MR è stato finanziato da una borsa di studio dalla Danish cancer society (R146-A9394-16-S2). MFB e MKT sono stati finanziati da AUFF NOVA (AUFF-E-2015-FLS-9-8). MR e MFB sono stati co-finanziati dalla Graduate School, salute, AU. Il laboratorio E.F.W. è supportato da sovvenzioni dal Ministero spagnolo dell'economia (SAF2015-70857, co-finanziato dal FESR-UE) e un ERC advanced grant (741888 - CSI-Fun).
Vogliamo ringraziare Liliana Fajardo Mellor (geni, lo sviluppo e la malattia; National Cancer Research Center) per la lettura critica del manoscritto.

Questo protocollo comporta una procedura chirurgica nei topi di laboratorio. Tutti gli esperimenti sugli animali devono essere individualmente esaminati e approvati da un istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC). Come l'approccio si basa sulla sopravvivenza e il recupero degli animali, garantire adeguata anestesia, gestione del dolore e ambiente chirurgico asettico a tutto il tempo. Utilizzare una piastra elettrica per prevenire l'ipotermia durante la chirurgia e fino al recupero dall'anestesia.
1. considerazioni di partenza
<ol><li>A seconda del virus utilizzato, possono essere applicati diversi titolo requisiti; diluire il virus di conseguenza. Nota: In questo esempio, un virus Adeno-associato, diluito in PBS viene iniettato ad un titolo di 1 x 1012 UI/mL. Il virus ha sierotipo 9 e contiene RNA Guida di Pten e l'espressione della proteina Cre sotto un promotore di ubiquitin (Figura 1). Perdita di Pten aumentata pAKT e proliferazione dell' epitelio prostatico13.</li>
	<li>Utilizzare il topo maschio ad un'età di 8 settimane al momento della chirurgia per garantire l'adeguato sviluppo della prostata. Nota: Illustrati in questo esperimento i topi sono topi knockin Rosa26-LSL-Cas9-EGFP su C57BL/6J sfondo12 (Figura 1).</li>
	<li>Appena preparare un mix di anestesia generale e se possibile mantenerlo sterile. Nota: Per recupero animali meglio dopo l'intervento chirurgico, un antidoto di anestesia è altamente raccomandato.<ol>
<li>Per preparare un volume totale di 5 mL di anestetico, mescolare 0,15 mL medetomidina cloridrato (1 mg/mL), 0,4 mL midazolam (5 mg/mL) e butorfanolo 0,25 mL (10 mg/mL) con 4,2 mL di acqua salina sterile. Nota: I metodi di anestesia Alternative, ad esempio inalabile isoflurano, possono essere utilizzati secondo le linee guida istituzionali cura degli animali.</li>
		<li>Per invertire l'effetto della medetomidina cloridrato post-chirurgia, mescolare atipamezolo 0,1 mL (5 mg/mL) con 4,9 mL acqua salina sterile.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparare un ambiente asettico chirurgico corretta disinfezione e sterilizzazione. Strumenti chirurgici autoclave prima dell'uso.</li>
</ol>2. virus-consegna alla prostata murina
<ol><li>Anestetizzare l'animale tramite l'iniezione intraperitoneale con una siringa sterile da 1 mL e un ago 27 x ½". Utilizzare una dose di anestesia di peso corporeo 0,01 mL/g. Se la procedura dura più di 30 min, mantenere l'anestesia iniettando 1/3 di partenza della dose ogni 30 min.</li>
	<li>Esaminare la profondità anestetica valutando il rilassamento del muscolo, pedale ritiro e riflessi palpebrali. Quando si osserva la perdita dei riflessi, radere il basso addome dell'animale.</li>
	<li>Coprire con attenzione gli occhi dell'animale con veterinario unguento oftalmico utilizzando un tampone di cotone sterile per prevenire la cecità dovuta alla mancanza di riflesso corneale.</li>
	<li>Pulire l'addome rasato con 70% di etanolo e il 10% di povidone iodio per disinfettare l'area chirurgica. Strofinare l'area chirurgica dal centro della zona chirurgica verso la periferia.</li>
	<li>Eseguire un'incisione cutanea verticale al midline basso-addominale di circa 1 cm, utilizzando una forbice chirurgica sterile.</li>
	<li>Sollevare il peritoneo utilizzando una pinza a punta fine per evitare di danneggiare gli organi che gettano sotto. Attentamente e fare un'incisione di < 8mm utilizzando forbici chirurgiche attraverso il peritoneo. Nota: A differenza di umani, ghiandola di prostata di un roditore comprende quattro lobi separati. Il lobo anteriore è fissato alla vescichetta seminale.</li>
	<li>Spostare delicatamente il tessuto adiposo da parte di scoprire la vescichetta seminale. Utilizzando una pinza anello, sollevare attentamente la vescichetta seminale fino a quando la prostata anteriore può essere identificato (Figura 1).</li>
	<li>Iniettare un volume totale di 30 µ l di soluzione di virus (3 x 1010 particelle virali) nell'epitelio della prostata anteriore utilizzando una siringa da insulina 0,5 mL con ago 30 x 8 mm. Ridurre al minimo perdite e assicurare che il liquido viene assorbito all'interno del tessuto, formando una piccola bolla. Posizionare la vescicola seminale indietro nella cavità addominale.</li>
	<li>Suturare il peritoneo con 2-3 semplici punti interrotti utilizzando suture assorbibili 6-0 con un 13 mm, 3/8 cerchio e un ago a punta conica.</li>
	<li>Fiocco la pelle con 3 clip sterile 4.8 x 6.5 mm, sollevare la pelle con pinze per evitare di danneggiare il peritoneo.</li>
	<li>Per il migliore recupero, è necessario applicare l'antidoto di anestesia in una dose del peso corporeo 0,01 mL/g tramite l'iniezione intraperitoneale utilizzando una siringa sterile da 1 mL e un ago 27 x ½". Posizionare delicatamente il retro degli animali nella sua gabbia.</li>
</ol>3. post-chirurgia
<ol><li>Mantenere la gabbia con i topi che hanno subito la chirurgia su un rilievo di riscaldamento per 1 h dopo la procedura, per prevenire l'ipotermia fino a completamente recuperato. Se viene applicato l'antidoto, l'animale dovrebbe essere sveglio pochi minuti dopo l'iniezione.</li>
	<li>Monitorare gli animali ogni giorno per indicazioni di dolore e guarigione di appropriata della ferita. Se necessario, somministrare antidolorifici aggiuntive secondo le linee guida istituzionali cura degli animali.</li>
	<li>Rimuovere le graffe di pelle dopo 4-5 giorni, una volta che la ferita è chiusa.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Ferlay, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+incidence+and+mortality+worldwide:+sources,+methods+and+major+patterns+in+GLOBOCAN+2012.">Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012.</a> Int J Cancer. 136, E359-E386 (2015).</li><li>Gerlinger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratumor+heterogeneity+and+branched+evolution+revealed+by+multiregion+sequencing.">Intratumor heterogeneity and branched evolution revealed by multiregion sequencing.</a> N Engl J Med. 366, 883-892 (2012).</li><li>Robinson, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrative+Clinical+Genomics+of+Advanced+Prostate+Cancer.">Integrative Clinical Genomics of Advanced Prostate Cancer.</a> Cell. 162, 454 (2015).</li><li>Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R., Elder, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+transgenesis:+an+overview.">Animal transgenesis: an overview.</a> Brain Struct Funct. 214, 91-109 (2010).</li><li>Wu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+a+prostate+epithelial+cell-specific+Cre+transgenic+mouse+model+for+tissue-specific+gene+ablation.">Generation of a prostate epithelial cell-specific Cre transgenic mouse model for tissue-specific gene ablation.</a> Mech Dev. 101, 61-69 (2001).</li><li>Ma, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+biallelic+inactivation+of+Pten+in+the+mouse+prostate+leads+to+prostate+cancer+accompanied+by+increased+epithelial+cell+proliferation+but+not+by+reduced+apoptosis.">Targeted biallelic inactivation of Pten in the mouse prostate leads to prostate cancer accompanied by increased epithelial cell proliferation but not by reduced apoptosis.</a> Cancer Res. 65, 5730-5739 (2005).</li><li>Chen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crucial+role+of+p53-dependent+cellular+senescence+in+suppression+of+Pten-deficient+tumorigenesis.">Crucial role of p53-dependent cellular senescence in suppression of Pten-deficient tumorigenesis.</a> Nature. 436, 725-730 (2005).</li><li>Leow, C. C., Wang, X. D., Gao, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+method+of+generating+prostate-specific+Cre-LoxP+gene+switching+via+intraductal+delivery+of+adenovirus.">Novel method of generating prostate-specific Cre-LoxP gene switching via intraductal delivery of adenovirus.</a> Prostate. 65, 1-9 (2005).</li><li>Thomsen, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+JUNB/AP-1+promotes+invasive+prostate+cancer.">Loss of JUNB/AP-1 promotes invasive prostate cancer.</a> Cell Death Differ. 22, 574-582 (2015).</li><li>Cho, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=a+novel+GEM+model+for+metastatic+prostate+cancer+analysis+and+therapy,+reveals+myc+as+a+driver+of+Pten-mutant+metastasis.">a novel GEM model for metastatic prostate cancer analysis and therapy, reveals myc as a driver of Pten-mutant metastasis.</a> Cancer Discov. 4, 318-333 (2014).</li><li>Cho, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+in+vivo+validation+of+candidate+drivers+derived+from+the+PTEN-mutant+prostate+metastasis+genome.">Rapid in vivo validation of candidate drivers derived from the PTEN-mutant prostate metastasis genome.</a> Methods. 77-78, 197-204 (2015).</li><li>Platt, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+knockin+mice+for+genome+editing+and+cancer+modeling.">CRISPR-Cas9 knockin mice for genome editing and cancer modeling.</a> Cell. 159, 440-455 (2014).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostate-specific+deletion+of+the+murine+Pten+tumor+suppressor+gene+leads+to+metastatic+prostate+cancer.">Prostate-specific deletion of the murine Pten tumor suppressor gene leads to metastatic prostate cancer.</a> Cancer Cell. 4, 209-221 (2003).</li><li>Liu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Copy+number+analysis+indicates+monoclonal+origin+of+lethal+metastatic+prostate+cancer.">Copy number analysis indicates monoclonal origin of lethal metastatic prostate cancer.</a> Nat Med. 15, 559-565 (2009).</li><li>Haffner, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+clonal+origin+of+lethal+prostate+cancer.">Tracking the clonal origin of lethal prostate cancer.</a> J Clin Invest. 123, 4918-4922 (2013).</li><li>Daya, S., Berns, K. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+using+adeno-associated+virus+vectors.">Gene therapy using adeno-associated virus vectors.</a> Clin Microbiol Rev. 21, 583-593 (2008).</li><li>Price, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+Aspects+of+Development+and+Structure+in+the+Prostate.">Comparative Aspects of Development and Structure in the Prostate.</a> Natl Cancer Inst Monogr. 12, 1-27 (1963).</li><li>McNeal, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+prostate:+an+historical+survey+of+divergent+views.">Anatomy of the prostate: an historical survey of divergent views.</a> Prostate. 1, 3-13 (1980).</li><li>Thomsen, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SOX9+elevation+in+the+prostate+promotes+proliferation+and+cooperates+with+PTEN+loss+to+drive+tumor+formation.">SOX9 elevation in the prostate promotes proliferation and cooperates with PTEN loss to drive tumor formation.</a> Cancer Res. 70, 979-987 (2010).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

In questo protocollo, descriviamo un metodo per alterare l'espressione genica nel lobo anteriore della prostata murina mediante iniezione di virus, creando un potente nuovo modello murino per carcinoma della prostata (Figura 2). La riuscita amministrazione di un Adenovirus in primo luogo è stato descritto da Leow et al. 20058. Precedentemente abbiamo indicato come un Adenovirus che codifica per una proteina di ricombinasi Cre può sostituire richiede tempo i...

Rilevamento e trattamento di carcinoma della prostata hanno migliorato significativamente nell'ultimo decennio. Ancora, l'incidenza di carcinoma della prostata è in aumento, a seguito di aspettativa di vita. Con 1,1 milioni nuovi casi stimati in tutto il mondo, è tra le cause più comuni di morte per cancro in uomini 1. Carcinoma della prostata è lento nel suo sviluppo, ma quando il tumore è progredito ad uno stato metastatico avanzato, la prognosi è sfavorevole a causa di limitate opzioni di trattamento. Finora, solo pochi geni sono stati identificati come driver comuni in questo tipo di tumore, e ostacola la sua eterogeneità e la multifocalità rilevazione di biomarcatori e indirizzabile malattia driver2,3.
Tecniche classiche di generazione GEMM sono spesso alterati dalla loro complessità, tempestive spese e costi. Modelli di knockout condizionale sono stati ampiamente usati per lo studio di geni candidati di carcinoma della prostata, che si traducono in mortalità embrionale quando inattivato in germline4. Modelli più comuni coinvolgono un ricombinasi Cre di prostatico specifico guidato da uno un probasina modificato5 o un promotore PSA6 integrato nella GEMM da ulteriori incroci. In questi modelli, il gene di interesse sarà mirato nella maggior parte delle cellule epiteliali della prostata, generando l'iperplasia nell'intero organo, che può compromettere apparato urinario funzione7 dell'animale.
Consegna virale della proteina Cre tramite iniezione nel lobo anteriore della prostata murina può risolvere il problema prendendo di mira solo poche cellule8. Prerequisiti tecnici laboratori, competenze e obiettivi tenendo conto, i benefici di metodo da una vasta gamma di possibili variazioni. Approcci di successo utilizzando Adenovirus targeting JunB e Pten9 o Lentivirus targeting Pten e Trp5310 sono stati indicati tra gli altri. L'aggiunta di transgeni, quali luciferasi, il costrutto virale o la GEMM permetterà inoltre monitoraggio non invasivo della progressione della malattia tramite bioluminescenza11di imaging.
L'editing genomico basato sulla tecnologia CRISPR/Cas9 rivela una nuova e rapida possibilità di studiare cancro attraverso la rapida generazione di Knockout somatico12. Consegna virale del RNA guida singola (sgRNAs) diretto al lobo anteriore della prostata murino stabilisce un modello fisiologicamente più rilevante di carcinoma della prostata. Con questo mezzo, singole cellule portatrici di mutazioni selezionate possono formare cloni che sono in grado di espansione e di invasione. Inoltre, uso di guida RNAs per più geni bersaglio genererà cloni delle cellule con alterazioni in geni differenti. Ciò consentirà eterogeneità del tumore e una pressione di selezione naturale sulla progressione del cancro, che può rivelare l'importanza di ogni alterazione genica o meccanismi epistatiche.
Qui presentiamo un metodo per fornire le particelle virali alla prostata murina per alterazione dell'espressione genica. Da una piccola incisione addominale, murino lobo anteriore della prostata è esposta e le particelle virali sono iniettate nel lobo. Cinque giorni dopo l'intervento, chirurgico clip possono essere rimossi dalla pelle e il cancro prostatico può essere analizzato da 8 settimane dopo. Nel complesso, questa è una procedura rapida ed economica, che ha poco impatto sul mouse e permette più grande tumore a sviluppare senza compromettere il mouse.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>B6J.129(B6N)-Gt(ROSA)26Sor&lt;sup&gt;tm1(CAG-cas9*,-EGFP)Fezh&lt;/sup&gt;/J mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>26175</td><td></td></tr><tr><td>0,5 ml U-100 insulin syringe</td><td>BD</td><td>324825</td><td>for virus injection</td></tr><tr><td>1 ml syringe</td><td>BD</td><td>300013</td><td>for anesthesia injection</td></tr><tr><td>30 G 1/2&#039;&#039; needle</td><td>BD</td><td>304000</td><td>for anesthesia injection</td></tr><tr><td>6-0 Polysorb Suture</td><td>Medtronic</td><td>GL889</td><td>to close the peritoneum</td></tr><tr><td>Disposable sterilized surgery drape</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Iodine Prep Pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-669-70</td><td></td></tr><tr><td>Trimming machine</td><td>Aesculap</td><td>GT415</td><td>to shave the abdomen</td></tr><tr><td>Dumont Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Micro Needle Holder</td><td>F.S.T</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors</td><td>F.S.T</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Narrow Pattern Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>Ring Forceps</td><td>F.S.T</td><td>11106-09</td><td></td></tr><tr><td>Wound Clip System Handle incl. Clips</td><td>F.S.T</td><td>12030-01</td><td>to close the skin</td></tr><tr><td>Wound Clip System Remover</td><td>F.S.T</td><td>12030-04</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td></td><td>different models have been used</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Antisedan</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Butorphanol</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Medetomidinhydrochlorid</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td></td><td></td><td>obtained from the animal facility</td></tr><tr><td>100% Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-032-103</td><td></td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Takeda</td><td>7242</td><td></td></tr><tr><td>Virus (AAV, AV)</td><td>multiple suppliers</td><td></td><td>virus used in this protocol is an in-house production</td></tr><tr><td>pAKT antibody</td><td>CST</td><td>4060</td><td>used 1:200 dillution</td></tr><tr><td>GFP anitbody</td><td>CST</td><td>2956</td><td>used 1:100 dillution</td></tr></tbody></table>

virus delivery of crispr guides to the murine prostate for gene alteration

Con una crescente incidenza di carcinoma della prostata, identificazione di nuovi driver di tumore o modulatori è fondamentale. Modelli murini geneticamente (GEMM) per carcinoma della prostata sono ostacolati dalla eterogeneità del tumore e delle sue dinamiche complesse microevoluzione. Modelli di mouse tradizionale del carcinoma della prostata includono, tra gli altri, germinale e condizionale Ko, transgenici espressione di oncogeni e di modelli di xenotrapianto. Generazione di mutazioni de novo in questi modelli è complesso, lungo e costoso. Inoltre, la maggior parte dei modelli tradizionali di destinazione la maggior parte dell'epitelio della prostata, considerando che ben nota ad evolversi come un evento isolato in solo un piccolo sottoinsieme delle cellule umane del cancro della prostata. Preziosi modelli bisogno di simulare non solo l'inizio del cancro della prostata, ma anche la progressione di malattia avanzata.
Qui descriviamo un metodo per indirizzare alcune cellule nell'epitelio della prostata di cellule di trasduzione di particelle virali. La consegna di un virus artificiale alla prostata murina consente l'alterazione dell'espressione genica negli epiteli della prostata. Quantità e tipo di virus definirà dichiara il numero delle cellule mirati per alterazione del gene di trasdurre poche cellule per l'inizio del cancro e molte cellule per la terapia genica. Attraverso iniezione a base di chirurgia nel lobo anteriore, distale dal tratto urinario, il tumore in questo modello può espandersi senza alterare la funzione urinaria dell'animale. Inoltre, prendendo di mira solo un sottoinsieme delle cellule epiteliali della prostata la tecnica consente l'espansione clonale del tumore e quindi imita l'inizio del tumore umano, progressione, come pure invasione attraverso la membrana basale.
Questa tecnica novella fornisce un modello potente del cancro della prostata con maggiore rilevanza fisiologica. Sofferenza animale è limitata, e poiché nessun allevamento aggiuntivo è richiesto, conteggio nel complesso animale è ridotto. Allo stesso tempo, analisi di nuovi geni candidati e pathways sono accelerato, che a sua volta è più conveniente.

Per valutare la consegna di virus alla prostata murina, i campioni sono stati analizzati tre mesi dopo l'intervento chirurgico. Il Rosa26-LSL-Cas9-EGFP topi12 esprimono GFP in cellule che sono stati esposti alla proteina Cre espressa dal virus. I campioni della prostata sono stati esaminati con un microscopio a fluorescenza per identificare le aree con segnale GFP (Figura 2A). Il segnale GFP indica l'attività del Cre in epitelio prost...

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Virus Delivery of CRISPR Guides to the Murine Prostate for Gene Alteration

Questo protocollo descrive un metodo neoformato per la consegna di virus alla prostata murina. Utilizzando la tecnologia CRISPR/Cas9, sovraespressione genica o consegna di Cre ricombinasi, la tecnica permette di orthotopic alterazione dell'espressione genica e implementa nuovi modelli murini per carcinoma della prostata.

Consegna di virus di CRISPR guide alla prostata per alterazione del Gene murina

With an increasing incidence of prostate cancer, identification of new tumor drivers or modulators is crucial. Genetically engineered mouse models (GEMM) ...

virus-delivery-crispr-guides-to-murine-prostate-for-gene

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Cancer Research

8.6K Views.  Aarhus University. Questo protocollo descrive un metodo neoformato per la consegna di virus alla prostata murina. Utilizzando la tecnologia CRISPR/Cas9, sovraespressione genica o consegna di Cre ricombinasi, la tecnica permette di orthotopic alterazione dell'espressione genica e implementa nuovi modelli murini per carcinoma della prostata.

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Highly Efficient Gene Disruption of Murine and Human Hematopoietic Progenitor Cells by CRISPR/Cas9

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. Complete gene ablation in HSCs required the generation of knockout mice from which HSCs could be isolated, and gene ablation in primary human HSCs was not possible. Viral transduction could be used for knock-down approaches, but these suffered from variable efficacy. In general, genetic manipulation of human and mouse hematopoietic cells was hampered by low efficiencies and extensive time and cost commitments. Recently, CRISPR/Cas9 has dramatically expanded the ability to engineer the DNA of mammalian cells. However, the application of CRISPR/Cas9 to hematopoietic cells has been challenging, mainly due to their low transfection efficiencies, the toxicity of plasmid-based approaches and the slow turnaround time of virus-based protocols.
A rapid method to perform CRISPR/Cas9-mediated gene editing in murine and human hematopoietic stem and progenitor cells with knockout efficiencies of up to 90% is provided in this article. This approach utilizes a ribonucleoprotein (RNP) delivery strategy with a streamlined three-day workflow. The use of Cas9-sgRNA RNP allows for a hit-and-run approach, introducing no exogenous DNA sequences in the genome of edited cells and reducing off-target effects. The RNP-based method is fast and straightforward: it does not require cloning of sgRNAs, virus preparation or specific sgRNA chemical modification. With this protocol, scientists should be able to successfully generate knockouts of a gene of interest in primary hematopoietic cells within a week, including downtimes for oligonucleotide synthesis. This approach will allow a much broader group of users to adapt this protocol for their needs.

A protocol for fast CRISPR/Cas9-mediated gene disruption in mouse and human primary hematopoietic cells is described in this article. Cas9-sgRNA ribonucleoproteins are introduced via electroporation with sgRNAs generated through in vitro transcription and commercial Cas9. High editing efficiencies are achieved with limited time and financial cost.

Rottura del Gene altamente efficiente di cellule progenitrici ematopoietiche Murine ed umane di CRISPR/Cas9

Advances in the hematopoietic stem cell (HSCs) field have been aided by methods to genetically engineer primary progenitor cells as well as animal models. ...

Ricerca

Genetica

Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear injection of DNA expression constructs into fertilized oocytes remains the most commonly used technique to generate transgenic mice for overexpression. With the introduction of CRISPR technology for gene targeting, pronuclear injection into fertilized oocytes has been extended to the generation of both knockout and knockin mice. This work describes the preparation of DNA for injection and the generation of CRISPR guides for gene targeting, with a particular emphasis on quality control. The genotyping procedures required for the identification of potential founders are critical. Innovative genotyping strategies that take advantage of the "multiplexing" capabilities of CRISPR are presented herein. Surgical procedures are also outlined. Together, the steps of the protocol will allow for the generation of genetically modified mice and for the subsequent establishment of mouse colonies for a plethora of research fields, including immunology, neuroscience, cancer, physiology, development, and others.

The microinjection of mouse oocytes is commonly used for both classic transgenesis (i.e., the random integration of transgenes) and CRISPR-mediated gene targeting. This protocol reviews the latest developments in microinjection, with a particular emphasis on quality control and genotyping strategies.

Generazione di topi modificati geneticamente attraverso la microinjection of oocytes

The use of genetically modified mice has significantly contributed to studies on both physiological and pathological in vivo processes. The pronuclear ...

Biologia dello sviluppo

In Vivo CRISPR/Cas9 Screening to Simultaneously Evaluate Gene Function in Mouse Skin and Oral Cavity

Genetically modified mouse models (GEMM) have been instrumental in assessing gene function, modeling human diseases, and serving as preclinical model to assess therapeutic avenues. However, their time-, labor- and cost-intensive nature limits their utility for systematic analysis of gene function. Recent advances in genome-editing technologies overcome those limitations and allow for the rapid generation of specific gene perturbations directly within specific mouse organs in a multiplexed and rapid manner. Here, we describe a CRISPR/Cas9-based method (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) to generate thousands of gene knock-out clones within the epithelium of the skin and oral cavity of mice, and provide a protocol detailing the steps necessary to perform a direct&#160;in vivo&#160;CRISPR&#160;screen for tumor suppressor genes. This approach can be applied to other organs or other CRISPR/Cas9 technologies such as CRISPR-activation or CRISPR-inactivation to study the biological function of genes during tissue homeostasis or in various disease settings.

Here we describe a rapid and direct in vivo CRISPR/Cas9 screening methodology using ultrasound-guided in utero embryonic lentiviral injections to simultaneously assess functions of several genes in the skin and oral cavity of immunocompetent mice.

Screening CRISPR/Cas9 in vivo per valutare contemporaneamente la funzione genica nella pelle del topo e nella cavità orale

Genetically modified mouse models (GEMM) have been instrumental in assessing gene function, modeling human diseases, and serving as preclinical model to ...

Efficient Genome Editing of Mice by CRISPR Electroporation of Zygotes

With exceptional efficiency, accuracy, and ease, the CRISPR/Cas9 system has significantly improved genome editing in cell culture and lab animal experiments. When generating animal models, the electroporation of zygotes offers higher efficiency, simplicity, cost, and throughput as an alternative to the gold standard method of microinjection. Electroporation is also gentler, with higher viability, and reliably delivers Cas9/single-guide RNA (sgRNA) ribonucleoproteins (RNPs) into the zygotes of common laboratory mouse strains (e.g., C57BL/6J and C57BL/6N) that approaches 100% delivery efficiency. This technique enables insertion/deletion (indels) mutations, point mutations, the deletion of whole genes or exons, and small insertions in the range of 100-200 bp to insert LoxP or short tags like FLAG, HA, or V5. While constantly being improved, here we present the current state of CRISPR-EZ in a protocol that includes sgRNA production through in vitro transcription, embryo processing, RNP assembly, electroporation, and the genotyping of preimplantation embryos. A graduate-level researcher with minimal experience manipulating embryos can obtain genetically edited embryos in less than 1 week using this protocol. Here, we offer a straightforward, low-cost, efficient, high-capacity method that could be used with mouse embryos.

Here, we describe a simple technique intended for the efficient generation of genetically modified mice called CRISPR RNP Electroporation of Zygotes (CRISPR-EZ). This method delivers editing reagents by electroporation into embryos at an efficiency approaching 100%. This protocol is effective for point mutations, small genomic insertions, and deletions in mammalian embryos.

Editing efficiente del genoma dei topi mediante elettroporazione CRISPR degli zigoti

With exceptional efficiency, accuracy, and ease, the CRISPR/Cas9 system has significantly improved genome editing in cell culture and lab animal ...

Designing, Packaging, and Delivery of High Titer CRISPR Retro and Lentiviruses via Stereotaxic Injection

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique has been widely used to encode fluorescent proteins, opto- or chemo-genetic controllers of cell activity, or heterologous expression of human genes in model organisms. These viruses have also successfully been used to deliver recombinases to relevant target sites in transgenic animals, or even deliver small hairpin or micro RNAs in order to manipulate gene expression. While these techniques have been fruitful, they rely on transgenic animals (recombinases) or frequently lack high efficacy and specificity (shRNA/miRNA). In contrast, the CRISPR/Cas system uses an exogenous Cas nuclease which targets specific sites in an organism's genome via an exogenous guide RNA in order to induce double stranded breaks in DNA. These breaks are then repaired by non-homologous end joining (NHEJ), producing insertion and deletion (indel) mutations that can result in deleterious missense or nonsense mutations. This manuscript provides detailed methods for the design, production, injection, and validation of single lenti/retro virus particles that can stably transduce neurons to express a fluorescent reporter, Cas9, and sgRNAs to knockout genes in a model organism.

The CRISPR/Cas9 system offers the potential to make targeted genome editing accessible and affordable to the scientific community. This protocol is intended to demonstrate how to create viruses that will knockout a gene of interest using the CRISPR/Cas9 system, and then inject them stereotaxically into the adult mouse brain.

Progettazione, Packaging, e consegna di alto titolo CRISPR Retro e lentivirus via Stereotassica iniezione

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique ...

Neuroscienze

Adeno-Associated Virus-Mediated Delivery of CRISPR for Cardiac Gene Editing in Mice

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and living organisms from a wide variety of species. The CRISPR technology has also been explored as novel therapeutics for a number of human diseases. Proof-of-concept data are highly encouraging as exemplified by recent studies that demonstrate the feasibility and efficacy of gene editing-based therapeutic approach for Duchenne muscular dystrophy (DMD) using a murine model. In particular, intravenous and intraperitoneal injection of the recombinant adeno-associated virus (rAAV) serotype rh.74 (rAAVrh.74) has enabled efficient cardiac delivery of the Staphylococcus aureus CRISPR-associated protein 9 (SaCas9) and two guide RNAs (gRNA) to delete a genomic region with a mutant codon in exon 23 of mouse Dmd gene. This same approach can also be used to knock out the gene-of-interest and study their cardiac function in postnatal mice when the gRNA is designed to target the coding region of the gene. In this protocol, we show in detail how to engineer rAAVrh.74-CRISPR vector and how to achieve highly efficient cardiac delivery in neonatal mice.

Here we provide a detailed protocol to carry out in vivo cardiac gene editing in mice using recombinant Adeno-Associated Virus(rAAV)-mediated delivery of CRISPR. This protocol offers a promising therapeutic strategy to treat dystrophic cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy and can be used to generate cardiac-specific knockout in postnatal mice.

Adeno-associato Virus-mediate consegna di CRISPR per Gene cardiaco nei topi di Editing

The clustered, regularly interspaced, short, palindromic repeat (CRISPR) system has greatly facilitated genome engineering in both cultured cells and ...

Medicina

<meta charset="utf8"></head><body>Trasduzione retrovirale dell'RNA guida per l'editing genico nella differenziazione Th17

Retroviral CRISPR/Cas9-Mediated Gene Targeting for the Study of Th17 Differentiation in Vitro

T helper cells that produce IL-17A, known as Th17 cells, play a critical role in immune defense and are implicated in autoimmune disorders. CD4 T cells can be stimulated with antigens and well-defined cytokine cocktails in vitro to mimic Th17 cell differentiation in vivo. Research has been conducted extensively on the Th17 differentiation regulation mechanisms using the in vitro Th17 polarization assay.
Conventional Th17 polarization methods typically involve obtaining na&#239;ve CD4 T cells from genetically modified mice to study the effects of specific genes on Th17 differentiation and function. These methods can be time-consuming and costly and may be influenced by cell-extrinsic factors from the knockout animals. Thus, a protocol using retroviral transduction of guide RNA to introduce gene knockout in CRISPR/Cas9 knockin primary mouse T cells serves as a very useful alternative approach. This paper presents a protocol to differentiate na&#239;ve primary T cells into Th17 cells following retroviral-mediated gene targeting, as well as the subsequent flow cytometry analysis methods for assaying infection and differentiation efficiency.

<meta charset="utf8"></head><body>Targeting genico retrovirale mediato da CRISPR/Cas9 per lo studio della differenziazione Th17 in vitro

We present a protocol for retroviral transduction of guide RNA into primary T cells from Cas9 transgenic mice, providing an efficient alternative for gene editing in studying Th17 differentiation.

Targeting genico retrovirale mediato da CRISPR/Cas9 per lo studio della differenziazione Th17 in vitro

T helper cells that produce IL-17A, known as Th17 cells, play a critical role in immune defense and are implicated in autoimmune disorders. CD4 T cells ...

Immunologia e infezioni

Novel Method of Plasmid DNA Delivery to Mouse Bladder Urothelium by Electroporation

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms of human diseases such as cancer. Transgenic and conditional knockout mice have been frequently used for gene overexpression or ablation in specific tissues or cell types in vivo. However, generating germline mouse models can be time-consuming and costly. Recent advancements in gene editing technologies and the feasibility of delivering DNA plasmids by viral infection have enabled rapid generation of non-germline autochthonous mouse cancer models for several organs. The bladder is an organ that has been difficult for viral vectors to access, due to the presence of a glycosaminoglycan layer covering the urothelium. Here, we describe a novel method developed in lab for efficient delivery of DNA plasmids into the mouse bladder urothelium in vivo. Through intravesical instillation of pCAG-GFP DNA plasmid and electroporation of surgically exposed bladder, we show that the DNA plasmid can be delivered specifically into the bladder urothelial cells for transient expression. Our method provides a fast and convenient way for overexpression and knockdown of genes in the mouse bladder, and can be applied to building GEMMs of bladder cancer and other urological diseases.

We describe a novel method for the delivery of DNA plasmid into the urothelial cells of mouse bladder in vivo through urethra catheterization and electroporation. It offers a fast and convenient way for generating autochthonous mouse models of bladder diseases.

Nuovo metodo di consegna plasmide DNA Urothelium della vescica del Mouse mediante elettroporazione

Genetically engineered mouse models (GEMMs) are extremely valuable in revealing novel biological insights into the initiation and progression mechanisms ...

Consegna di virus di CRISPR guide alla prostata per alterazione del Gene murina

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Rottura del Gene altamente efficiente di cellule progenitrici ematopoietiche Murine ed umane di CRISPR/Cas9

Generazione di topi modificati geneticamente attraverso la microinjection of oocytes

Screening CRISPR/Cas9 in vivo per valutare contemporaneamente la funzione genica nella pelle del topo e nella cavità orale

Editing efficiente del genoma dei topi mediante elettroporazione CRISPR degli zigoti

Progettazione, Packaging, e consegna di alto titolo CRISPR Retro e lentivirus via Stereotassica iniezione

Adeno-associato Virus-mediate consegna di CRISPR per Gene cardiaco nei topi di Editing

Targeting genico retrovirale mediato da CRISPR/Cas9 per lo studio della differenziazione Th17 in vitro

Targeting genico retrovirale mediato da CRISPR/Cas9 per lo studio della differenziazione Th17 in vitro

Targeting genico retrovirale mediato da CRISPR/Cas9 per lo studio della differenziazione Th17 in vitro

Nuovo metodo di consegna plasmide DNA Urothelium della vescica del Mouse mediante elettroporazione