Gli autori desiderano riconoscere quei dipendenti e il personale di ricerca che hanno partecipato alle sessioni coniglio gestione e formazione di anestesia per il loro feedback mentre l'apprendimento di questa tecnica di intubazione.

la procedura di intubazione descritta di seguito è stata approvata dal comitato di uso e Mayo Clinic istituzionale Animal Care.
 1. preparazione ( Figura 1) <ol><li>ottenere un catetere 5 French in polipropilene e tagliare l'estremità non arrotondati, quindi la lunghezza totale è di 8-10 pollici. Contrassegnare la fine di taglio del tubo per indicare chiaramente quale estremità dovrebbe non essere inserito nella trachea (freccia ( Figura 1).</li>
	<li>Inserire una lama laringoscopio Miller in formato 0 o 1 il laringoscopio e verificare che la luce funzioni.</li>
	<li>Attirare 0,25 mL di lidocaina 2% in una siringa da 1 mL.</li>
	<li>Applicare lubrificante sterile all'estremità di un tubo endotracheale uncuffed dimensione adeguate (in genere 2,5-4,0 mm D.I.).</li>
	<li>Preparare forniture per fissare il tubo endotracheale a posto una volta che è inserito (ad es., nastro ombelicale).</li>
	<li>Ottenere un dispositivo per rilevare il flusso d'aria alla fine della procedura per confermare la riuscita intubazione (n. 5, Figura 1). Questo è facoltativo.</li>
</ol> 2. Anestesia <ol><li>amministra anestesia iniettabile, ad esempio 35 mg/kg ketamina e 5 mg/kg xylazina intramuscolarmente utilizzando una siringa da 3 mL con un ago di 25 calibro nel muscolo quadricipite della gamba posteriore di un circa 4 mesi di età, 3,0-3,5 kg, bianco della Nuova Zelanda coniglio. 
	Nota: Questo regime anestetico è una combinazione di iniettabile comunemente usata nei conigli giovani, sani e specifico ricerca esenti da patogeni, ma sulla base di condizioni cliniche e/o obiettivi sperimentali, un protocollo diverso potrebbe essere più appropriato.</li>
	<li>Dopo il coniglio è anestetizzato, applicare sterile oftalmica lubrificante agli occhi per preservare il tessuto corneale.</li>
</ol> 3. Intubazione endotracheale <ol><li>misura il tubo endotracheale dagli incisivi a toracica dell'ingresso per determinare la lunghezza corretta per l'inserimento del tubo endotracheale. Posizionamento dell'estremità del tubo al livello di ingresso toracico assicura che l'apertura del tubo è passato la laringe ma cranica alla biforcazione tracheale.</li>
	<li>Posizionare il coniglio sternally sul tavolo di preparazione con la testa leggermente estesa oltre il bordo della tabella ( Figura 2). Il coniglio deve essere posizionato piazza con la testa e la spina dorsale in allineamento diritto.</li>
	<li>Alzando la testa, utilizzare un tampone di garza per tirare il coniglio &#39; s linguetta laterale al coniglio &#39; incisivi inferiori destro s (nel diastema), avendo cura di evitare traumi dagli incisivi.</li>
	<li>Afferrare il laringoscopio e la lama con la mano destra e metterlo in bocca dietro gli incisivi, entrando dal coniglio &#39; lasciato s.</li>
	<li>Seguire il tetto della bocca con la punta della lama in direzione caudale fino a rendere visibile il palato molle.</li>
	<li>Con la mano destra, punta il laringoscopio in avanti (piega del polso, che tiene il laringoscopio verso il basso) estendendo il coniglio &#39; indietro la testa e il collo in avanti per effettuare lle vie respiratorie aperte e visualizzare la laringe ( Figura 3 A). come obbligano gli sfiatatoi nasale, l'epiglottide è spesso sopra il palato molle, e utilizzo di questo metodo comprime la base della linguetta per spostare l'epiglottide ed esporre la glottide. Per evitare la desaturazione dell'ossigeno, è importante mantenere il collo esteso come descritto per effettuare lle vie respiratorie aperte durante l'intubazione.</li>
	<li>Sganciare la linguetta e passare la lama del laringoscopio per la mano sinistra per liberare la mano destra per il posizionamento del catetere guida.</li>
	<li>Mentre tenendo il laringoscopio e mantenendo la visualizzazione della glottide ( Figura 3 B), far avanzare la punta arrotondata del catetere guida attraverso l'apertura oltre la laringe ( Figura 4 ). Il catetere verrà a una sosta naturale alla biforcazione trachea.</li>
	<li>Mantenendo la stiva del catetere guida, afferrare il tubo endotracheale e infilarla sopra il catetere, facendo attenzione a non per applicare forza al catetere cogliendo il connettore del tubo endotracheale. Far avanzare il tubo finché c'è resistenza dalle corde vocali ( Figura 5).</li>
	<li>Infondere 0,25 mL di lidocaina 2% per l'apertura del tubo endotracheale. La lidocaina viaggerà verso il basso il tubo endotracheale per anestetizzare localmente le corde vocali, impedendo laryngospasm 22 ( Figura 6).</li>
	<li>Attendere circa due minuti per l'anestesia topica rendere effettive e procedere ruotando delicatamente il tubo endotracheale, facendolo avanzare attraverso le corde vocali ( Figura 7). Una volta che il tubo ha superato le corde vocali, rimuovere la lama del laringoscopio e il catetere, facendo attenzione a non per staccare il tubo.</li>
	<li>Verifica posizionamento del tubo endotracheale osservando il flusso d'aria. Ci sono diversi modi per realizzare questo, compreso il posizionamento di un tessuto o pelliccia all'estremità del tubo per rilevare il flusso d'aria, cercando di appannamento del tubo o appannamento di un vetro/specchio all'estremità del tubo e l'ascolto per flusso d'aria. Dispositivi progettati per rilevare il flusso d'aria 23 o respirazioni possono anche essere utilizzato ( Figura 8) per determinare se l'intubazione era successo (Vedi Tabella dei materiali per le opzioni). Fissare il tubo endotracheale utilizzando un metodo preferito, come nastro ombelicale legato attorno al tubo e testa. Collegare il circuito di anestesia e auscult entrambi i lati del torace mentre dando respiri per assicurare la ventilazione su entrambi i lati del polmone.</li>
</ol>

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Qui forniamo una descrizione dettagliata di un coniglio tecnica di intubazione che può facilmente essere masterizzato in qualunque regolazione clinica. Questa tecnica è simile alla visualizzazione diretta precedentemente pubblicati tecniche10,15,20,25 con alcune ulteriori perfezionamenti, compreso l'uso di un tubo endotracheale uncuffed da 3,5 mm e un 5 francese catetere urinario come guida della nostra scelta, che è stato tagliato e contrassegnata con un pennarello indelebile alla fine taglio. La trachea di coniglio è facilmente soggetta a lesioni e quindi l'uso di tubi endotracheali uncuffed è generalmente consigliato quando intubating conigli per evitare danni alla mucosa tracheale dalla pressione del bracciale. 26 il catetere urinario francese 5 abbiamo scelto come guida è abbastanza piccola da poter facilmente passare attraverso le corde vocali senza ostruire la vista durante la visualizzazione diretta della laringe. Anche se piccola, questo catetere è abbastanza rigido per rimanere nel luogo come una guida per il tubo endotracheale. La punta distale del catetere è arrotondata per contribuire a ridurre il trauma quando viene raggiunta la biforcazione. L'estremità prossimale del catetere è tagliare in modo che il catetere è a una lunghezza lavorabile (non eccessivamente lunga) e per rimuovere l'estremità che si allarga per attaccamento a una siringa. Alla fine taglio è contrassegnata con pennarello indelebile come un indicatore visivo di non inserire questo fine nella trachea, che può causare danni alla mucosa trachea.
Il limite principale di questa tecnica è che, poiché richiede l'uso di una lama laringoscopio, potrebbe non essere fattibile per conigli molto giovani o molto piccole razze a causa di più piccolo formato della bocca. Inoltre, alcune strutture non possono avere questa dimensione della lama del laringoscopio prontamente disponibile. Alla istituzione dell'autore, questo metodo viene utilizzato per bianco della Nuova Zelanda (≥ 6 settimane) e conigli adulti con cintura olandese, ma non abbiamo tentato questo metodo negli animali più giovani o più piccole razze. In situazioni dove il paziente di coniglio è piccolo, o se un laringoscopio con una piccola lama di Miller non è disponibile un'opzione alternativa consiste nell'utilizzare un palmare otoscopio, piuttosto che il laringoscopio. 15 , 20 utilizza un otoscopio con uno speculum orecchio #5, la laringe è visualizzata, il catetere guida viene inserito per la visualizzazione diretta e lo speculum viene rimosso prima di procedere seguendo la stessa procedura come sopra descritto.
È importante usare molta cura quando il catetere guida viene inserito per evitare la possibilità di causare traumi o broncospasmo, come l'estremità del catetere passa nella trachea e tocca la biforcazione trachea. Il rischio di queste complicazioni può essere ridotto o evitato alimentazione il catetere con movimenti molto delicati, arrestando, non appena c'è resistenza, e evitando il movimento della testa e del collo una volta che il catetere è a posto. Inoltre, quando si fa avanzare il tubo endotracheale sul catetere, c'è il potenziale per il catetere prendere il connettore del tubo endotracheale. Così, è importante assicurarsi che il catetere scorre attraverso il connettore senza cattura; in alternativa, il connettore può essere rimosso e sostituito durante il fissaggio del endotracheale tubo o il collegamento al circuito anestetico.
Con qualsiasi metodo di intubazione, c'è il potenziale per le complicazioni e gli effetti negativi. Utilizzando il metodo di visualizzazione diretta con un laringoscopio, l'inserimento non corretto della lama laringoscopio o aggressivo posizionamento del tubo endotracheale può comportare laringeo, lingua, o lesioni del dente. Corretto posizionamento dell'animale è il primo passo fondamentale nel minimizzare il trauma durante la visualizzazione della laringe. La colonna vertebrale deve essere diritta, con la testa in allineamento diretto con la colonna vertebrale; Se l'animale non è dritto, o se il collo è contorto a sinistra o a destra, questo renderà più difficile la visualizzazione della laringe e può causare traumi eccessivi con la lama del laringoscopio. Un'altra chiave critica per il successo quando si utilizza questa tecnica è quello di seguire il tetto della bocca verso la laringe e una volta il palato molle è visualizzato, spostare la lama in posizione corretta con una flessione del polso. Questo mantiene la testa a posto, mentre si muove la punta della lama in posizione di visualizzazione ottimale delle corde vocali, che si trovano abbastanza ventrale del coniglio20,24.
Perché la visualizzazione diretta della laringe può essere difficile se non si seguono le tecniche precise che vengono delineati sopra, l'uso delle strategie di intubazione alternativi che non richiedono la visualizzazione della laringe può essere attraente. Ad esempio, la tecnica cieca è una possibile opzione che non richiede l'uso di un laringoscopio16,17,18,19,20. Tuttavia, l'uso di questa tecnica si basa sulla capacità di rilevare il flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale per dirigere il posizionamento del tubo, e se respiri dell'animale sono molto poco profonde o arrestati, l'utilizzo di questo metodo non è affidabile. Supraglottic dispositivi anche possono essere considerati, dal momento che il posizionamento di questi dispositivi non richiedono la visualizzazione della laringe e sono generalmente molto facili da posizionare. Questi dispositivi non entrano direttamente la trachea, tuttavia e così ci è potenziale per mancanza di flusso diretto per le vie respiratorie, incapacità di ventilare se laryngospasm sviluppa, mancanza di un sigillo abbastanza stretto per la ventilazione durante le procedure aperto petto o emergenza rianimazione e sviluppo di gastrico tympany3,4,8. Dispositivi più recenti, specificamente progettati per i conigli possono offrire un'alternativa promettente, ma ulteriori studi sono necessari per valutare questi dispositivi, e le preoccupazioni per quanto riguarda la mancanza di voce nella trachea rimangono ancora. Tympany gastrico può anche essere una complicazione potenziale in un animale intubato se il tubo endotracheale è stato inserito per errore nell'esofago; Tuttavia, uso di una tecnica di visualizzazione diretta riduce al minimo il rischio di questa complicazione verificando il corretto posizionamento del catetere guida nella laringe.
Trauma della mucosa tracheale e/o arytenoid è un altro potenziale problema quando si inserisce un tubo endotracheale, particolarmente quando usando gonfiabile con risvolto tubi26,27,28. La trachea in conigli può essere facilmente ferita, che può portare a complicazioni come l'enfisema sottocutaneo, pneumotorace e persino la morte10,27,28,29. Mentre si esegue la tecnica che descriviamo qui, dovrebbe prestare attenzione per evitare la lesione tracheale mediante uso di tubi endotracheali uncuffed, assicurando che la punta arrotondata del catetere guida viene inserita nella trachea e non costringendo il catetere guida la glottide. Inoltre, la selezione di un tubo endotracheale di dimensione adeguate è di importanza critica. Dimensione del tubo endotracheale dovrebbe considerato contro la dimensione dell'animale, nonché rispetto all'apertura dell'ingresso laringeo in quanto è più piccolo di diametro della trachea. Un tubo endotracheale troppo grande in diametro può causare traumi alla mucosa arytenoid o cartilagine. D'altra parte, uso di un tubo endotracheale più piccolo si traduce in resistenza aumentata delle vie aeree e aumenta le probabilità di ostruzione dovuto muco o un capriccio. Per questo motivo, il monitoraggio respiratorio è molto importante nei conigli intubati. Oltre alla pulsossimetria, misurazione del flusso d'aria dovrebbe essere monitoredoppie con capnografia; Se un capnograph non è disponibile, monitor delle vie respiratorie sono un'alternativa che può essere utilizzata per rilevare il flusso d'aria (ma non forniscono misurazioni di anidride carbonica espirata). Inoltre, la fornitura di ventilazione assistita può essere prezioso, specialmente nei casi quando i tubi di diametro più piccoli sono usate24,30.
Oltre ai già citati vantaggi di usare questa tecnica, un altro grande vantaggio di questo metodo è che può essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente, che può essere importante in una regolazione clinica occupata. In questo caso, è importante raccogliere tutte le forniture necessarie e averli facilmente raggiungibili durante l'intubazione, particolarmente quando il catetere guida è a posto e movimento della testa dovrebbe essere evitato.
La tecnica che descritta in questo articolo viene utilizzata dal personale veterinario e ricerca nella nostra istituzione per tutte le intubazioni di coniglio, che ammonta a circa 200-400 intubazioni all'anno. Viene insegnato molto facilmente in una sessione di allenamento di anestesia tipico coniglio, che dura circa 30 minuti. Abbiamo trovato che è relativamente facile da imparare, con studenti che imparano entro i primi 3 tentativi e generalmente in grado di ripetere il processo con successo nel prossimo tentativo aggiuntivo. Per lo studio futuro, sarebbe utile per confrontare il tempo di competenza e capacità di mantenere la competenza nel tempo per questo metodo rispetto ad altre tecniche di intubazione. Mentre questo è stato studiato per le variazioni di tecniche cieco16, una valutazione globale della curva di apprendimento per una vasta gamma di tecniche di intubazione non è stata ancora eseguita. Un'altra direzione futura potenziale di studio potrebbe includere confrontando l'intubazione endotracheale diretto ai più recenti dispositivi delle vie respiratorie supraglottic specie-specifici, particolarmente riguardo alla funzione durante la ventilazione di pressione positiva.
In conclusione, la tecnica per intubazione di conigli che descriviamo qui è non invasivo, affidabile, non richiede l'uso di attrezzature specializzate, è facile da padroneggiare e possa essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente. Tutte le tecniche di accesso delle vie respiratorie presentano un certo livello di rischio, ma utilizzando una tecnica di visualizzazione diretta e seguendo i passaggi che abbiamo descritto sopra per minimizzare le complicazioni, i rischi sono di gran lunga superati dai benefici di avere lle vie respiratorie sufficienti durante l'anestesia.

Conigli hanno una cavità stretta, profondo orale che limita la visibilità della laringe per intubazione endotracheale. Hanno anche una grande lingua carnosa e i denti guanciali che, quando combinato con la stretta cavità orale, può causare problemi quando si inserisce un laringoscopio e visualizzare la glottide per inserire un tubo endotracheale1. Dovrà prestare molta attenzione per evitare di causare lesioni alla cavità orale e delle vie aeree durante l'intubazione. I tessuti della laringe sono molto friabili ed eccessivo trauma da ripetuti tentativi di intubare può causare infiammazione significativa, rendendo l'intubazione più difficile2.
Per questi motivi, una varietà di tecniche alternative sono state descritte, in particolare dispositivi di vie respiratorie supraglottic compreso la laringale tubo3,4, la maschera laringea della via aerea (LMA)4,5, 6 e una specie-supraglottic vie respiratorie dispositivo7. Un tubo laringeo è costituito da un tubo con due palloncini che dirigere il flusso d'aria nella trachea: un palloncino più grande al centro del tubo forma un sigillo nella faringe superiore e un più piccolo palloncino all'estremità distale sigilla l' inlet esofageo3. Il LMA è costituito da un tubo con una maschera ellittica all'estremità distale che è gonfiato per formare una chiusura ermetica sopra la glottide4,5,6. Il dispositivo specie-è il primo dispositivo di vie respiratorie supraglottic specie-veterinaria, attualmente disponibile per gatti e conigli, progettati per adattarsi le strutture anatomiche per ciascuna specie creare una pressione di tenuta nel faringe7. Tuttavia, perché questi dispositivi non si immette direttamente la trachea, possono presentare rischi per le complicazioni quali tympany gastrico. La mancanza di una corretta tenuta all'interno della trachea rappresenta una preoccupazione per quanto riguarda l'adeguatezza per l'uso di questi dispositivi per la ventilazione di pressione positiva per supporto respiratorio, emergenze o chirurgia toracica3,8. Inoltre, la mancanza di diretta intubazione della trachea può provocare un'esposizione personale a sprecare gas anestetici5.
Molti metodi per intubazione endotracheale diretto sono stati descritti9,10,11,12,13,14,15. Un metodo popolare è la tecnica cieca, che può diminuire la probabilità di lesioni alla cavità orofaringea, poiché l'inserimento di un laringoscopio non è necessario16,17,18,19 , 20. come tecnica visivamente cieca, questo metodo richiede un monitoraggio per flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale e la manipolazione attenta al collocamento di guida. Anche se questo metodo è comunemente usato nella ricerca e nella pratica clinica veterinaria, nell'esperienza degli autori, questa tecnica può essere che richiede tempo e non sempre ha successo e così è più difficile da insegnare e può richiedere una somministrazione supplementare di anestetici 9 , 10. Inoltre, perché il controllo della respirazione è usata per guidare il posizionamento corretto del tubo, questo metodo potrebbe essere più difficile e meno affidabili durante l'arresto respiratorio. Un altro metodo popolare è quello di utilizzare una tecnica tradizionale laringoscopio a intubate come avviene con le specie più grandi. Tuttavia, la tecnica tradizionale laringoscopio in conigli è difficile in quanto la vista delle corde vocali è ostacolata quando il tubo endotracheale viene inserito in bocca. Pertanto, utilizzare questo metodo può provocare l'intubazione ripetuti tentativi, aumentato dosaggio anestetico e lesioni alla cavità e delle vie respiratorie orale10.
Esistono anche opzioni più costose e tecnicamente impegnative per l'intubazione. Il laringoscopio a fibre ottiche consente un facile inserimento del tubo endotracheale inserendo il laringoscopio nella provetta e l'inserimento nella trachea su uno schermo di visualizzazione. Allo stesso modo, endoscopi possono essere utilizzati per visualizzare la zona laringea e guidare il posizionamento del tubo. Tuttavia, entrambi questi metodi richiedono l'uso di costose attrezzature che non possono essere prontamente disponibili in impostazioni cliniche tipiche9,11,12. Intubazione attraverso la cavità nasale è un metodo alternativo che è stato descritto, anche se questo presenta un rischio di introdurre patogeni opportunisti dalle cavità nasali nei polmoni, in particolare nei conigli che non sono esenti da patogeni specifici21. Infine, metodi più invasivi di intubazione sono stati pubblicati, tra cui retrogrado inserzione di un catetere guida attraverso un ago inserito per via percutanea in trachea, così come l'uso di un ago cricothyroidotomy seguita dalla disposizione di un filo guida, dilatatore vasale e guaina dell'introduttore13,14. Come le tecniche invasive, questi metodi hanno potenziali complicazioni come dolore post-procedurale e infezione. La tecnica che descriviamo qui, utilizzando un catetere guida e laringoscopio, può essere insegnata con una formazione minima con un breve tempo di competenza, non è invasiva, può essere eseguita da un singolo individuo senza bisogno di un assistente e non richiede l'uso di attrezzature specializzate.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketalar 
			Ketamine HCl Inj.</td>
			<td>JHP Pharmaceuticals</td>
			<td>NDC 42023-113-10</td>
			<td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anased 
			Xylazine (100mg/ml)</td>
			<td>Lloyd Labs</td>
			<td>NADA #139-236</td>
			<td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>60300</td>
			<td>Requires 2 size C alkaline batteries</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>68040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.5 &#8211; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td>
			<td>Jorgenson</td>
			<td>J0149V</td>
			<td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits 
			3.5 mm most commonly used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&#8221;</td>
			<td rowspan="2">Medtronic</td>
			<td rowspan="2">8890703310</td>
			<td rowspan="2">Cut to 8-10 inches 
			Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2% HCL Inj</td>
			<td>VetOne</td>
			<td>L-2000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>KC9024A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape, Twill, Bleached &#189;&#8221; x 72 yds</td>
			<td>Encompass Textiles</td>
			<td>48210-025</td>
			<td>Used for securing endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR Lubricating Jelly</td>
			<td>HR Pharmaceuticals</td>
			<td>201</td>
			<td>For lubricating endotracheal tube tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td>
			<td>BoundTree Medical</td>
			<td>21410</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td>
			<td>AMBU INC</td>
			<td>172713</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

Intubazione endotracheale in conigli può essere difficile a causa della loro anatomia insolita. Conseguire una brevetto della via aerea durante l'anestesia è fondamentale per evitare l'ostruzione delle vie respiratorie, prevenzione dei tympany gastrico e per consentire il supporto ventilatorio. A causa della difficoltà di intubazione, metodi alternativi come l'uso della maschera laringea airways o tubi laringei sono stati esplorati. Tuttavia, questi metodi non comportino un accesso diretto alla trachea e quindi possono presentare un rischio per lo sviluppo delle complicazioni. Inoltre, la mancanza di diretto intubazione della trachea può causare l'esposizione personale a sprecare gas anestetici. Sono stati descritti numerosi metodi per intubazione endotracheale, comprendendo la posizione del cieco, uso di un posizionamento di cricoide o endoscopio e laringoscopio a fibre ottiche. Nonostante queste numerose pubblicazioni, molti ancora lottano per raggiungere il successo. Qui forniamo una descrizione dettagliata di una tecnica di intubazione che può essere insegnata con una formazione minima con un breve tempo di competenza. Brevemente, dopo la somministrazione dell'anestesia iniettabile e corretto posizionamento del coniglio, un catetere in polipropilene viene inserito nella trachea per visualizzazione diretta utilizzando un laringoscopio. Il catetere viene quindi utilizzato come una guida per dirigere il tubo endotracheale nella trachea. Questo metodo consente l'intubazione senza la necessità di attrezzature costose e possa essere eseguito da un singolo individuo senza bisogno di un assistente. In conclusione, questa tecnica può essere facilmente insegnata ed eseguita a costi molto poco in qualsiasi clinica o impostazione di ricerca.

Al istituzione authors', questa tecnica è in genere insegnò al personale di laboratorio e veterinaria durante le sessioni di formazione sulla gestione di coniglio e tecniche di anestesia. Sessioni di insegnamento sono eseguite con animali di formazione dedicato. L'allenatore dimostra la tecnica una volta e poi gli allievi effettuano la tecnica sotto la guida del formatore. Gli allievi in genere ottenere successo entro 1-3 tentativi. Dopo che essi hanno con successo intubato il coniglio una volta, gli individui sono tenuti a eseguire l'intubazione una seconda volta e sono in genere in grado di intubare con successo il coniglio ancora sul primo tentativo di ulteriore. Un feedback durante queste sessioni di formazione, in particolare da individui che sono stati precedentemente addestrati con tecniche alternative, costantemente include commenti su quanto sia facile questa tecnica è quello di imparare e completare con successo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
Figura 1. Forniture per intubazione endotracheale: 1) laringoscopio con dimensioni 0 o 1 Miller lama laringoscopio, nastro 2) ombelicale (o altri materiali di consumo per il fissaggio del tubo endotracheale), 3) 0,25 mL di lidocaina 2%, 4) 5-francese in polipropilene catetere tagliato a 8-10 pollici con alla fine non arrotondati segnato con un pennarello indelebile per indicare chiaramente che l'estremità non deve essere inserito nella trachea (freccia), 5) dispositivo di rilevamento flusso di aria, 6) lubrificante sterile da applicare all'estremità distale del tubo, 7) uncuffed tubo endotracheale. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
Figura 2 : Posizionamento sternale per intubazione endotracheale. Il coniglio è posizionato sternally con gli arti anteriori estesi fino alla fine della tabella. Arti posteriori si estendono indietro e testa del coniglio è allineato con la colonna vertebrale. La mano sinistra viene utilizzata per elevare la testa in estensione in preparazione per l'inserimento del laringoscopio. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
Figura 3 : Inserimento del laringoscopio. A) il laringoscopio viene inserito il diastema sinistro usando la mano destra, seguendo il tetto della bocca con la punta della lama fino a quando il palato molle è visibile. Una volta che il palato molle è visibile, il laringoscopio è capovolto avanti estendendo il coniglio indietro la testa e collo in avanti per visualizzare la laringe. B) visualizzazione della laringe. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
Figura 4 : Avanzamento del catetere guida. A) dopo il passaggio la lama del laringoscopio a mano sinistra, mano destra avanza la punta arrotondata del catetere guida attraverso l'apertura oltre la laringe. B) il catetere guida viene passato attraverso le corde vocali con visualizzazione diretta. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
Figura 5 : Avanzamento del tubo trachea. Il tubo endotracheale è filettato sul catetere di guida ed è avanzato fino a resistenza dalle corde vocali. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
Figura 6 : instillazione di lidocaina. Lidocaina (2%, 0,25 mL) viene instillata nell'apertura del tubo endotracheale. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
Figura 7 : Avanzamento del tubo endotracheale. Due minuti dopo l'instillazione della lidocaina, il tubo endotracheale è avanzato girandolo delicatamente per passare attraverso le corde vocali. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
Figura 8 : Verifica del flusso d'aria attraverso il tubo endotracheale. Un dispositivo di rilevazione del flusso d'aria può essere utilizzato per verificare il flusso di aria attraverso il tubo endotracheale, o uno specchio dentale può anche essere utilizzato per rilevare la condensa da respiri che indica intubazione riuscita. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Intubazione endotracheale in conigli è impegnativo a causa della loro anatomia insolita. Qui presentiamo una tecnica per diretto intubazione della trachea utilizzando un catetere in polipropilene come guida. Questo metodo utilizza forniture relativamente poco costosi, richiede un addestramento minimo e può essere facilmente eseguito in qualunque regolazione clinica.

Intubazione endotracheale di conigli utilizzando un catetere guida in polipropilene

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

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Research

JoVE Journal

Biology

33.3K Views.  Mayo Clinic. Intubazione endotracheale in conigli è impegnativo a causa della loro anatomia insolita. Qui presentiamo una tecnica per diretto intubazione della trachea utilizzando un catetere in polipropilene come guida. Questo metodo utilizza forniture relativamente poco costosi, richiede un addestramento minimo e può essere facilmente eseguito in qualunque regolazione clinica.

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Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Generazione di Stabile transgenici C. elegans Utilizzando Microiniezione

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Ricerca

Biologia

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Fate maps are generated by marking and tracking cells in vivo to determine how progenitors contribute to specific structures and cell types in developing and adult tissue. An advance in this concept is Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM), linking gene expression, cell fate, and cell behaviors in vivo, to create fate maps based on genetic lineage.
GIFM exploits X-CreER lines where X is a gene or set of gene regulatory elements that confers spatial expression of a modified bacteriophage protein, Cre recombinase (CreERT). CreERT contains a modified estrogen receptor ligand binding domain which renders CreERT sequestered in the cytoplasm in the absence of the drug tamoxifen. The binding of tamoxifen releases CreERT, which translocates to the nucleus and mediates recombination between DNA sequences flanked by loxP sites. In GIFM, recombination typically occurs between a loxP flanked Stop cassette preceding a reporter gene such as GFP.
Mice are bred to contain either a region- or cell type-specific CreER and a conditional reporter allele. Untreated mice will not have marking because the Stop cassette in the reporter prevents further transcription of the reporter gene. We administer tamoxifen by oral gavage to timed-pregnant females, which provides temporal control of CreERT release and subsequent translocation to the nucleus removing the Stop cassette from the reporter. Following recombination, the reporter allele is constitutively and heritably expressed. This series of events marks cells such that their genetic history is indelibly recorded. The recombined reporter thus serves as a high fidelity genetic lineage tracer that, once on, is uncoupled from the gene expression initially used to drive CreERT.
We apply GIFM in mouse to study normal development and ascertain the contribution of genetic lineages to adult cell types and tissues. We also use GIFM to follow cells on mutant genetic backgrounds to better understand complex phenotypes that mimic salient features of human genetic disorders.
This video article guides researchers through experimental methods to successfully apply GIFM. We demonstrate the method using our well characterized Wnt1-CreERT;mGFP mice by administering tamoxifen at embryonic day (E)8.5 via oral gavage followed by dissection at E12.5 and analysis by epifluorescence stereomicroscopy. We also demonstrate how to micro-dissect fate mapped domains for explant preparation or FACS analysis and dissect adult fate-mapped brains for whole mount fluorescent imaging. Collectively, these procedures allow researchers to address critical questions in developmental biology and disease models.

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM) marks and tracks cells with fine spatial and temporal control in vivo and elucidates how cells from a specific genetic lineage contribute to developing and adult tissues. Demonstrated here are the techniques required to fate map E12.5 mouse embryos for epifluorescent and explant analysis.

Un approccio pratico alla mappatura genetica Destino inducibile: una guida visiva a Mark e Pista Cellule In Vivo</em

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Rapid PCR Thermocycling using Microscale Thermal Convection

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable concentration level. But the design of conventional PCR thermocycling hardware, predominantly based on massive metal heating blocks whose temperature is regulated by thermoelectric heaters, severely limits the achievable reaction speed1. Considerable electrical power is also required to repeatedly heat and cool the reagent mixture, limiting the ability to deploy these instruments in a portable format.
Thermal convection has emerged as a promising alternative thermocycling approach that has the potential to overcome these limitations2-9. Convective flows are an everyday occurrence in a diverse array of settings ranging from the Earth's atmosphere, oceans, and interior, to decorative and colorful lava lamps. Fluid motion is initiated in the same way in each case: a buoyancy driven instability arises when a confined volume of fluid is subjected to a spatial temperature gradient. These same phenomena offer an attractive way to perform PCR thermocycling. By applying a static temperature gradient across an appropriately designed reactor geometry, a continuous circulatory flow can be established that will repeatedly transport PCR reagents through temperature zones associated with the denaturing, annealing, and extension stages of the reaction (Figure 1). Thermocycling can therefore be actuated in a pseudo-isothermal manner by simply holding two opposing surfaces at fixed temperatures, completely eliminating the need to repeatedly heat and cool the instrument.
One of the main challenges facing design of convective thermocyclers is the need to precisely control the spatial velocity and temperature distributions within the reactor to ensure that the reagents sequentially occupy the correct temperature zones for a sufficient period of time10,11. Here we describe results of our efforts to probe the full 3-D velocity and temperature distributions in microscale convective thermocyclers12. Unexpectedly, we have discovered a subset of complex flow trajectories that are highly favorable for PCR due to a synergistic combination of (1) continuous exchange among flow paths that provides an enhanced opportunity for reagents to sample the full range of optimal temperature profiles, and (2) increased time spent within the extension temperature zone the rate limiting step of PCR. Extremely rapid DNA amplification times (under 10 min) are achievable in reactors designed to generate these flows.

We describe a novel method to perform DNA replication via the polymerase chain reaction (PCR). Thermal convection is harnessed to continuously shuttle reagents between denaturing, annealing, and extension conditions by maintaining opposing surfaces of the reactor at constant temperature. This inherently simple design promises to make rapid PCR more accessible.

Rapido PCR termici utilizzando microscala convezione termica

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A Practical Guide to Phylogenetics for Nonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this topic and so it presents inherent problems. Here we compile a practical introduction to phylogenetics for nonexperts.&#160;We outline in a step-by-step manner, a pipeline for generating reliable phylogenies from gene sequence datasets. We begin with a user-guide for similarity search tools via online interfaces as well as local executables. Next, we explore programs for generating multiple sequence alignments followed by protocols for using software to determine best-fit models of evolution. We then outline protocols for reconstructing phylogenetic relationships via maximum likelihood and Bayesian criteria&#160;and finally describe tools for visualizing phylogenetic trees. While this is not by any means an exhaustive description of phylogenetic approaches, it does provide the reader with practical starting information on key software applications commonly utilized by phylogeneticists. The vision for this article would be that it could serve as a practical training tool for researchers embarking on phylogenetic studies&#160;and also serve as an educational resource that could be incorporated into a classroom or teaching-lab.

Here we describe a step-by-step pipeline for generating reliable phylogenies from nucleotide or amino acid sequence datasets. This guide aims to serve researchers or students new to phylogenetic analysis.&#160;

Una guida pratica per Phylogenetics per i non esperti

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this ...

Determination of Protein-ligand Interactions Using Differential Scanning Fluorimetry

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most of these require access to specialist equipment, and often require a degree of expertise to effectively establish reliable experiments and analyze data. Differential scanning fluorimetry (DSF) is being increasingly used as a robust method for initial screening of proteins for interacting small molecules, either for identifying physiological partners or for hit discovery. This technique has the advantage that it requires only a PCR machine suitable for quantitative PCR, and so suitable instrumentation is available in most institutions; an excellent range of protocols are already available; and there are strong precedents in the literature for multiple uses of the method. Past work has proposed several means of calculating dissociation constants from DSF data, but these are mathematically demanding. Here, we demonstrate a method for estimating dissociation constants from a moderate amount of DSF experimental data. These data can typically be collected and analyzed within a single day. We demonstrate how different models can be used to fit data collected from simple binding events, and where cooperative binding or independent binding sites are present. Finally, we present an example of data analysis in a case where standard models do not apply. These methods are illustrated with data collected on commercially available control proteins, and two proteins from our research program. Overall, our method provides a straightforward way for researchers to rapidly gain further insight into protein-ligand interactions using DSF.

Differential scanning fluorimetry is a widely used method for screening libraries of small molecules for interactions with proteins. Here, we present a straightforward method to extend these analyses to provide an estimate of the dissociation constant between a small molecule and its protein partner.

Determinazione delle interazioni proteina-ligando Utilizzo scansione differenziale Fluorimetria

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most ...

A Guide to Modern Quantitative Fluorescent Western Blotting with Troubleshooting Strategies

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins within complex biological samples. Since then, western blotting methodology has become a common component of the molecular biologists experimental repertoire. A cursory search of PubMed using the term &#8220;western blot&#8221; suggests that in excess of two hundred and twenty thousand published manuscripts have made use of this technique by the year 2014. Importantly, the last ten years have seen technical imaging advances coupled with the development of sensitive fluorescent labels which have improved sensitivity and yielded even greater ranges of linear detection. The result is a now truly Quantifiable Fluorescence based Western Blot (QFWB) that allows biologists to carry out comparative expression analysis with greater sensitivity and accuracy than ever before. Many &#8220;optimized&#8221; western blotting methodologies exist and are utilized in different laboratories. These often prove difficult to implement due to the requirement of subtle but undocumented procedural amendments. This protocol provides a comprehensive description of an established and robust QFWB method, complete with troubleshooting strategies.

The advancement of western blotting using fluorescence has allowed detection of subtle changes in protein expression enabling quantitative analyses. Here we describe a robust methodology for detection of a range of proteins across a variety of species and tissue types. A strategy to overcome common technical problems is also provided.

Una guida al moderno Quantitative Fluorescent Western Blotting con strategie di risoluzione dei problemi

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins ...

Discrimination and Characterization of Heterocellular Populations Using Quantitative Imaging Techniques

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do not allow for accurate interpretation of this interplay. Using a quantitative imaging-based approach, we present a high-content protocol for characterizing the dynamic phenotypic responses (i.e. morphology changes, proliferation, apoptosis) of heterogeneous cell populations to changes in environmental stimuli. We highlight our ability to distinguish between cell types based upon either fluorescence intensity or inherent morphology features depending on the application. This platform allows for a more comprehensive characterization of subpopulation response to perturbation while utilizing shorter time, smaller amounts of reagents, and lower likelihood of error than traditional cell biology assays. However, in some cases, cell populations may be difficult to identify and quantitate based on complex cellular features and will require additional troubleshooting; we highlight some of these circumstances in the protocol. We demonstrate this application using response to drug in a cancer model; however, it can easily be applied more broadly to other physiological processes. This protocol allows one to identify subpopulations within a co-culture system and characterize the particular response of each to external stimuli.

We have developed a novel protocol for studying heterocellular population dynamics in response to perturbations. This manuscript describes an imaging-based platform that produces quantitative datasets for simultaneous characterization of multiple cellular phenotypes of heterocellular populations in a robust manner.

Discriminazione e caratterizzazione delle popolazioni eterocellulari con tecniche di imaging quantitative

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do ...

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the laboratory. In ticks, all developmental stages (except egg) are hematophagous, and acquiring a blood-meal when attached to their vertebrate hosts is essential for the successful completion of their life cycle. Here we demonstrate a simple method that uses easily openable capsules for feeding of hard ticks on rabbits. The advantages of the proposed method include its simplicity, short duration and most importantly versatile adjustment to the needs of specific experimental requirements. The method makes possible the use of multiple chambers (of various sizes) on the same animal, which permits feeding of multiple stages or different experimental groups while reducing the overall animal requirement. The non-irritating and easily accessible materials used minimizes discomfort to the animals, which can be easily recovered from an experiment and offered for adoption or reused if the ethical protocol allows it.

We have developed a simple and versatile system to feed hard ticks on laboratory rabbits. Our non-laborious protocol uses easily accessible materials and can be adjusted depending on the requirements of the various experimental settings. The method allows comfortable monitoring and/or sampling of ticks during the entire feeding period.

Un modello Versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

A Sectioning, Coring, and Image Processing Guide for High-Throughput Cortical Bone Sample Procurement and Analysis for Synchrotron Micro-CT

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been studied substantially using traditional two-dimensional techniques. Recent advancements in X-ray imaging technology via desktop micro-computed tomography (&#181;CT) and synchrotron radiation micro-computed tomography (SR&#181;CT) have allowed for the acquisition of high-resolution three-dimensional (3D) scans of a larger field of view (FOV) than other 3D imaging techniques (e.g., SEM) providing a more complete picture of microscopic structures within human cortical bone. The specimen should be accurately centered within the FOV, however, to limit the appearance of streak artifacts known to impact data analysis. Previous studies have reported procurement of irregularly shaped rectilinear bone blocks that result in imaging artifacts due to uneven edges or image truncation. We have applied a geological sampling protocol (coring) to procure consistently sized cortical bone core specimens for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This coring method is efficient and minimally destructive to tissue. It creates uniform cylindrical samples that decrease imaging artifacts by nature of being isometric during rotation and providing a uniform path length for X-ray beams throughout scanning. Image processing of X-ray tomographic data of cored and irregularly shaped samples confirms the potential of the technique to improve visualization and analysis of cortical bone microarchitecture. A goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable method for the extraction of cortical bone cores that is adaptable for various types of high-resolution bone imaging experiments. An overarching goal of the work is to create a standardized cortical bone procurement for SR&#181;CT that is affordable, consistent, and straightforward. This procedure may further be adapted by researchers in related fields who commonly evaluate hard composite materials such as in biological anthropology, geosciences, or material sciences.

We employed a geological (coring) sampling protocol to procure cortical bone specimens of uniform size for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This method is minimally destructive, efficient, results in cylindrical specimens that minimize imaging artifacts from irregular sample shapes and improves microarchitectural visualization and analysis.

Guida all'elaborazione di sezioni, coring e immagini per l'approvvigionamento e l'analisi di campioni ossei corticali ad alta produttività per synchrotron Micro-CT

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been ...

A Step-by-Step Guide to Mosquito Electroantennography

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when acquiring a blood-meal. To locate a host to feed on, mosquitoes rely on a wide range of sensory cues, including visual, mechanical, thermal, and olfactory. The study details a technique, electroantennography (EAG), that allows researchers to assess whether the mosquitoes can detect individual chemicals and blends of chemicals in a concentration-dependent manner. When coupled with gas-chromatography (GC-EAG), this technique allows to expose the antennae to a full headspace/complex mixture and determines which chemicals present in the sample of interest, the mosquito can detect. This is applicable to host body odors as well as plant floral bouquets or other ecologically relevant odors (e.g., oviposition sites odorants). Here, we described a protocol that permits long durations of preparation responsiveness time and is applicable to both female and male mosquitoes from multiple genera, including Aedes, Culex, Anopheles, and Toxorhynchites mosquitoes. As olfaction plays a major part in mosquito-host interactions and mosquito biology in general, EAGs and GC-EAG can reveal compounds of interest for the development of new disease vector control strategies (e.g., baits). Complemented with behavioral assays, the valence (e.g., attractant, repellent) of each chemical can be determined.

The present article details a step-by-step protocol for successful and low noise electroantennograms in several genera of mosquitoes, including both females and males.

Una guida passo-passo all'elettroantennography delle zanzare

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when ...