Questo lavoro è stato sostenuto da uno stipendio di dottorato IMPRS a E.S, una borsa di studio a lungo termine EMBO per V.P., e fondi interni MPI-MPP a F.K. Parte di questo lavoro è stato finanziato anche attraverso PLAMORF, un progetto che ha ricevuto finanziamenti dal Consiglio europeo della ricerca (CER) nell'ambito del programma di ricerca e innovazione Horizon 2020 dell'Unione Europea (accordo di sovvenzione n. 810131). Gli autori ringraziano Federico Apelt per l'analisi bioinformatica e i commenti sul manoscritto, e Mathieu Bahin e Amira Kramdi per l'analisi bioinformatica.

1. Preparare l'RNA
<ol><li>Macinare 200 mg di tessuto vegetale in polvere in azoto liquido, assicurandosi che il tessuto rimanga congelato durante tutta la procedura.</li>
	<li>Estrarre l'RNA dal tessuto vegetale desiderato seguendo un protocollo di estrazione acido guanidinio tiocianato-fenolo-cloroformio. Per ridurre la possibilità di contaminare l'RNA con il DNA durante la separazione di fase, utilizzare 1-bromo-3-cloropropano invece del cloroformio.<ol>
<li>Aggiungere 1 mL di reagente di estrazione dell'RNA contenente tiocianato di guanidina e fenolo acido al tessuto vegetale macinato (500 μL per 100 mg di tessuto). Mescolare bene invertendo e assicurarsi che tutto il tessuto sia bagnato. Incubare per 10 minuti a temperatura ambiente per dissociare i complessi di ribonucleoproteina.</li>
		<li>Centrifugare per 10 min a 12.000 x g a 4 °C e trasferire il supernatante su un nuovo tubo da 1,5 ml.</li>
		<li>Aggiungere vigorosamente 200 μL di 1-bromo-3-cloropropano (100 μL per 500 μL di reagente di estrazione dell'RNA) e vortice.</li>
		<li>Centrifugare per 15 min a 12.000 x g a 4 °C e trasferire la fase acquosa superiore (circa 500 μL) in un nuovo tubo da 1,5 ml.</li>
		<li>Aggiungere 1 volume di isopropanolo (500 μL) e 0,1 volume di 3 M di acetato di sodio pH 5,5 (50 μL), mescolare bene invertendo e precipitando 10 min a -20 °C. NOTA: L'uso di acetato di sodio (NaOAc) è raccomandato al fine di migliorare la precipitazione dell'RNA. Il protocollo può essere messo in pausa a questo punto prolungando la precipitazione dell'RNA per alcune ore o anche durante la notte.</li>
		<li>Centrifugare per 30 min a 12.000 x g a 4 °C e scartare il supernatante.</li>
		<li>Lavare il pellet due volte con 500 μL di 80% EtOH, centrifugare per 5 min a 12.000 x g a 4 °C e scartare.</li>
		<li>Lavare il pellet una volta con 500 μL 99% EtOH, centrifugare per 5 min a 12.000 x g a 4 °C e scartare.</li>
		<li>Asciugare il pellet per 5-10 minuti e sciogliere in 30 μL di H2O privo di RNasi. NOTA: Utilizzare invece qualsiasi protocollo di estrazione dell'RNA preferito (ad esempio, un sistema basato su colonne). Se nel protocollo è inclusa una digestione della DNasi, saltarla nel passaggio seguente (passaggio 1.3).</li>
	</ol></li>
	<li>Misurare la concentrazione di RNA (ad esempio, con l'uso di uno spettrofotometro) e digerire 20 μg di RNA con DNasi. NOTA: Il DNA è ricco di m5C e l'anticorpo non distingue tra DNA e RNA.<ol>
<li>In una tipica reazione di DNasi, trattare 10 μg di RNA in una reazione di 50 μL. Mescolare i seguenti componenti e incubare le reazioni a 37 °C per 30 minuti: 10 μg di RNA x μL 10x Tampone di DNasi 5 μL DNasi 1 μL (2 unità) RNasi-free H2O fino a 50 μL</li>
		<li>Rimuovere l'enzima aggiungendo un volume appropriato di reagente di inattivazione della DNasi (se è incluso nel kit DNasi e secondo le istruzioni del produttore) o eseguendo una fase di pulizia (ad esempio, purificazione della colonna o estrazione fenolo /cloroformio).</li>
	</ol></li>
	<li>Controllare la qualità e la purezza dell'RNA isolato per elettroforesi capillare e procedere se il numero di integrità dell'RNA (RIN) è superiore a 7, per garantire che i campioni siano di buona qualità.</li>
	<li>OPTIONAL: Rimuovere l'RNA ribosomiale per arricchire i campioni in contenuto di mRNA utilizzando un kit di rimozione dell'rRNA e secondo il protocollo del produttore.<ol>
<li>Utilizzare l'RNA trattato con DNasi del passaggio precedente per le reazioni di esaurimento dell'rRNA. Eseguire reazioni multiple se la quantità di RNA totale è superiore alla quantità massima suggerita per la reazione.</li>
		<li>Si noti che solo il 5-10% della quantità di input verrà recuperato dopo l'esaurimento dell'rRNA. Procedere con l'RNA impoverito di rRNA (uguale quantità per tutti i campioni) e ignorare le quantità menzionate nei seguenti passaggi, in quanto si riferiscono all'RNA totale. NOTA: Per un confronto e una descrizione dei metodi di esaurimento rRNA disponibili vedere riferimenti 38,39,40. l'rRNA è la maggior parte dell'RNA totale ed è metilato m5C in molti organismi.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparare in anticipo le trascrizioni in vitro (IVT) da utilizzare come sequenze di RNA di controllo e aggiungerle nei campioni.<ol>
<li>Produrre due T IVT distinti utilizzando un kit di trascrizione in vitro, uno con nucleosidi non metilati e uno in cui rCTP è sostituito da 5-metil-rCTP, per servire rispettivamente come controlli negativi e positivi nel MeRIP. Le trascrizioni preparate erano quelle di EGFP e Renilla luciferasi. NOTA: Gli TIC non dovrebbero esistere nel trascrittame dell'organismo che si sta analizzando. Se gli TIC provengono dallo stesso modello (ad esempio, entrambi EGFP), aggiungere il controllo positivo e negativo in due campioni diversi. Se la loro sequenza è diversa (ad esempio, EGFP e Renilla), possono essere aggiunti allo stesso campione.</li>
		<li>Picco in ogni campione 0,1 ng IVT per 3 μg di RNA, come controlli.</li>
	</ol></li>
	<li>Sonicare l'RNA a circa 100 nt frammenti. NOTA: Le condizioni per la tranciatura dell'RNA devono essere regolate in anticipo e differiscono per ogni sonicatore. Per il modello qui utilizzato, la sonicazione viene eseguita con le seguenti condizioni: Potenza di picco 174, Fattore di servizio 10, Cicli / burst 200, 17 min.<ol>
<li>Sonicare la stessa quantità di RNA per tutti i campioni, almeno 12 μg di RNA per campione in 80 μL di volume totale (min 60 μL, max 100 μL), riempito con H2O privo di RNasi.</li>
	</ol></li>
	<li>Confermare l'efficienza della sonicazione e la concentrazione dei campioni di RNA per elettroforesi capillare. La dimensione media dell'RNA frammentato dovrebbe essere di circa 100 nt.</li>
</ol>2. Immunoprecipitazione dell'RNA metilato (MeRIP)
<ol><li>Nei tubi a bassa legatura, aggiungere 9 μg di RNA sonicato e H2O privo di RNasi fino a 60 μL (o più, a seconda della concentrazione).</li>
	<li>Dissociare le strutture secondarie riscaldando l'RNA a 70 °C in un bagno d'acqua per 10 minuti e raffreddando per altri 10 minuti in un mix ghiaccio-acqua.</li>
	<li>Dividere il campione in tre parti: un terzo (20 μL, se nel passaggio 2.1 sono stati prelevati 60 μL) viene salvato in un tubo separato a -80 °C come campione di input. Riempire i restanti 40 μL con H2O senza RNasi fino a 860 μL e quindi dividersi in due tubi a bassa legatura: uno per IP e uno per il controllo Mock (430 μL ciascuno).</li>
	<li>Aggiungere ad entrambi i tubi: 50 μL di tampone MeRIP 10x 10 μL di inibitore della RNasi 10 μL di anticorpo α-m5C (10 μg) nel campione IP per 10 μL di H2O nel campione Mock NOTA: Il clone di anticorpi utilizzato in precedenza non è più disponibile in commercio. Tuttavia, qualsiasi anticorpo monoclonale anti-5-metilcitosina dovrebbe funzionare allo stesso modo. Gli anticorpi devono essere testati per verifica della specificità prima dell'uso per meRIP11,23.</li>
	<li>Sigillare i tubi con parafilm e incubare per 12-14 ore a 4 °C, con rotazione aerea.</li>
	<li>Il giorno dopo, preparare le perline magnetiche G proteiche per il legame.<ol>
<li>Per ogni tubo (controllo IP o Mock), utilizzare 40 μL di perline. Aggiungere la quantità totale di perline (# di tubi x 40 μL, ad esempio, per 2 campioni IP e 2 Mock, sono necessari 160 μL di perline) in un tubo da 15 ml e lavare tre volte con 800 μL di tampone MeRIP 1x per campione (# di tubi x 800 μL buffer, ad esempio 3,2 ml per 2 campioni IP e 2 Mock).</li>
		<li>Eseguire lavaggi a temperatura ambiente per 5 minuti con rotazione aerea, raccogliere le perline con l'aiuto di un rack magnetico e scartare il tampone di lavaggio. Dopo il terzo lavaggio, resuspend le perline nello stesso volume di tampone MeRIP 1x del volume iniziale di perline prelevate (# di tubi x 40 μL, ad esempio 160 μL di tampone MeRIP 1x per 2 campioni IP e 2 Mock). NOTA: La quantità di perline G proteiche utilizzate è determinata dalla capacità di legame delle perline per il tipo di anticorpo specifico e dalla quantità di anticorpi utilizzati. In questo caso, le perline hanno una capacità di legame di circa 8 μg di IgG di topo per mg di perline e 30 mg/mL di concentrazione. Pertanto, 40 μL sono sufficienti per legare circa 9,6 μg di anticorpi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aggiungere 40 μL di perline rimorsi a ciascun campione IP e Mock e incubare per ulteriori 2 ore a 4 °C, con rotazione aerea.</li>
	<li>Posizionare i tubi su un rack magnetico per 1 minuto e scartare il supernatante o salvarlo come controllo (campione di RNA non legato).</li>
	<li>Lavare le perline 5 volte riutilizzando in 700 μL di 1 tampone MeRIP fornito con 0,01% Tween 20 e incubando per 10 minuti a temperatura ambiente con rotazione aerea.</li>
	<li>Rimescolare le perline lavate in 200 μL di tampone di digestione Proteinasi K e aggiungere 3,5 μL di Proteinasi K. Incubare per 3 ore a 50 °C, tremando a 800 giri/min. Occasionalmente, scorrere manualmente il fondo del tubo se un sedimento di perline si sta formando durante l'incubazione.</li>
	<li>Estrarre l'RNA con l'aggiunta di 800 μL di reagente di estrazione dell'RNA e seguendo un protocollo di estrazione acido guanidinio tiocianato-fenolo-cloroformio, e continuare come nella fase 1.2. Per aumentare la visibilità del pellet di RNA, un co-precipitante colorato può essere aggiunto in isopropanolo nella fase di precipitazione. Rimescolare il pellet in 20 μL di H2O privo di RNasi (o uguale al volume di ingresso mantenuto nel passaggio 2.3).</li>
</ol>3. Analisi a valle
<ol><li>Inviare gli esempi Input e IP per il sequenziamento a estremità singola con 50 basi di lunghezza di lettura (SE50).</li>
	<li>Tagliare gli adattatori finali da 3' utilizzando cutadapt41 e scartare letture inferiori a 48 nt.</li>
	<li>Mappa tagliata legge sul genoma arabidopsis (annotazione TAIR10) utilizzando STAR42 con un taglio del 6% per disallineamenti e dimensione massima dell'introne di 10 kb. Mantieni letture mappate in modo univoco per ulteriori analisi.</li>
	<li>Identificare i frammenti di RNA arricchiti nei campioni IP rispetto all'input utilizzando due metodi distinti e considerare quelli che si trovano significativamente arricchiti da entrambi.<ol>
<li>Innanzitutto, rilevare i picchi merip-seq utilizzando il chiamante di picco MACS243 sugli IP in pool rispetto all'input.</li>
		<li>In secondo luogo, seguire l'analisi per le chiamate di picco MeRIP-seq comedescritto in Meyer etal.<ol>
<li>Utilizzando script R personalizzati, dividere il genoma in distinte finestre da 25 nt e contare il numero di letture mappate in modo univoco per ogni finestra in base alla posizione dell'ultimo nucleotide mappato (poiché le letture provengono da 100 frammenti di RNA nt).</li>
			<li>Calcolare finestre significativamente arricchite in campioni IP rispetto all'input con il test fisher exact. Utilizzare la procedura Benjamini-Hochberg per correggere più test.</li>
			<li>Mantieni i picchi significativamente arricchiti che si estendono su almeno due finestre consecutive e scarta i picchi che coprono una sola finestra.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Identificare le regioni annotate del genoma (trascrizioni) con picchi significativamente arricchiti trovati con entrambi i metodi.</li>
	<li>In alternativa o in modo complementare, testare obiettivi di RNA specifici per il loro arricchimento nei campioni IP.<ol>
<li>Trascrivere inversamente l'RNA (stesso volume di campioni Input, IP e Mock) con esameri casuali.</li>
		<li>Eseguire PCR quantitativo in tempo reale sulle destinazioni scelte, confrontando Input, IP e Mock tramite il metodo ΔΔCt. NOTA: Il prodotto generato non deve essere più lungo di 100 bp, poiché questa è la dimensione media della frammentazione.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi da rivelare.

L'RNA trasporta più di cento distinte modifiche di base4 che formano l'epitranscriptome44. Queste modifiche aggiungono un ulteriore livello di regolazione della traduzione e della segnalazione (rivisto in5,6,8,20,45,46). I primi studi sono stati in grado di rilevare la presenza di modifiche post-trascrizionale sull'RNA28,47, ma gli RNA modificati specifici devono essere identificati per comprendere il ruolo dell'epitranscriptomica. MeRIP è stato progettato come metodo per mappare i siti di metilazione dell'RNA a livello di trascrizione21,22. Può essere adattato a qualsiasi modifica, se è disponibile un anticorpo specifico.
La forza principale di questo protocollo è che è relativamente semplice, sicuro per l'RNA e l'utente (ad esempio, 5-azaC è altamente tossico per le piante e l'uomo) e non richiede informazioni enzimatiche di sequenza o modifica. Inoltre, l'arricchimento delle RNA metilate da parte del PI aumenta le possibilità di rilevati mRNA a bassa abbondanza, a differenza del sequenziamento della bisolfito che non contiene una fase di arricchimento. Quando vengono eseguiti due cicli seriali di MeRIP, l'arricchimento in frammenti di RNA contenenti siti di metilazione aumenta ulteriormentedi 22. Una delle limitazioni del MeRIP, specialmente se applicata agli studi di metilazione dell'mRNA, è l'alta quantità di RNA richiesta come input per il saggio. Il passo di ribodeplezione - o arricchimento poli(A) - ridurrà lo sfondo causato dall'RNA ribosomiale pesantemente modificato, ma rimuove oltre il 90% dell'RNA totale. Anche il DNA deve essere completamente rimosso in quanto ricco di citosi metilate a 5 metilati. Un altro inconveniente è la minore risoluzione della posizione esatta della metilazione. La sonicazione dell'RNA prima dell'incubazione con l'anticorpo aiuta in questa direzione restringendo la regione contenente la modifica a 100-200 nucleotidi. Quando il MeRIP è combinato con il sequenziamento profondo, la risoluzione della previsione del sito m5C aumenta man mano che le letture di sequenziamento formano una distribuzione gaussiana attorno al potenziale sito di metilazione. Inoltre, la specificità dell'anticorpo deve essere confermata prima del test (ad esempio, con test di macchie di RNA dot, eseguite con oligidi sintetizzati con nucleotidi modificati), tuttavia, in che misura un anticorpo può effettivamente distinguere tra modifiche strettamente correlate (ad esempio, m6A e m6Am) è un punto di discussione nelcampo 48,49. Inoltre, gli RNA altamente strutturati potrebbero interferire con l'interazione anticorpo-antigene, un'altra restrizione che viene principalmente affrontata con la frammentazione e la denaturazione dell'RNA prima della PI. Al contrario, il sequenziamento della bisulfite che è anche influenzato da strutture secondarie, non include una fase di frammentazione e questo potrebbe essere uno dei motivi che causa discrepanza tra i siti m5C e gli mRNA previsti dal sequenziamento bisolfito16 e MeRIP-seq11,17. Anche altre modifiche della citosina (ad esempio, hm5C) sono resistenti alla deaminazione mediata dalla bisolfito35.
Le modifiche di MeRIP-seq includono un passaggio di reticolo, sia con l'introduzione di un ribonucleoside fotoattivibile (foto-crosslinking-assisted m6A-seq, PA-m6A-seq 50) o utilizzando la luce UV per creare collegamenti incrociati anticorpo-RNA dopo l'IP (miCLIP49, metodo diverso rispetto al miCLIP descritto nell'introduzione30, ma anche con risoluzione del nucleotide individuale). In futuro, e poiché le conoscenze sulla metilazione dell'RNA si stanno accumulando, potrebbero essere preferibili approcci più mirati, basati sugli enzimi di modifica e/o sulle sequenze di consenso in cui appare la metilazione. L'identificazione delle proteine del lettore è essenziale per la comprensione della funzione molecolare e di segnalazione delle modifiche post-trascrizionale. La tecnologia di sequenziamento dei nanopore consente già l'identificazione diretta di nucleotidi modificati senza trattamento preventivo dell'RNA17, ma c'è ancora spazio per miglioramenti in questo campo per quanto riguarda la profondità della sequenza e l'analisi bioinformatica. Nel complesso, MeRIP-seq è attualmente un approccio consolidato, affidabile e imparziale per identificare le trascrizioni di RNA metilato.

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/61231">Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis</a>. The author list was updated.
The author list was updated from:
Eleftheria Saplaoura1, Valentina Perrera2, Friedrich Kragler1 
1Max Planck Institute of Molecular Plant Physiology 
2Department of Molecular Medicine, Medical School, University of Padua
to:
Eleftheria Saplaoura1, Valentina Perrera2, Vincent Colot3, Friedrich Kragler1 
1Max Planck Institute of Molecular Plant Physiology 
2Department of Molecular Medicine, Medical School, University of Padua 
3Biologie de l&#39;Ecole Normale Sup&#233;rieure (IBENS),&#160;Paris, France

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/61231">Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis</a>. The author list was updated.

Erratum: Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis

In tutti e tre i regni della vita, le specie di RNA subiscono modifiche post-trascrizionali e la ricerca su queste modifiche biochimiche funzionalmente rilevanti è chiamata "epitranscriptomica". L'epitranscriptomica è un campo in crescita e sono in fase di sviluppo vari metodi per studiare e mappare le modifiche sulle molecole di RNA (esaminate in1,2). Sono state trovate più di un centinaio di modifiche all'RNA, rilevate in rRNA, tRNA, altri ncRNA, nonché mRNA3,4. Sebbene la presenza e la funzione di modifiche post-trascrittivi chimicamente diverse in tRNA e rRNA siano ampiamentestudiate 5,6,7,8, solo di recente sono state caratterizzate modifiche all'mRNA. Nelle piante, molte modifiche dell'mRNA sono state identificate fino ad oggi, tra cui m7G alla struttura delcappuccio 9,m1A10, hm5C11,12e uridylation13. Tuttavia, solo m6A10,14,15, m5C11,16,17e pseudouridina18 sono stati mappati a livello di trascrizione in Arabidopsis. Le modifiche alla base dell'mRNA post-trascrizionale sono coinvolte in diversi processidi sviluppo 19,20.
Uno degli approcci più comunemente usati nell'epitranscriptomica è l'immunoprecipitazione dell'RNA metilata accoppiata al sequenziamento profondo (MeRIP-seq). MeRIP-seq è stato sviluppato nel 2012 per studiare m6A nelle cellule dimammifero 21,22. Richiede l'uso di un anticorpo per la modifica desiderata e mira ad arricchire per i frammenti di RNA che trasportano i nucleotidi modificati. Di solito è seguito da un sequenziamento profondo per identificare e mappare i frammenti arricchiti o la PCR quantitativa per verificare specifici obiettivi di RNA. L'accuratezza del MeRIP si basa sulla specificità dell'anticorpo per riconoscere il nucleotide modificato rispetto a modifiche simili (ad esempio, m5C e hm5C11,23). Oltre a m6A, MeRIP-seq è stato applicato anche allo studio m1A e m5C metilazione RNA in diversiorganismi 11,17,23,24,25.
La metilazione della citosina alla quinta posizione di carbonio (m5C) è la modificazione del DNA più diffusa26,27 e una delle modifiche più comuni dell'RNAtroppo 3,4. Mentre m5C è stato rilevato in mRNA eucarioti nel 197528, solo di recente hanno studi focalizzati sulla mappatura della modifica a livello di trascrizione, in RNA di codifica e non codifica11,16,17,23,29,30,31,32,33,34.
I metodi alternativi utilizzati nellaricerca sull'RNAm 5 C includono la conversione chimica delle citosina non metilate in uracili (sequenziamento della bisolfito) e test di immunoprecipitazione basati su un legame irreversibile di una citosina RNA nota metiltransferasi ai suoi bersagli di RNA (miCLIP, aza-IP). In breve, il sequenziamento della bisulfite sfrutta la caratteristica della citosina 5 metilata per essere resistente al trattamento con bisolfito di sodio che deamina citosina non modificata all'uracile. Il metodo è stato sviluppato per la prima volta per il DNA ma adattato anche per l'RNA e molti studi hanno scelto questo approccio per rilevare siti m5C in RNA16,23,29,32,34,35. Sia miCLIP che aza-IP richiedono una precedente conoscenza dell'RNA citosina metiltransferasi e l'uso del rispettivo anticorpo. Nel caso di miCLIP (metilazione crosslinking a risoluzione individuale nucleotidica e immunoprecipitazione), la metiltransferasi porta una singola mutazione amminoacidica in modo che si lega al substrato di RNA ma non può essererilasciata 30. Nell'immunoprecipitazione dell'RNA mediata da aza-IP (immunoprecipitazione dell'RNA mediata da 5-azacidina), il legame irreversibile si forma tra il nucleoside 5-azaC e l'RNA citosina metiltransferasi quando esogenamente fornito 5-azaC è incorporato da RNA polimerasi in una molecola di RNA bersaglio31.
Il vantaggio principale di questi tre metodi è che consentono la mappatura della risoluzione del singolo nucleotide di m5C. Inoltre, miCLIP e aza-IP forniscono informazioni sugli obiettivi specifici di un RNA citosina metiltransferasi selezionato, decifrando più in profondità il meccanismo e il ruolo delle modifiche dell'RNA post-trascrizionale. Tuttavia, l'approccio MeRIP-seq può identificare le regioni m5C a livello di trascrittome senza alcuna conoscenza precedente richiesta ed evita condizioni chimiche e di temperatura difficili, come il trattamento con bisolfito o l'incubazione con 5-azaC. Sia il sequenziamento del MeRIP che quello della bisolfito possono essere inibiti dalle strutture secondariedell'RNA 36. La fase di frammentazione inclusa nel saggio MeRIP prima dell'immunoprecipitazione mira a facilitare il legame anticorpale e ad aumentare la risoluzione dell'identificazione m5C.
Un altro metodo degno di nota è la spettrometria di massa (MS) dei nucleosidi dell'RNA. La SM può rilevare e distinguere qualsiasi tipo di modifica sia sul DNA che sull'RNA. In breve, l'RNA viene estratto e la DNasi digerita, quindi dissaledata e digerita in singoli nucleosidi. I nucleosidi dell'RNA sono analizzati da uno spettrometro di massa. Questo metodo può essere utilizzato per quantificare i livelli di ogni modifica e non si basa su un anticorpo o una conversione chimica. Tuttavia, uno dei principali svantaggi è che fornisce informazioni in blocco sulla presenza di modifiche all'RNA. Per mappare le modifiche, la SM deve essere combinata con la digestione della RNasi e le informazioni di sequenziamento su molecole di RNA specifiche, come nel caso del tRNAumano Leu(CAA)37.
Qui descriviamo e discutiamo il saggio MeRIP utilizzato per studiare lametilazione dell'RNAm 5 C in Arabidopsis17.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>&#945;&#8208;m5C antibody</td>
			<td>ZymoResearch</td>
			<td>A3001 (discontinued), A3002 available</td>
			<td>Clone 10G4 (discontinued), 7D21 available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chip and reagents for capillary electrophoresis</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>5067-1511</td>
			<td>RNA 6000 Nano kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dnase</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>AM1907</td>
			<td>TURBO DNA-free kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Co-precipitant of nucleic acids</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>AM9515</td>
			<td>Glycoblue, 15 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>In vitro transcription kit</td>
			<td>Promega</td>
			<td>P1300</td>
			<td>T7 RiboMAX Large Scale RNA Production System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-binding reaction tubes</td>
			<td>Kisker Biotech</td>
			<td>G017</td>
			<td>1.7 ml microcentrifuge tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protein G magnetic beads</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10003D</td>
			<td>Dynabeads Protein G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Proteinase K</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>AM2546</td>
			<td>20mg/mL stock solution, RNA grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNase inhibitor</td>
			<td>Promega</td>
			<td>N2615</td>
			<td>RNasin Plus 40 U/&#956;l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rRNA removal kit</td>
			<td>Epicentre</td>
			<td>RZPL11016</td>
			<td>Ribo-Zero rRNA removal kit (Plant leaf)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonication tubes</td>
			<td>Covaris</td>
			<td>520045</td>
			<td>microtube AFA Fiber Pre-Slit Snap-Cap 6x16mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RNA extraction reagent</td>
			<td>Ambion</td>
			<td>15596018</td>
			<td>TRIzol reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary electrophoresis machine</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>G2939BA</td>
			<td>2100 Bioanalyzer System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic rack</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12321D</td>
			<td>DynaMag-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microentrifuge</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>discontinued</td>
			<td>5417R model</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotator</td>
			<td>Benchmark</td>
			<td>R4040</td>
			<td>RotoBot Mini</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonicator</td>
			<td>Covaris</td>
			<td>500217</td>
			<td>S220 Focused-ultrasonicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrophotometer</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>ND-ONEC-W</td>
			<td>NanoDrop OneC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waterbath</td>
			<td>GFL</td>
			<td>1012</td>
			<td>1012 Incubation bath</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methylated rna immunoprecipitation assay to study m5c modification in arabidopsis

Le modifiche di base secondarie sull'RNA, come m5C, influenzano la struttura e la funzione delle molecole di RNA modificate. L'immunoprecipitazione e sequenziamento dell'RNA metilato (MeRIP-seq) è un metodo che mira ad arricchire l'RNA metilato e infine identificare trascrizioni modificate. In breve, l'RNA sonicato viene incubato con un anticorpo per citosina 5 metilate e precipitato con l'aiuto di perline proteiche G. I frammenti arricchiti vengono quindi sequenziati e i potenziali siti di metilazione vengono mappati in base alla distribuzione delle letture e al rilevamento dei picchi. MeRIP può essere applicato a qualsiasi organismo, in quanto non richiede alcuna sequenza precedente o modifica della conoscenza enzimatica. Inoltre, oltre alla frammentazione, l'RNA non è sottoposto ad alcun altro trattamento chimico o di temperatura. Tuttavia, MeRIP-seq non fornisce una previsione mono nucleotidica del sito di metilazione come fanno altri metodi, anche se l'area metilata può essere ristretta ad alcuni nucleotidi. L'uso di diversi anticorpi specifici della modifica consente di regolare merip per le diverse modifiche di base presenti sull'RNA, espandendo le possibili applicazioni di questo metodo.

Uno schema del metodo è fornito nella figura 1. I primi passaggi critici del protocollo sono ottenere RNA di buona qualità (RIN ≥ 7) e sonicarlo a circa 100 nt frammenti. L'efficienza di entrambe le fasi viene esaminata da una macchina per elettroforesi capillare a base di chip. Nella figura 2Aviene mostrata una corsa rappresentativa di un buon campione di RNA. Il campione viene diluito 1:10 prima del caricamento sul chip per avere una concentrazione che si trova nell'intervallo di rilevamento del kit utilizzato (5-500 ng/μL). Lo stesso campione viene eseguito anche dopo la sonicazione ed è mostrato nella figura 2B. Si noti la presenza di un picco uniforme spostato a sinistra del diagramma, con una dimensione di circa 100 nucleotidi. La concentrazione inferiore è causata sia dalla perdita di RNA durante la frammentazione, ma anche dall'aumento del volume dei campioni (60-100 μL, fase 1.7.1).
La qualità degli esempi IP e Mock può essere valutata da qRT-PCR. A tal fine, gli TIC a spillo fungono da controlli positivi e negativi: l'IVT metilato, dove in tutte le posizioni di citosina c'è m5C, dovrebbe essere altamente arricchito nel campione IP; al contrario, l'IVT non metilato non dovrebbe avere una differenza tra IP e Mock. I primer utilizzati nel saggio qRT-PCR per i due VTT di controllo(EGFP e Renilla luciferase) sono elencati nella tabella 1. Infatti, come mostrato nella figura 3, circa l'80% dell'IVT metilato è stato recuperato nel campione IP e solo circa il 2% nel Mock. Per il controllo non metilato, il recupero è stato inferiore all'1% sia nei campioni IP che Mock. Ciò verifica l'efficienza del MeRIP che i frammenti di RNA metilati sono stati precipitati e arricchiti, ed è un buon indicatore che i campioni possono essere utilizzati per l'analisi a valle. Inoltre, l'arricchimento delle pieghe dell'IVT non metilato (rapporto IP-Mock) può essere applicato come soglia per stimare la significatività dell'arricchimento nei test qRT-PCR.
Dopo aver allineato le letture al genoma (Figura 4), gli algoritmi di chiamata di picco descritti nei passaggi 3.4.1 e 3.4.2 vengono applicati per identificare le finestre statisticamente significative, arricchite nei campioni IP rispetto all'Input. Le sequenze che corrispondono a queste finestre possono essere utilizzate ulteriormente, ad esempio per cercare motivi conservati correlati alla metilazione11,17.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61231/61231fig01.jpg"> Figura 1: Rappresentazione schematica del protocollo MeRIP-seq. I campioni di RNA vengono incubati con un anticorpo per citosina 5 metilati e i complessi vengono abbattuti con perline magnetiche G proteiche che catturano gli anticorpi insieme all'RNA legato. I campioni di RNA eluitati vengono analizzati mediante sequenziamento profondo e qRT-PCR. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61231/61231fig01large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61231/61231fig02.jpg"> Figura 2: Risultati rappresentativi dell'analisi della qualità dei campioni di RNA. (A) Profilo rappresentativo di un campione totale qualificato di impianto di RNA. (B) Profilo rappresentativo di un campione di RNA dopo sonicazione a 100 nt frammenti. File di output dal software di elettroforesi capillare. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61231/61231fig02large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61231/61231fig03.jpg"> Figura 3: analisi qRT-PCR degli IVT di controllo. Le trascrizioni in vitro metilate e non metilate sono state utilizzate rispettivamente come controlli positivi e negativi del saggio MeRIP. Dopo l'immunoprecipitazione, l'IVT metilato è altamente arricchito nel campione IP (verde) ma non nel campione Mock (senza anticorpo anti-m5C; viola). L'IVT non metilato non ha mostrato alcun arricchimento e nessuna differenza tra IP e Mock. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61231/61231fig03large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61231/61231fig04.jpg"> Figura 4: Leggere l'allineamento prima e dopo merip intorno a una trascrizione rappresentativa. Letture allineate a una trascrizione specifica nell'esempio input (riga superiore) e in due repliche IP (riga centrale e inferiore). La scatola nera mostra una finestra lunga 50 nt arricchita identificata basata su analisi di picco MACS243 e MeRIP-seq22. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61231/61231fig04large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>bersaglio</td>
			<td colspan="2">Coppia primer</td>
			<td colspan="2">Sequenza del prodotto</td>
			<td>Lunghezza del prodotto</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">EGFP</td>
			<td colspan="2">Per: 5'- GGCAACTACAAGACCCGCGCC -3'</td>
			<td colspan="2" rowspan="2">GGCAACTACAAGACCCGCGCCGAG GTGAAGTTCGAGGGCGACACCCTG GTGAACCGCATCGAGCTGAAGGGC</td>
			<td rowspan="2">72 pb</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">Rev: 5'- GCCCTTCAGCTCGATGCGGTT -3'</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Renilla luciferasi</td>
			<td colspan="2">Per: 5'- GGAGAATAACTTCTTCGTGGAAAC -3'</td>
			<td colspan="2" rowspan="2">GGAGAATAACTTCTTCGTGGAAACC ATGTTGCCATCAAAATCATGAGAA AGTTAGAACCAGAAGAATTTGCAGC</td>
			<td rowspan="2">75 pb</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">Rev: 5'- GCTGCAAATTCTTCTGGTTCTAA -3'</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1: Informazioni sui primer e sui prodotti generati per l'analisi qRT-PCR.
Ricette tampone. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61231/Buffer%20Recipes%20MeRIP.xlsx" target="_blank">Clicca qui per scaricare questo file.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis at JoVE.com

Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis

Il saggio di immunoprecipitazione dell'RNA metilato è un metodo a base di anticorpi utilizzato per arricchire i frammenti di RNA metilati. Accoppiato con il sequenziamento profondo, porta all'identificazione di trascrizioni che trasportano la modifica m5C.

Test di immunoprecipitazione dell'RNA metilato per studiare m5C Modifica in Arabidopsis

Secondary base modifications on RNA, such as m5C, affect the structure and function of the modified RNA molecules. Methylated RNA Immunoprecipitation and ...

methylated-rna-immunoprecipitation-assay-to-study-m5c-modification

Research

JoVE Journal

Genetics

Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis

6.5K Views.  Max Planck Institute of Molecular Plant Physiology. Il saggio di immunoprecipitazione dell'RNA metilato è un metodo a base di anticorpi utilizzato per arricchire i frammenti di RNA metilati. Accoppiato con il sequenziamento profondo, porta all'identificazione di trascrizioni che trasportano la modifica m5C.

Video: Methylated RNA Immunoprecipitation Assay to Study m5C Modification in Arabidopsis

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the replacement of the entire gene with a selectable marker via homologous recombination. During homologous recombination, exchange of DNA takes place between sequences with high similarity. Therefore, linear genomic sequences flanking a target gene can be used to specifically direct a selectable marker to the desired integration site. Blunt ends of the deletion construct activate the cell&#39;s DNA repair systems and thereby promote integration of the construct either via homologous recombination or by non-homologous-end-joining. In organisms with efficient homologous recombination, the rate of successful gene deletion can reach more than 50% making this strategy a valuable gene disruption system. The smut fungus Ustilago maydis is a eukaryotic model microorganism showing such efficient homologous recombination. Out of its about 6,900 genes, many have been functionally characterized with the help of deletion mutants, and repeated failure of gene replacement attempts points at essential function of the gene. Subsequent characterization of the gene function by tagging with fluorescent markers or mutations of predicted domains also relies on DNA exchange via homologous recombination. Here, we present the U. maydis strain generation strategy in detail using the simplest example, the gene deletion.

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

We describe a robust gene replacement strategy to genetically manipulate the smut fungus Ustilago maydis. This protocol explains how to generate deletion mutants to investigate infection phenotypes. It can be extended to modify genes in any desired way, e.g., by adding a sequence encoding a fluorescent protein tag.

La manipolazione genetica del patogeno per le piante<em&gt; Ustilago maydis</em&gt; Per studiare Fungal Biology and Plant Microbo Interazioni

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the ...

Ricerca

Genetica

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative without tools to study gene function. The development and sharing of detailed protocols for the establishment of new model systems in laboratories, and for tools to carry out functional studies, is thus crucial for leveraging the power of genomics. Coleoptera (beetles) are the largest clade of insects and occupy virtually all types of habitats on the planet. In addition to providing ideal models for fundamental research, studies of beetles can have impacts on pest control as they are often pests of households, agriculture, and food industries. Detailed protocols for rearing and maintenance of D. maculatus laboratory colonies and for carrying out dsRNA-mediated interference in D. maculatus are presented. Both embryonic and parental RNAi procedures-including apparatus set up, preparation, injection, and post-injection recovery-are described. Methods are also presented for analyzing embryonic phenotypes, including viability, patterning defects in hatched larvae, and cuticle preparations for unhatched larvae. These assays, together with in situ hybridization and immunostaining for molecular markers, make D. maculatus an accessible model system for basic and applied research. They further provide useful information for establishing procedures in other emerging insect model systems.

Rearing and Double-stranded RNA-mediated Gene Knockdown in the Hide Beetle, Dermestes maculatus

Here, we present protocols for rearing an intermediate-germ beetle, Dermestes maculatus (D. maculatus) in the lab. We also share protocols for embryonic and parental RNAi and methods for analyzing embryonic phenotypes to study gene function in this species.

Allevamento e RNA a doppio filamento mediata silenziamento genico nel Hide Beetle,<em&gt; Dermestes maculatus</em

Advances in genomics have raised the possibility of probing biodiversity at an unprecedented scale. However, sequence alone will not be informative ...

Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) in Mouse T-cell Lines

Signaling pathways regulate gene expression programs via the modulation of the chromatin structure at different levels, such as by post-translational modifications (PTMs) of histone tails, the exchange of canonical histones with histone variants, and nucleosome eviction. Such regulation requires the binding of signal-sensitive transcription factors (TFs) that recruit chromatin-modifying enzymes at regulatory elements defined as enhancers. Understanding how signaling cascades regulate enhancer activity requires a comprehensive analysis of the binding of TFs, chromatin modifying enzymes, and the occupancy of specific histone marks and histone variants. Chromatin immunoprecipitation (ChIP) assays utilize highly specific antibodies to immunoprecipitate specific protein/DNA complexes. The subsequent analysis of the purified DNA allows for the identification the region occupied by the protein recognized by the antibody. This work describes a protocol to efficiently perform ChIP of histone proteins in a mature mouse T-cell line. The presented protocol allows for the performance of ChIP assays in a reasonable timeframe and with high reproducibility.

Chromatin Immunoprecipitation ChIP in Mouse T-cell Lines

This work describes a protocol for chromatin immunoprecipitation (ChIP) using a mature mouse T-cell line. This protocol is suitable to investigate the distribution of specific histone marks at specific promoter sites or genome-wide.

Immunoprecipitazione cromatinica (ChIP) nelle linee di cellule T delle cellule

Signaling pathways regulate gene expression programs via the modulation of the chromatin structure at different levels, such as by post-translational ...

Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) Protocol for Low-abundance Embryonic Samples

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a widely-used technique for mapping the localization of post-translationally modified histones, histone variants, transcription factors, or chromatin-modifying enzymes at a given locus or on a genome-wide scale. The combination of ChIP assays with next-generation sequencing (i.e., ChIP-Seq) is a powerful approach to globally uncover gene regulatory networks and to improve the functional annotation of genomes, especially of non-coding regulatory sequences. ChIP protocols normally require large amounts of cellular material, thus precluding the applicability of this method to investigating rare cell types or small tissue biopsies. In order to make the ChIP assay compatible with the amount of biological material that can typically be obtained in vivo during early vertebrate embryogenesis, we describe here a simplified ChIP protocol in which the number of steps required to complete the assay were reduced to minimize sample loss. This ChIP protocol has been successfully used to investigate different histone modifications in various embryonic chicken and adult mouse tissues using low to medium cell numbers (5 x 104 - 5 x 105 cells). Importantly, this protocol is compatible with ChIP-seq technology using standard library preparation methods, thus providing global epigenomic maps in highly relevant embryonic tissues.

Chromatin Immunoprecipitation ChIP Protocol for Low-abundance Embryonic Samples

Here, we describe a chromatin immunoprecipitation (ChIP) and ChIP-seq library preparation protocol to generate global epigenomic profiles from low-abundance chicken embryonic samples.

Protocollo di immunoprecipitazione (ChIP) della cromatina per campioni embrionali bassa-abbondanza

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a widely-used technique for mapping the localization of post-translationally modified histones, histone variants, ...

Investigation of RNA Synthesis Using 5-Bromouridine Labelling and Immunoprecipitation

When steady state RNA levels are compared between two conditions, it is not possible to distinguish whether changes are caused by alterations in production or degradation of RNA. This protocol describes a method for measurement of RNA production, using 5-Bromouridine labelling of RNA followed by immunoprecipitation, which enables investigation of RNA synthesized within a short timeframe (e.g., 1 h). The advantage of 5-Bromouridine-labelling and immunoprecipitation over the use of toxic transcriptional inhibitors, such as &#945;-amanitin and actinomycin D, is that there are no or very low effects on cell viability during short-term use. However, because 5-Bromouridine-immunoprecipitation only captures RNA produced within the short labelling time, slowly produced as well as rapidly degraded RNA can be difficult to measure by this method. The 5-Bromouridine-labelled RNA captured by 5-Bromouridine-immunoprecipitation can be analyzed by reverse transcription, quantitative polymerase chain reaction, and next generation sequencing. All types of RNA can be investigated, and the method is not limited to measuring mRNA as is presented in this example.

This method can be used to measure RNA synthesis. 5-Bromouridine is added to cells and incorporated into synthesized RNA. RNA synthesis is measured by RNA extraction immediately after labelling, followed by 5-Bromouridine-targeted immunoprecipitation of labelled RNA and analysis by reverse transcription and quantitative polymerase chain reaction.

Indagine della sintesi di RNA usando 5-Bromouridine di etichettatura e di immunoprecipitazione

When steady state RNA levels are compared between two conditions, it is not possible to distinguish whether changes are caused by alterations in ...

RNA Pull-down Procedure to Identify RNA Targets of a Long Non-coding RNA

Long non-coding RNA (lncRNA), which are sequences of more than 200 nucleotides without a defined reading frame, belong to the regulatory non-coding RNA&#39;s family. Although their biological functions remain largely unknown, the number of these lncRNAs has steadily increased and it is now estimated that humans may have more than 10,000 such transcripts. Some of these are known to be involved in important regulatory pathways of gene expression which take place at the transcriptional level, but also at different steps of RNA co- and post-transcriptional maturation. In the latter cases, RNAs that are targeted by the lncRNA have to be identified. That&#39;s the reason why it is useful to develop a method enabling the identification of RNAs associated directly or indirectly with a lncRNA of interest.
This protocol, which was inspired by previously published protocols allowing the isolation of a lncRNA together with its associated chromatin sequences, was adapted to permit the isolation of associated RNAs. We determined that two steps are critical for the efficiency of this protocol. The first is the design of specific anti-sense DNA oligonucleotide probes able to hybridize to the lncRNA of interest. To this end, the lncRNA secondary structure was predicted by bioinformatics and anti-sense oligonucleotide probes were designed with a strong affinity for regions that display a low probability of internal base pairing. The second crucial step of the procedure relies on the fixative conditions of the tissue or cultured cells that have to preserve the network between all molecular partners. Coupled with high throughput RNA sequencing, this RNA pull-down protocol can provide the whole RNA interactome of a lncRNA of interest.

This RNA pull-down method allows identifying the RNA targets of a long non-coding RNA (lncRNA). Based on the hybridization of home-made, designed anti-sense DNA oligonucleotide probes specific to this lncRNA in an appropriately fixed tissue or cell line, it efficiently allows the capture of all RNA targets of the lncRNA.

Procedura di RNA Pull-down per identificare gli obiettivi di RNA di un RNA lunghi Non codificanti

Long non-coding RNA (lncRNA), which are sequences of more than 200 nucleotides without a defined reading frame, belong to the regulatory non-coding ...

Quantitative Analysis of Alternative Pre-mRNA Splicing in Mouse Brain Sections Using RNA In Situ Hybridization Assay

Alternative splicing (AS) occurs in more than 90% of human genes. The expression pattern of an alternatively spliced exon is often regulated in a cell type-specific fashion. AS expression patterns are typically analyzed by RT-PCR and RNA-seq using RNA samples isolated from a population of cells. In situ examination of AS expression patterns for a particular biological structure can be carried out by RNA in situ hybridization (ISH) using exon-specific probes. However, this particular use of ISH has been limited because alternative exons are generally too short to design exon-specific probes. In this report, the use of BaseScope, a recently developed technology that employs short antisense oligonucleotides in RNA ISH, is described to analyze AS expression patterns in mouse brain sections. Exon 23a of neurofibromatosis type 1 (Nf1) is used as an example to illustrate that short exon-exon junction probes exhibit robust hybridization signals with high specificity in RNA ISH analysis on mouse brain sections. More importantly, signals detected with exon inclusion- and skipping-specific probes can be used to reliably calculate the percent spliced in values of Nf1 exon 23a expression in different anatomical areas of a mouse brain. The experimental protocol and calculation method for AS analysis are presented. The results indicate that BaseScope provides a powerful new tool to assess AS expression patterns in situ.

Quantitative Analysis of Alternative Pre-mRNA Splicing in Mouse Brain Sections Using RNA In Situ Hybridization Assay

An in situ hybridization (ISH) protocol that uses short antisense oligonucleotides to detect alternative pre-mRNA splicing patterns in mouse brain sections is described.

Analisi quantitativa di impionbatura alternativo Pre-mRNA nelle sezioni del cervello del Mouse usando analisi di RNA In Situ di ibridazione

Alternative splicing (AS) occurs in more than 90% of human genes. The expression pattern of an alternatively spliced exon is often regulated in a cell ...

Characterizing Histone Post-translational Modification Alterations in Yeast Neurodegenerative Proteinopathy Models

Neurodegenerative diseases, such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and Parkinson&#39;s disease (PD), cause the loss of hundreds of thousands of lives each year. Effective treatment options able to halt disease progression are lacking. Despite the extensive sequencing efforts in large patient populations, the majority of ALS and PD cases remain unexplained by genetic mutations alone. Epigenetics mechanisms, such as the post-translational modification of histone proteins, may be involved in neurodegenerative disease etiology and progression and lead to new targets for pharmaceutical intervention. Mammalian in vivo and in vitro models of ALS and PD are costly and often require prolonged and laborious experimental protocols. Here, we outline a practical, fast, and cost-effective approach to determining genome-wide alterations in histone modification levels using Saccharomyces cerevisiae as a model system. This protocol allows for comprehensive investigations into epigenetic changes connected to neurodegenerative proteinopathies that corroborate previous findings in different model systems while significantly expanding our knowledge of the neurodegenerative disease epigenome.

This protocol outlines experimental procedures to characterize genome-wide changes in the levels of histone post-translational modifications (PTM) occurring in connection with the overexpression of proteins associated with ALS and Parkinson&#39;s disease in Saccharomyces cerevisiae models. After SDS-PAGE separation, individual histone PTM levels are detected with modification-specific antibodies via Western blotting.

Alterazioni di modificazione post-traduzionale istone caratterizzante nel lievito Neurodegenerative Proteinopathy modelli

Neurodegenerative diseases, such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) and Parkinson&#39;s disease (PD), cause the loss of hundreds of thousands of lives ...

Chromatin Immunoprecipitation Assay Using Micrococcal Nucleases in Mammalian Cells

To express cellular phenotypes in organisms, living cells execute gene expression accordingly, and transcriptional programs play a central role in gene expression. The cellular transcriptional machinery and its chromatin modification proteins coordinate to regulate transcription. To analyze transcriptional regulation at the molecular level, several experimental methods such as electrophoretic mobility shift, transient reporter and chromatin immunoprecipitation (ChIP) assays are available. We describe a modified ChIP assay in detail in this article because of its advantages in directly showing histone modifications and the interactions between proteins and DNA in cells. One of the key steps in a successful ChIP assay is chromatin shearing. Although sonication is commonly used for shearing chromatin, it is difficult to identify reproducible conditions. Instead of shearing chromatin by sonication, we utilized enzymatic digestion with micrococcal nuclease (MNase) to obtain more reproducible results. In this article, we provide a straightforward ChIP assay protocol using MNase.

Chromatin immunoprecipitation (ChIP) is a powerful tool for understanding the molecular mechanisms of gene regulation. However, the method involves difficulties in obtaining reproducible chromatin fragmentation by mechanical shearing. Here, we provide an improved protocol for a ChIP assay using enzymatic digestion.

Cromatina Immunoprecipitazioni Analisi Utilizzando Nucleasi Micrococal nelle cellule di Mammaliana

To express cellular phenotypes in organisms, living cells execute gene expression accordingly, and transcriptional programs play a central role in gene ...

An Assay for Quantifying Protein-RNA Binding in Bacteria

In the initiation step of protein translation, the ribosome binds to the initiation region of the mRNA. Translation initiation can be blocked by binding of an RNA binding protein (RBP) to the initiation region of the mRNA, which interferes with ribosome binding. In the presented method, we utilize this blocking phenomenon to quantify the binding affinity of RBPs to their cognate and non-cognate binding sites. To do this, we insert a test binding site in the initiation region of a reporter mRNA and induce the expression of the test RBP. In the case of RBP-RNA binding, we observed a sigmoidal repression of the reporter expression as a function of RBP concentration. In the case of no-affinity or very low affinity between binding site and RBP, no significant repression was observed. The method is carried out in live bacterial cells, and does not require expensive or sophisticated machinery. It is useful for quantifying and comparing between the binding affinities of different RBPs that are functional in bacteria to a set of designed binding sites. This method may be inappropriate for binding sites with high structural complexity. This is due to the possibility of repression of ribosomal initiation by complex mRNA structure in the absence of RBP, which would result in lower basal reporter gene expression, and thus less-observable reporter repression upon RBP binding.

In this method, we quantify the binding affinity of RNA binding proteins (RBPs) to cognate and non-cognate binding sites using a simple, live, reporter assay in bacterial cells. The assay is based on repression of a reporter gene.

Un saggio per quantificare il legame proteino-RNA nei batteri

In the initiation step of protein translation, the ribosome binds to the initiation region of the mRNA. Translation initiation can be blocked by binding ...

Test di immunoprecipitazione dell'RNA metilato per studiare m⁵C Modifica in Arabidopsis

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video

La manipolazione genetica del patogeno per le piante

Allevamento e RNA a doppio filamento mediata silenziamento genico nel Hide Beetle,