofilm assay, the media is refreshed with fresh media lacking the antimicrobial agent and the biofilm cells are left to recover. Biofilm cell viability is assayed after the recovery period. The MBC-P for the antimicrobial agent is defined as the lowest concentration of drug that kills the cells in the planktonic culture.&#160; In contrast, the MBC-B for a strain is determined by exposing preformed biofilms to increasing concentrations of antimicrobial agent for 24 hr. The MBC-B is defined as the lowest concentration of antimicrobial agent that kills the cells in the biofilm.

Establishing the Minimal Bactericidal Concentration of an Antimicrobial Agent for Planktonic Cells MBC-P and Biofilm Cells MBC-B

This protocol allows for a direct comparison between planktonic and biofilm resistance for a bacterial strain that can form a biofilm in vitro using a 96-well microtiter plate. Planktonic or biofilm bacteria are exposed to serial dilutions of the antimicrobial agent of choice. Viability is assayed by growth on agar plates.

Stabilire la concentrazione battericida minima di un agente antimicrobico per cellule planctoniche (MBC-P) e cellule biofilm (MBC-B)

This protocol allows for a direct comparison between planktonic and biofilm resistance for a bacterial strain that can form a biofilm in vitro. Bacteria ...

Anti-virulent Disruption of Pathogenic Biofilms using Engineered Quorum-quenching Lactonases

The rapid emergence of multi-drug resistant bacteria has accelerated the need for novel therapeutic approaches to counter life-threatening infections. The persistence of bacterial infection is often associated with quorum-sensing-mediated biofilm formation. Thus, the disruption of this signaling circuit presents an attractive anti-virulence strategy. Quorum-quenching lactonases have been reported to be effective disrupters of quorum-sensing circuits. However, there have been very few reports of the effective use of these enzymes in disrupting bacterial biofilm formation. This protocol describes a method to disrupt biofilm formation in a clinically relevant A. baumannii S1 strain through the use of an engineered quorum-quenching lactonase. Acinetobacter baumannii is a major human pathogen implicated in serious hospital-acquired infections globally and its virulence is attributed predominantly to its biofilm's tenacity. The engineered lactonase treatment achieved significant A. baumannii S1 biofilm reduction. This study also showed the possibility of using engineered quorum-quenching enzymes in future treatment of biofilm-mediated bacterial diseases. Lastly, the method may be used to evaluate the competency of promising quorum-quenching enzymes.

Quorum-quenching enzymes are anti-virulent and anti-bacterial options that can mitigate pathogenesis without risk of incurring resistance, by preventing the expression of virulence factors and genes associated with antibiotic resistance and biofilm formation. In this study, we report a method that demonstrates the efficacy of quorum-quenching enzymes in bacterial biofilm disruption.

Turbativa Anti-virulento di patogeni biofilm utilizzando Engineered Quorum-tempra Lactonases

The rapid emergence of multi-drug resistant bacteria has accelerated the need for novel therapeutic approaches to counter life-threatening infections. The ...

Targeting Biofilm Associated Staphylococcus aureus Using Resazurin Based Drug-susceptibility Assay

Most pathogenic bacteria are able to form biofilms during infection, but due to the difficulty of manipulating and assessing biofilms, the vast majority of laboratory work is conducted with planktonic cells. Here, we describe a peg plate biofilm assay as performed with Staphylococcus aureus. Bacterial biofilms are grown on pegs attached to a 96-well microtiter plate lid, washed through gentle submersion in buffer, and placed in a drug challenge plate. After subsequent incubation they are again washed and moved to a final recovery plate, in which the fluorescent dye resazurin serves as a viability indicator. This assay offers greatly increased ease-of-use, reliability, and reproducibility, as well as a wealth of data when conducted as a kinetic read. Moreover, this assay can be adapted to a medium-throughput drug screening approach by which an endpoint fluorescent readout is taken instead, offering a path for drug discovery efforts.

Targeting Biofilm Associated Staphylococcus aureus Using Resazurin Based Drug-susceptibility Assay

Most bacterial infections produce a biofilm. By virtue of their environment, biofilm associated bacteria are often phenotypically drug resistant. Novel antibacterial molecules that kill bacteria in biofilms are thus a high priority. We establish an assay to quickly screen for antimicrobial compounds that are effective at eradicating biofilms.

Targeting biofilm Associated<em&gt; Staphylococcus aureus</em&gt; Uso resazurina base Assay farmaco-sensibilità

Most pathogenic bacteria are able to form biofilms during infection, but due to the difficulty of manipulating and assessing biofilms, the vast majority ...

A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic cooperation, competition, or predation. The study of biofilms is important in many biological fields, including environmental science, food production, and medicine. However, few studies have focused on such bacterial biofilms, partially due to the difficulty of investigating them. Most of the methods for qualitative and quantitative biofilm analyses described in the literature are only suitable for biofilms forming on abiotic surfaces or on homogeneous and thin biotic surfaces, such as a monolayer of epithelial cells.
While laser scanning confocal microscopy (LSCM) is often used to analyze in situ and in vivo biofilms, this technology becomes very challenging when applied to bacterial biofilms on fungal hyphae, due to the thickness and the three dimensions of the hyphal networks. To overcome this shortcoming, we developed a protocol combining microscopy with a method to limit the accumulation of hyphal layers in fungal colonies. Using this method, we were able to investigate the development of bacterial biofilms on fungal hyphae at multiple scales using both LSCM and scanning electron microscopy (SEM). This report describes the protocol, including microorganism cultures, bacterial biofilm formation conditions, biofilm staining, and LSCM and SEM visualizations.

This protocol describes a new method to grow and qualitatively analyze bacterial biofilms on fungal hyphae by confocal and electron microscopy.

Un nuovo metodo per l&#39;analisi qualitativa multi-scala batterica biofilm su filamentose Fungal Colonies Utilizzando confocale e microscopia elettronica

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic ...

A Platform of Anti-biofilm Assays Suited to the Exploration of Natural Compound Libraries

Biofilms are regarded as one of the most challenging topics of modern biomedicine, and they are potentially responsible for over 80% of antibiotic-tolerant infections. Biofilms have displayed an exceptionally high tolerance for chemotherapy, which is thought to be multifactorial. For instance, the matrix provides a physical barrier that decreases the penetration of antibiotics into the biofilm. Also, cells within the biofilms are phenotypically diverse. Likely, biofilm resilience arises from a combination of these and other, yet unknown, mechanisms. All of the currently existing antibiotics have been developed against single-cells (planktonic) bacteria. Therefore, so far, a very limited repertoire of molecules exists that can selectively act on mature biofilms. This situation has driven a progressive paradigm shift in drug discovery, in which searching for anti-biofilms has been urged to occupy a more prominent place. An additional challenge is that there are a very limited number of standardized methods for biofilm research, especially those that can be used for large-throughput screening of chemical libraries. Here, an experimental anti-biofilm platform for chemical screening is presented. It uses three assays to measure biofilm viability (with resazurin staining), total biomass (with crystal violet staining), and biofilm matrix (using a wheat germ agglutinin, WGA-fluorescence-based staining of the poly-N-acetyl-glucosamine, PNAG, fraction). All the assays were developed using Staphylococcus aureus as the model bacteria. Examples of how the platform can be used for primary screening as well as for functional characterization of identified anti-biofilm hits are presented. This experimental sequence further allows for the classification of the hits based upon the measured end-points. It also provides information on their mode of action, especially on long-term versus short-term chemotherapeutic effects. Thus, it is very advantageous for the quick identification of high-quality hit compounds that can serve as starting points for various biomedical applications.

Biofilm infections show high tolerance towards chemotherapy. No single assay captures the complexity of biofilms. Instead, complementary assays are needed. We present a screening platform (developed for S. aureus) that combines assays for viability, biomass, and biofilm matrix. It allows anti-biofilm drug discovery, including the assessment of long-term chemotherapeutic effects.

Una piattaforma di test anti-biofilm Adatto per l&#39;esplorazione del Biblioteche composto naturale

Biofilms are regarded as one of the most challenging topics of modern biomedicine, and they are potentially responsible for over 80% of ...

Bile Salt-induced Biofilm Formation in Enteric Pathogens: Techniques for Identification and Quantification

Biofilm formation is a dynamic, multistage process that occurs in bacteria under harsh environmental conditions or times of stress. For enteric pathogens, a significant stress response is induced during gastrointestinal transit and upon bile exposure, a normal component of human digestion. To overcome the bactericidal effects of bile, many enteric pathogens form a biofilm hypothesized to permit survival when transiting through the small intestine. Here we present methodologies to define biofilm formation through solid-phase adherence assays as well as extracellular polymeric substance (EPS) matrix detection and visualization. Furthermore, biofilm dispersion assessment is presented to mimic the analysis of events triggering release of bacteria during the infection process. Crystal violet staining is used to detect adherent bacteria in a high-throughput 96-well plate adherence assay. EPS production assessment is determined by two assays, namely microscopy staining of the EPS matrix and semi-quantitative analysis with a fluorescently-conjugated polysaccharide binding lectin. Finally, biofilm dispersion is measured through colony counts and plating. Positive data from multiple assays support the characterization of biofilms and can be utilized to identify bile salt-induced biofilm formation in other bacterial strains.

This protocol enables the reader to analyze bile salt-induced biofilm formation in enteric pathogens using a multifaceted approach to capture the dynamic nature of bacterial biofilms by assessing adherence, extracellular polymeric substance matrix formation, and dispersion.

Formazione di Biofilm indotta da sali biliari in patogeni enterici: tecniche di identificazione e quantificazione

Biofilm formation is a dynamic, multistage process that occurs in bacteria under harsh environmental conditions or times of stress. For enteric pathogens, ...

Generation of Greater Bacterial Biofilm Biomass using PCR-Plate Deep Well Microplate Devices

Bacterial biofilms are difficult to eradicate from surfaces using conventional antimicrobial interventions. High-throughput 96-well microplate methods are frequently used to cultivate bacterial biofilms for rapid antimicrobial susceptibility testing to calculate minimal biofilm eradication concentration (MBEC) values. Standard biofilm devices consist of polystyrene pegged-lids fitted to 96-well microplates and are ideal for measuring biofilm biomass and MBEC values, but these devices are limited by available peg surface area for biomass accumulation and cost. Here, we outline a protocol to use self-assembled polypropylene 96-well deep well PCR-plate pegged-lid device to grow Escherichia coli BW25113 and Pseudomonas aeruginosa PAO1 biofilms. A comparison of 24-hour biofilms formed on standard and deep well devices by each species using crystal violet biomass staining and MBEC determination assays are described. The larger surface area of deep well devices expectedly increased overall biofilm formation by both species 2-4-fold. P. aeruginosa formed significantly greater biomass/mm2 on deep well pegs as compared to the standard device. E. coli had greater biomass/mm2 on standard polystyrene devices as compared the deep well device. Biofilm eradication assays with disinfectants such as sodium hypochlorite (bleach) or benzalkonium chloride (BZK) showed that both compounds could eliminate E. coli and P. aeruginosa biofilms from both devices but at different MBEC values. BZK biofilm eradication resulted in variable E. coli MBEC values between devices, however, bleach demonstrated reproducible MBEC values for both species and devices. This study provides a high throughput deep well method for growing larger quantities of biofilms on polypropylene devices for downstream studies requiring higher amounts of static biofilm.

This protocol presents methodology to perform biofilm growth and biomass measurements using self-assembled deep well PCR-plate devices for high-throughput 96-well pegged lid static biofilm screening.

Generazione di biomassa di biofilm batterico maggiore utilizzando dispositivi a micropiastra profonda a piastra PCR

Bacterial biofilms are difficult to eradicate from surfaces using conventional antimicrobial interventions. High-throughput 96-well microplate methods are ...

Evaluation of the Efficacy of Organic Peroxyacids for Eradicating Dairy Biofilms Using an Approach Combining Static and Dynamic Methods

The presence of biofilms in the dairy industry is of major concern, as they may lead to the production of unsafe and altered dairy products due to their high resistance to most clean-in-place (CIP) procedures frequently used in processing plants. Therefore, it is imperative to develop new biofilm control strategies for the dairy industry. This protocol is aimed at evaluating the efficacy of organic peroxyacids (peracetic, perpropionic, and perlactic acids and a commercial peracetic acid-based disinfectant) for eradicating dairy biofilms using a combination of static and dynamic methods. All the disinfectants were tested on the strongest biofilm-producing bacteria in either a single or a mixed biofilm using the minimum biofilm eradication concentration (MBEC) assay, a static high-throughput screening method. A contact time of 5 min with the disinfectants at the recommended concentrations successfully eradicated both the single and mixed biofilms. Studies are currently ongoing to confirm these observations using the Center for Disease Control (CDC) biofilm reactor, a dynamic method to mimic in situ conditions. This type of bioreactor enables the use of a stainless-steel surface, which constitutes most industrial equipment and surfaces. The preliminary results from the reactor appear to confirm the efficacy of organic peroxyacids against biofilms. The combined approach described in this study may be used to develop and test new biological or chemical formulations for controlling biofilms and eradicating microorganisms.

This protocol describes an approach combining static and dynamic methods to evaluate the efficacy of organic peroxyacids for eradicating biofilms in the dairy industry. This approach may also be used to test the effectiveness of new biological or chemical formulations for controlling biofilms.

Valutazione dell'efficacia dei perossiacidi organici per l'eradicazione dei biofilm lattiero-caseari utilizzando un approccio che combina metodi statici e dinamici

The presence of biofilms in the dairy industry is of major concern, as they may lead to the production of unsafe and altered dairy products due to their ...

Metodologie per lo studio

Riepilogo

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