Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (32272530), dal progetto New Twenty Policies for University in Jinan (2021GXRC040), dai principali progetti di innovazione scientifica e tecnologica nella provincia di Shandong (2021TZXD002) e dal progetto di integrazione scientifica e didattica della Qilu University of Technology (2022PYI009, 2022PY016, 2022PT105).

D. antiqua sono ottenuti dal campo di Fanzhen, Taian.
1. Preparazione di diete sterili
<ol><li>Staccare gli strati esterni dello scalogno e scartare le foglie verdi. Conservare la parte bianca dello scalogno (Figura 1A) e lavarli con acqua sterile, ripetendo il processo di risciacquo tre volte. Tagliare la parte bianca dello scalogno a pezzetti di 1-2 cm con le forbici (vedi Tabella dei materiali) sterilizzati con una soluzione di EtOH al 75 % (menzionata al punto 2.5) per un uso successivo.</li>
	<li>Pesare 50 g di scalogno tagliato a dadini e metterli in un robot da cucina (vedi Tabella dei materiali). Aggiungere 50 ml di acqua sterilizzata e macinarli cinque volte per 2 minuti ciascuno. Tutti gli scalogni tagliati a dadini devono essere macinati fino a ottenere una consistenza pastosa (Figura 2A).</li>
	<li>Utilizzare una pinzetta per trasferire 10 larve di D. antiqua in una provetta da centrifuga da 10 mL contenente 10 ml di PBS 1x e macinarle con un pestello di macinazione usa e getta (vedere la tabella dei materiali) per circa 5 minuti per ottenere un liquido di macinazione larvale.</li>
	<li>Versare il liquido pastoso di scalogno e il liquido di macinazione delle larve in un matraccio conico pulito da 500 ml (vedi Tabella dei materiali). Avvolgere l'imboccatura conica del matraccio con due strati di pellicola sigillante trasparente, quindi porre il pallone in un incubatore ad agitazione (cfr. tabella dei materiali) per la fermentazione a 25 °C e 180 giri/min per 12 ore (figura 2B).</li>
	<li>Ritagliare sette strati di garza quadrata con lati di 10 cm (non c'è bisogno di sterilità) con le forbici e impilarli insieme per formare un semplice dispositivo filtrante. Versare lentamente il liquido di scalogno fermentato sulla garza e spremere il liquido filtrato in un nuovo pallone conico da 500 ml. Avvolgere i residui di scalogno rimanenti sulla garza in un foglio di stagnola per un uso successivo.</li>
	<li>Filtrare il filtrato ottenuto nella fase precedente utilizzando una pompa a vuoto (vedi Tabella dei materiali) e un imbuto Buchner. Mettere la carta da filtro bagnata dall'acqua deionizzata sull'imbuto Buchner, quindi versare il filtrato ed eseguire la filtrazione per aspirazione per tre volte con carta da filtro diversa. Raccogliere il filtrato finale nel matraccio conico da 500 ml.</li>
	<li>Eseguire un'altra filtrazione utilizzando un flacone filtrante da 0,22 μM e una pompa per vuoto. Avvitare il coperchio del pallone del filtro di aspirazione in un banco ultra-pulito (vedi Tabella dei materiali) per un ulteriore utilizzo. A questo punto si ottengono il residuo di scalogno fermentato e il filtrato (Figura 2C). NOTA: Il liquido filtrato ottenuto da questo passaggio sarà sterile. (Il flacone filtrante da 0,22 μM è un sistema di filtrazione sterile sottovuoto per la sterilizzazione del filtrato).</li>
	<li>Ripetere i passaggi precedenti per ottenere il residuo di scalogno non fermentato e filtrato. Qui la differenza è che la fermentazione non è necessaria.</li>
	<li>Pesare 0,24 g di cloruro di colina e 0,56 g di acido L-ascorbico (vedere Tabella dei materiali) in una provetta da centrifuga da 10 ml. Aggiungere 3 mL di acqua deionizzata e agitare energicamente fino a completa dissoluzione. Nel banco ultra-clean, utilizzare una nuova siringa da 5 mL e collegare tre filtri per siringa da 0,22 μM (vedere la tabella dei materiali) per sterilizzare la soluzione e inserirla in una provetta da centrifuga sterile da 10 mL per un uso successivo. NOTA: Il cloruro di colina è un neurotrasmettitore essenziale per la crescita degli insetti, mentre l'acido L-ascorbico agisce come conservante.</li>
	<li>Pesare 2 g di agar in polvere e 6 g di TSB (vedi Tabella dei materiali) e versarli in un matraccio conico da 500 ml. Quindi aggiungere 100 ml di acqua deionizzata per preparare il terreno di coltura. Dopo aver sciacquato la bacchetta di vetro con acqua deionizzata, usala per mescolare il composto fino a quando non è ben amalgamato. Quindi, sigillare il pallone conico con due strati di pellicola sigillante trasparente.</li>
	<li>Avvolgere lo scalogno fermentato e lo scalogno non fermentato (menzionato nei passaggi 1.5 e 1.8) in un foglio di alluminio e sterilizzarli, insieme al terreno di coltura, in autoclave a 121 °C per 20 minuti.</li>
	<li>Nel banco ultra-pulito, versare il cloruro di colina sterilizzato, l'acido L-ascorbico e il filtrato sterile nel terreno di coltura mentre si agita delicatamente per mescolarli accuratamente. Infine, aggiungere lo scalogno fermentato e non fermentato e agitare energicamente a mano per ottenere le diete sterili. Versare le diete nelle provette da centrifuga da 50 mL (sterili; tappo di sfiato con membrana idrofobica in PVDF da 0,22 μM) (vedere la tabella dei materiali) ad angolo (Figura 2D). NOTA: Dopo la sterilizzazione, la temperatura del terreno di coltura deve essere mantenuta tra 65-80 °C per evitare un rapido raffreddamento e solidificazione durante l'aggiunta di scalogno o altri ingredienti. Inoltre, in ogni provetta, versare circa 10-15 ml di diete. Una volta che le diete si sono solidificate, conservare le provette in frigorifero a 4 °C, se non viene utilizzato immediatamente.</li>
</ol>2. Acquisizione di uova axeniche
<ol><li>Sistema di allevamento da laboratorio per D. antiqua
	<ol><li>Collocare una gabbia di allevamento in un'incubatrice illuminata a LED a 25 °C (24 ore a ciclo, il rapporto tra luce e buio è di 16:8) per allevare adulti maschi e femmine, consentendo loro di accoppiarsi e deporre le uova. Riempite d'acqua l'erogatore d'acqua (Figura 1B) e sigillatelo con un batuffolo di cotone inumidito per fornire acqua agli adulti.</li>
		<li>Posizionare quattro fondi per piastre di Petri da 35 mm x 12 mm in un coperchio per piastre di Petri da 94 mm x 16 mm. Bagnare un batuffolo di cotone con acqua ionizzata e poi posizionare un batuffolo di cotone umido su due dei fondi delle piastre di Petri e, sopra il batuffolo di cotone, aggiungere un cucchiaio di saccarosio.</li>
		<li>Riempire gli altri due fondi delle piastre di Petri con due cucchiai di saccarosio ed estratto di lievito (vedi Tabella dei materiali), che servono da cibo per gli insetti adulti (Figura 1C). NOTA: L'estratto di saccarosio e lievito menzionato nei passaggi 2.1.2 e 2.1.3 non deve essere sterilizzato.</li>
		<li>Mettere un fondo di una capsula di Petri di 94 mm x 16 mm contenente sabbia inumidita e un pezzo di spicchio d'aglio sbucciato senza radici (Figura 1D) all'interno della gabbia per mosche per raccogliere le uova. La femmina sarà attratta dall'odore dell'aglio e deporrà le uova intorno ad esso.</li>
	</ol></li>
	<li>Raccolta delle uova<ol><li>Estrarre dalla gabbia il dispositivo di ovideposizione, che è una capsula di Petri di 94 mm x 16 mm contenente sabbia e aglio menzionati sopra (passaggio 2.14). Versare la sabbia insieme all'aglio in un bicchiere da 500 ml e utilizzare l'acqua del rubinetto per sciacquare le uova rimanenti dall'aglio nel bicchiere. A questo punto, le uova galleggiano nell'acqua.</li>
		<li>Prendi un setaccio da 100 maglie (vedi Tabella dei materiali) e inumidiscilo con acqua di rubinetto. Quindi versare l'acqua contenente le uova galleggianti dal bicchiere sul setaccio. Le uova rimarranno sul setaccio.</li>
		<li>Dopo che le uova si sono asciugate naturalmente sul setaccio, usa un pennello per spazzare delicatamente le uova su una capsula di Petri.</li>
	</ol></li>
	<li>Il primo giorno, sciacquare il dispositivo di ovideposizione per raccogliere le uova senza disinfezione o sterilizzazione. Il secondo giorno alle quattro del pomeriggio, sciacquate di nuovo le uova e raccoglietele setacciandole con acqua pulita. NOTA: La raccolta delle uova il secondo giorno serve a garantire un tasso di crescita costante nelle fasi successive. Alle quattro del pomeriggio c'è il picco di deposizione delle uova per D. antiqua. Pertanto, è ideale raccogliere le uova in questo momento.</li>
	<li>Mettere gli ovuli raccolti su un setaccio cellulare sterile (vedi Tabella dei materiali) nel banco ultra-pulito (Figura 3A).</li>
	<li>Preparare la soluzione per la sterilizzazione degli ovuli<ol><li>Prelevare 5 mL di NaClO al 5,2% (vedere la tabella dei materiali) e trasferirli in un matraccio conico sterilizzato da 250 ml. Aggiungere 95 mL di acqua sterilizzata per ottenere un volume totale di 100 mL, ottenendo una soluzione di NaClO allo 0,26%.</li>
		<li>Per preparare una soluzione di EtOH al 75%, prelevare 75 mL di EtOH al 99,7% e trasferirli in un matraccio conico sterilizzato da 250 mL. Aggiungere 25 mL di acqua sterilizzata per ottenere un volume totale di 100 mL, ottenendo una soluzione di EtOH al 75%.</li>
	</ol></li>
	<li>Versare 30 mL di NaClO in una capsula di Petri e versare 30 mL di EtOH in un'altra capsula di Petri. Mettere il setaccio contenente le uova menzionate al punto 2.4 nella capsula contenente NaClO. Immergerlo nella soluzione di NaClO allo 0,26% per 0,5 minuti. Quindi trasferire il setaccio nella capsula contenente EtOH, lasciandolo in ammollo nella soluzione di EtOH al 75% per altri 0,5 minuti.</li>
	<li>Ripetere questo processo tre volte, alternando tra lo 0,26% di NaClO e il 75% di EtOH ogni 0,5 minuti. Dopodiché si otterranno le uova axeniche. A questo punto, il setaccio contenente le uova deve essere immerso in EtOH. NOTA: Per garantire una sterilizzazione accurata, utilizzare una pipetta da 1 mL per aspirare NaClO ed EtOH e disperdere gli ovuli. Ripetere il processo di risciacquo più volte. Questo passaggio pulirà ulteriormente la superficie delle uova da batteri residui e impurità, garantendo una superficie pulita e sterile.</li>
</ol>3. Allevamento di larve axeniche
<ol><li>Per trasferire gli ovuli sterilizzati, utilizzare un paio di forbici sterilizzate con una lampada ad alcool per tagliare la punta terminale di una pipetta da 1 mL (Figura 3B). Assicurarsi che l'apertura finale della pipetta tagliata sia maggiore del diametro delle uova (circa 2 mm). Quindi, utilizzare la pipetta per trasferire le uova dalla soluzione di EtOH (uova insieme alla soluzione) (Figura 3C) a una provetta da centrifuga contenente le diete sterili e ogni provetta dovrebbe contenere circa 20-50 uova (Figura 3D). Ripeti questo processo fino a quando tutti gli ovuli non sono stati trasferiti. NOTA: Il diametro del puntale della pipetta deve essere il più grande possibile per evitare la rottura degli ovuli durante il trasferimento, che potrebbe portare alla loro morte.</li>
	<li>Utilizzare una pipetta per rimuovere l'etanolo in eccesso dalla provetta. Posizionare la provetta da centrifuga chiusa con i coperchi all'interno di un sacchetto autosigillante e posizionare un pezzo di cotone all'apertura del sacchetto per consentire la circolazione dell'aria. Infine, posizionare il sacchetto all'interno di un'incubatrice a 25 °C (umidità relativa: 50%-70%; fotoperiodo: 16 h luce: 8 h buio) per l'osservazione e la coltivazione.</li>
	<li>Circa tre giorni dopo, le uova axeniche nelle diete iniziano a schiudersi (Figura 4A). Le larve schiuse saranno attive e la superficie delle diete sterili non sarà più liscia. Le larve inizieranno a nutrirsi delle diete.</li>
	<li>Continuare ad osservare le larve fino a quando non raggiungono lo stadio di larve di 2° stadio. Continua a monitorare la loro crescita e il loro sviluppo durante questo periodo.</li>
	<li>Dopo 9-12 giorni, oltre l'80% delle uova si è sviluppato in larve di 3° stadio (Figura 4B). Ciò indica il successo della crescita e dello sviluppo delle larve.</li>
</ol>4. Validazione di larve axeniche con saggi coltura-dipendenti
<ol><li>Seleziona in modo casuale tre larve axeniche di 3° stadio dalla provetta da centrifuga.</li>
	<li>Mettere le larve in una capsula di Petri di 94 mm x 16 mm contenente alcol al 75% per la pulizia. Dopodiché, trasferiscili in un contenitore con acqua sterile per un ulteriore risciacquo.</li>
	<li>Utilizzare una pinza da dissezione disinfettata che è stata sterilizzata con una soluzione di EtOH al 75% per afferrare le larve (la testa e la coda sono mostrate nella Figura 5A). Utilizzare le forbici da dissezione per rimuovere le estremità della testa e della coda (Figura 5B). Tenere la coda delle larve con la pinza e utilizzare un'altra pinza per premere delicatamente dalla coda alla testa ed estrarre gli organi interni (il risultato mostrato nella Figura 5C). Mettere gli organi interni in acqua deionizzata e staccare delicatamente l'intestino premendo sul tessuto adiposo con una pinza, quindi mettere l'interno estratto (Figura 5D) in acqua sterile per un ulteriore utilizzo.</li>
	<li>Mettere l'intestino in una provetta da centrifuga sterile da 1,5 mL, aggiungere 500 μL di tampone PBS 1x sterilizzato e utilizzare un pestello monouso per macinare il tessuto intestinale in un omogenato.</li>
	<li>Prelevare 100 μL di omogenato e aggiungerlo a un terreno di agar nutritivo. Utilizzare uno spandiconcime a forma di L (vedi Tabella dei materiali) per striare la piastra di agar.</li>
	<li>Porre la capsula di Petri in un incubatore biochimico a 28 °C e incubare per 72 ore per osservare la crescita delle colonie.</li>
</ol>5. Validazione di larve axeniche con saggi indipendenti dalla coltura
<ol><li>Estrarre il DNA totale dal tessuto intestinale delle larve axeniche utilizzando un kit per l'estrazione del DNA (vedere la tabella dei materiali) seguendo le istruzioni del produttore.</li>
	<li>Misurare la concentrazione di DNA utilizzando uno spettrofotometro UV.</li>
	<li>Eseguire la reazione PCR utilizzando primer universali per l'rRNA batterico 16S (1492R: 5'- GGTTACCTTGTTACGACTT -3', 27F: 5'- AGAGTTTGATCATGGCTCAG -3'). Il volume totale di reazione è di 25 μL ed è costituito da 1 μL di DNA stamp, 0,5 μL di primer diretto, 0,5 μL di primer inverso, 10,5 μL ddH2O e 12,5 μL 2x Taq PCR Master Mix (vedi Tabella dei materiali). Impostare le condizioni di reazione della PCR come segue: denaturazione iniziale a 94 °C per 3 min; 35 cicli di denaturazione a 94 °C per 30 s, ricottura a 55 °C per 30 s ed estensione a 72 °C per 90 s; prolungamento finale a 72 °C per 10 min. Conservare i prodotti PCR a 4 °C per ulteriori analisi.</li>
	<li>Eseguire la reazione PCR utilizzando primer ITS fungini universali (ITS1: 5'- TCCGTAGGTGAACCTGCGG -3', ITS4: 5'- TCCTCCGCTTATTGATATGC -3'). Il volume totale della reazione è di 25 μL ed è costituito da 1 μL di DNA stampo, 0,5 μL di primer diretto, 0,5 μL di primer inverso, 10,5 μL ddH2O e 12,5 μL 2x Taq PCR Master Mix. Impostare le condizioni della PCR a 95 °C per 5 min; 35 cicli di 95 °C per 30 s, 55 °C per 1 min e 72 °C per 90 s; seguito da 72 °C per 10 min. Conservare i prodotti PCR a 4 °C per ulteriori analisi.</li>
	<li>Utilizzare il colorante per acidi nucleici Super Green (vedere la tabella dei materiali) per miscelare uniformemente con ciascuno dei due tipi di prodotti per PCR e analizzarli mediante elettroforesi su un gel di agarosio all'1% in 1x tampone TAE (diluito da 50x TAE, vedere la tabella dei materiali). Utilizzare 3 μL di marcatore di DNA (vedi Tabella dei materiali) come riferimento.</li>
	<li>Utilizzare un transilluminatore UV per osservare il gel e individuare il frammento bersaglio.</li>
</ol>

Studiare lo sviluppo di Axenic Delia antiqua e garantire una crescita priva di batteri

<ol>
	<li>Al-Asmakh, M., Zadjali, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+germ-free+animal+models+in+microbiota-related+research.">Use of germ-free animal models in microbiota-related research.</a> Journal of Microbiology and Biotechnology. 25 (10), 1583-1588 (2015).</li><li>Bhattarai, Y., Kashyap, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Germ-free+mice+model+for+studying+host-microbial+interactions.">Germ-free mice model for studying host-microbial interactions.</a> Methods in Molecular Biology. 1438, 123-135 (2016).</li><li>Douglas, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiorganismal+insects:+diversity+and+function+of+resident+microorganisms.">Multiorganismal insects: diversity and function of resident microorganisms.</a> Annual Review of Entomology. 60 (1), 17-34 (2015).</li><li>Wang, G. -. H., Brucker, R. 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E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gut+microbial+factor+modulates+locomotor+behaviour+in+Drosophila.">A gut microbial factor modulates locomotor behaviour in Drosophila.</a> Nature. 563 (7731), 402 (2018).</li><li>Brummel, T., Ching, A., Seroude, L., Simon, A. F., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+lifespan+enhancement+by+exogenous+bacteria.">Drosophila lifespan enhancement by exogenous bacteria.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12974-12979 (2004).</li><li>Romoli, O., Schonbeck, J. C., Hapfelmeier, S., Gendrin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+germ-free+mosquitoes+via+transient+colonisation+allows+stage-specific+investigation+of+host-microbiota+interactions.">Production of germ-free mosquitoes via transient colonisation allows stage-specific investigation of host-microbiota interactions.</a> Nature Communications. 12 (1), 942 (2021).</li><li>Ma, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+and+immunological+effects+of+gut+microbiota+in+leaf+beetles+at+the+local+and+systemic+levels.">Metabolic and immunological effects of gut microbiota in leaf beetles at the local and systemic levels.</a> Integrative Zoology. 16 (3), 313-323 (2021).</li><li>Zhang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+between+microbial+communities+of+pinus+species+having+differing+level+of+resistance+to+the+pine+wood+nematode.">Differences between microbial communities of pinus species having differing level of resistance to the pine wood nematode.</a> Microbial Ecology. 84 (4), 1245-1255 (2022).</li><li>Jung, S., Kim, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synergistic+effect+of+Xenorhabdus+nematophila+K1+and+Bacillus+thuringiensis+subsp+aizawai+against+Spodoptera+exigua+(Lepidoptera+:+Noctuidae).">Synergistic effect of Xenorhabdus nematophila K1 and Bacillus thuringiensis subsp aizawai against Spodoptera exigua (Lepidoptera : Noctuidae).</a> Biological Control. 39 (2), 201-209 (2006).</li><li>Raymond, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mid-gut+microbiota+is+not+required+for+the+pathogenicity+of+Bacillus+thuringiensis+to+diamondback+moth+larvae.">A mid-gut microbiota is not required for the pathogenicity of Bacillus thuringiensis to diamondback moth larvae.</a> Environmental Microbiology. 11 (10), 2556-2563 (2009).</li><li>Weersma, R. K., Zhernakova, A., Fu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+between+drugs+and+the+gut+microbiome.">Interaction between drugs and the gut microbiome.</a> Gut. 69 (8), 1510-1519 (2020).</li><li>Llop, P., Latorre, A., Moya, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+epidemiology+of+antibiotic+resistance:+looking+for+an+appropriate+animal+model+system.">Experimental epidemiology of antibiotic resistance: looking for an appropriate animal model system.</a> Microbiology Spectrum. 6 (1), (2018).</li><li>Doll, J. P., Trexler, P. C., Reynolds, L. I., Bernard, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+peracetic+acid+to+obtain+germfree+invertebrate+eggs+for+gnotobiotic+studies.">The use of peracetic acid to obtain germfree invertebrate eggs for gnotobiotic studies.</a> American Midland Naturalist. 6 (1), 239 (1963).</li><li>Dillon, R., Charnley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutualism+between+the+desert+locust+Schistocerca+gregaria+and+its+gut+microbiota.">Mutualism between the desert locust Schistocerca gregaria and its gut microbiota.</a> Research in Microbiology. 153 (8), 503-509 (2002).</li><li>Tegtmeier, D., Thompson, C. L., Schauer, C., Brune, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+affects+gut+bacterial+colonization+and+metabolic+activities+in+a+gnotobiotic+cockroach+model.">Oxygen affects gut bacterial colonization and metabolic activities in a gnotobiotic cockroach model.</a> Applied and Environmental Microbiology. 82 (4), 1080-1089 (2016).</li><li>Muhammad, A., Habineza, P., Hou, Y. M., Shi, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+of+red+palm+weevil+Rhynchophorus+Ferrugineus+(Olivier)+(Coleoptera:+Dryophthoridae)+germ-free+larvae+for+host-gut+microbes+interaction+studies.">Preparation of red palm weevil Rhynchophorus Ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) germ-free larvae for host-gut microbes interaction studies.</a> Bio-Protocol. 9 (24), e3456 (2019).</li><li>Bavani, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sterilization+of+Lucilia+sericata+(Diptera:+Calliphoridae)+Eggs+for+maggot+debridement+therapy.">Sterilization of Lucilia sericata (Diptera: Calliphoridae) Eggs for maggot debridement therapy.</a> Journal of Medical Entomology. 59 (3), 1076-1080 (2022).</li><li>Han, L. Z., Li, S. B., Liu, P. L., Peng, Y. F., Hou, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+artificial+diet+for+continuous+rearing+of+Chilo+suppressalis+(Lepidoptera:+Crambidae).">New artificial diet for continuous rearing of Chilo suppressalis (Lepidoptera: Crambidae).</a> Annals of the Entomological Society of America. 105 (2), 253-258 (2012).</li><li>Bezerra, C. E. S., Amaral, B. B., Souza, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+Chrysoperla+externa+larvae+on+artificial+diets.">Rearing Chrysoperla externa larvae on artificial diets.</a> Neotropical Entomology. 46 (1), 93-99 (2017).</li><li>Feng, H. Q., Jin, Y. L., Li, G. P., Feng, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+artificial+diet+for+successive+rearing+of+Apolygus+lucorum+(Hemiptera:+Miridae).">Establishment of an artificial diet for successive rearing of Apolygus lucorum (Hemiptera: Miridae).</a> Journal of Economic Entomology. 105 (6), 1921-1928 (2012).</li><li>Hassan, B., Siddiqui, J. A., Xu, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vertically+transmitted+gut+bacteria+and+nutrition+influence+the+immunity+and+fitness+of+Bactrocera+dorsalis+larvae.">Vertically transmitted gut bacteria and nutrition influence the immunity and fitness of Bactrocera dorsalis larvae.</a> Frontiers in Microbiology. 11, 596352 (2020).</li><li>Li, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+intestinal+bacterial+community+in+black+soldier+fly+larval+guts+and+its+influence+on+insect+growth+and+development.">Dynamics of the intestinal bacterial community in black soldier fly larval guts and its influence on insect growth and development.</a> Insect Science. 30 (4), 947-963 (2023).</li><li>Moran, N. A., McCutcheon, J. P., Nakabachi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomics+and+Evolution+of+heritable+bacterial+symbionts.">Genomics and Evolution of heritable bacterial symbionts.</a> Annual Review of Genetics. 42, 165-190 (2008).</li><li>Weinert, L. A., Araujo-Jnr, E. V., Ahmed, M. Z., Welch, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+bacterial+endosymbionts+in+terrestrial+arthropods.">The incidence of bacterial endosymbionts in terrestrial arthropods.</a> Proceedings of the Royal Society B-Biological Sciences. 282 (1807), 20150249 (2015).</li><li>Weeks, A. R., Turelli, M., Harcombe, W. R., Reynolds, K. T., Hoffmann, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+parasite+to+mutualist:+Rapid+evolution+of+Wolbachia+in+natural+populations+of+Drosophila.">From parasite to mutualist: Rapid evolution of Wolbachia in natural populations of Drosophila.</a> PLOS Biology. 5 (5), 997-1005 (2007).</li></ol>

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Gli insetti possiedono un microbiota intestinale altamente complesso 20,21, che richiede l'uso di insetti axenici inoculati con ceppi microbici intestinali specifici per studiare le interazioni insetto-microrganismo. La preparazione di insetti axenici è fondamentale per tali attività di ricerca. Il trattamento antibiotico è un metodo utilizzato per eliminare il microbiota intestinale. Ad esempio, Jung e Kim22 hanno nutrito Spodopter...

Gli animali axenici, definiti come animali in cui non è possibile rilevare microrganismi o parassiti vitali, sono validi modelli sperimentali per lo studio delle interazioni ospite-microrganismo 1,2. Gli insetti, il gruppo più numeroso di invertebrati, possono formare relazioni simbiotiche con i microrganismi3. Gli insetti axenici possono essere utilizzati per studiare le interazioni ospite-simbionte in sistemi simbiotici4. Ad esempio, Nishide et al.5 hanno stabilito una pratica procedura di allevamento sterile per il verme maleodorante Plautia stali, consentendo un'analisi affidabile e rigorosa delle interazioni ospite-simbionte in sistemi simbiotici modello. Gli insetti axenici possono essere prodotti sterilizzando lo stadio di uovo e fornendo cibo sterile alle larve e agli adulti 6,7. Gli insetti axenici sono di grande importanza e sono ampiamente utilizzati nella ricerca biologica. Ad esempio, uno studio condotto da Somerville et al.8 ha dimostrato che le falene diamondback inoculate con cloache di Enterobacter hanno migliorato l'adattabilità dei maschi transgenici.
La Delia antiqua Meigen è un parassita economicamente importante per le cipolle e altre colture di Liliaceae in tutto il mondo, con le sue larve che danneggiano i bulbi delle cipolle e di altre colture di Liliaceae9. D. antiqua si trova principalmente nei climi temperati ed è diffusa nelle aree di coltivazione delle cipolle delle Americhe, dell'Europa e dell'Asia. Se non adeguatamente controllata, può causare perdite di raccolto nelle cipolle (Allium cepa L.), nell'aglio (Allium sativum L.), nello scalogno (Allium fistulosum L.) e nei porri (Alliumchoenoprasum L.) che vanno dal 50% al 100%10,11. Le larve si nutrono delle parti sotterranee delle piante e questa alimentazione fa appassire le piantine e alla fine morire. Inoltre, le piante danneggiate possono consentire l'ingresso di agenti patogeni, portando alla decomposizione del bulbo12. Anche se le piante non vengono completamente consumate dalle larve, i danni che provocano rendono le piante di cipolla non commerciabili e si traducono in perdite economiche.
Gli insetti sono strettamente associati al microbiota intestinale e la maggior parte delle viscere degli insetti contiene una varietà di batteri simbionti che prosperano grazie ai nutrienti forniti dall'ospite13,14. Jing et al.15 hanno dimostrato che la funzione primaria della comunità simbiotica intestinale è quella di fornire nutrienti essenziali, seguiti da funzioni legate alla digestione e alla disintossicazione. In alcuni casi, i batteri intestinali possono fungere da risorsa microbica per scopi di gestione dei parassiti. Di conseguenza, è auspicabile studiare le prestazioni dei singoli batteri intestinali e le funzioni specifiche all'interno del corpo di D. antiqua. Pertanto, la preparazione di larve axeniche è particolarmente importante per studiare le interazioni tra specifici ceppi batterici e insetti16. Attualmente, un metodo comunemente usato per eliminare i batteri intestinali degli insetti è l'uso di una combinazione di antibiotici per sradicare i microbi associati 17,18,19. A differenza dell'uso dei soli antibiotici, che possono solo ridurre il numero di microbi, l'allevamento axenico degli insetti consente di controllare la composizione e la quantità di microrganismi, consentendo una convalida più accurata della funzionalità del microbiota intestinale.
Pertanto, questo articolo introduce un protocollo per la preparazione e l'allevamento di D. antiqua axenico. Il cibo larvale Axenic è ottenuto utilizzando la sterilizzazione ad alta temperatura di diete naturali combinate con alimenti semifermentati. Le uova vengono sterilizzate seguendo un protocollo sperimentale per ottenere le uova axeniche e, infine, le larve axeniche vengono coltivate dalle uova axeniche. Il sistema di allevamento axenico è stato effettuato per una sola generazione per l'esperimento. Ciò fornirà comodità per studiare l'interazione tra insetti e microbiota intestinale.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.22 &#956;M filter bottle</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>450-0045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.22 &#956;M Syringe Filter</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS-QT-011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100-mesh sieve</td>
			<td>Zhejiang Shangyu Jinding Standard Sieve Factory</td>
			<td>No Catalog numbers</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x PBS solution</td>
			<td>Solarbio</td>
			<td>P1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Taq PCR Master Mix</td>
			<td>GENVIEW</td>
			<td>GR1113-1ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5.2% NaClO solution</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>80010428</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL Conical flask</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>4103-0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL vented centrifuge tube</td>
			<td>JET BIOFIL</td>
			<td>BRT-011-050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50x TAE buffer</td>
			<td>GENVIEW</td>
			<td>GT1307</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar powder</td>
			<td>Ding Guo</td>
			<td>DH010-1.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biochemical incubator</td>
			<td>STIK</td>
			<td>21040121500010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell sieve</td>
			<td>SAINING</td>
			<td>5022200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choline chloride</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A600299-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ddH2O</td>
			<td>Ding Guo</td>
			<td>PER018-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable grinding pestle</td>
			<td>JET BIOFIL</td>
			<td>CSP-003-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA extraction kit</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>B518221-0050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA Marker</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>B600335-0250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol absolute</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10009218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>NEWSTAR</td>
			<td>1087309025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Food processor</td>
			<td>Guangdong Midea Life Electric Appliance Manufacturing Co., Ltd.</td>
			<td>WBL25B26</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illuminated&#160; incubator</td>
			<td>Shanghai ESTABLISH Instrumentation Co., Ltd.</td>
			<td>A16110768</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Ascorbic acid</td>
			<td>Sangon Biotech</td>
			<td>A610021-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-shaped spreader</td>
			<td>SAINING</td>
			<td>6040000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nutrient agar medium</td>
			<td>Hope Bio</td>
			<td>HB0109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Bing Yu</td>
			<td>&#160;BY-103</td>
			<td>Purchase on Jingdong</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shock incubator</td>
			<td>Shanghai Zhichu Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>2020000014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>GENVIEW</td>
			<td>CS326-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Green nucleic acid dye</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BS355A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super-clean table</td>
			<td>Heal Force</td>
			<td>AC130052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TSB</td>
			<td>Hope Bio</td>
			<td>HB4114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum pump</td>
			<td>Zhejiang Taizhou Seeking Precision Vacuum Pump Co., Ltd.</td>
			<td>22051031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast extract</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>LP0021B</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rearing axenic delia antiqua with half-fermented sterile diets

Gli insetti axenici sono ottenuti da sistemi di allevamento artificiale sterili che utilizzano terreni sterili. Questi insetti, caratterizzati da piccole dimensioni, breve ciclo di crescita e basso fabbisogno alimentare, sono ideali per studiare la relazione tra microrganismi e ospiti. Il microbiota intestinale influenza in modo significativo le caratteristiche fisiologiche degli insetti ospiti e l'introduzione di ceppi specifici negli insetti axenici fornisce un metodo per verificare le funzioni microbiche intestinali. La Delia antiqua, un parassita minaccioso dell'ordine dei Ditteri, della famiglia Anthomyiidae e del genere Delia, si nutre principalmente di cipolle, aglio, porri e altri ortaggi della famiglia delle Liliaceae. Le sue larve si nutrono dei bulbi, causando marciume, appassimento e persino la morte di intere piante. Allevando larve axeniche, è possibile condurre studi di follow-up per osservare gli effetti della microflora intestinale sulla crescita e sullo sviluppo di D. antiqua. A differenza del metodo che prevede l'eliminazione antibiotica dei microbi associati, questo articolo presenta un approccio a basso costo e ad alta efficienza per l'allevamento di D. antiqua axenico. Dopo la sterilizzazione superficiale delle uova di D. antiqua , sono state utilizzate diete sterili semifermentate per allevare le larve e lo stato axenico di D. antiqua è stato verificato attraverso saggi dipendenti dalla coltura e indipendenti dalla coltura. In conclusione, la combinazione della sterilizzazione delle uova di insetti e la preparazione di diete sterili per la coltura larvale ha permesso lo sviluppo di un metodo efficiente e semplice per ottenere D. antiqua axenico. Questo metodo fornisce un potente approccio allo studio delle interazioni tra insetti e microflora.

Le fasi di vita di D. antiqua sono illustrate nella Figura 4. Il ciclo vitale completo comprende uova, larve, pupe (Figura 4C) e adulti (Figura 4D). Sono coltivati in provette da centrifuga sterili e il loro aspetto e il loro tasso di sopravvivenza sono indistinguibili da D. antiqua allevati in condizioni non axeniche. I tempi di crescita e sviluppo per ogni stadio di D. antiqua sono riportati nella <stron...

Watch this Scientific Journal Video about Axenic Rearing of Delia antiqua to Detect the Impact of Intestinal Microbes on Its Growth and Development at JoVE.com

Autore in primo piano: Allevamento axenico di Delia antiqua per rilevare l'impatto dei microbi intestinali sulla sua crescita e sviluppo 

Viene descritta una semplice procedura per l'allevamento di Delia antiqua axenica con diete sterili semifermentate. Solo un ceppo di Wolbachia è stato rilevato in ogni stadio di D. antiqua axenico utilizzando la PCR.

Allevamento di Axenic Delia antiqua con diete sterili semifermentate

Axenic insects are obtained from sterile artificial rearing systems using sterile media. These insects, characterized by their small size, short growth ...

Il nostro campo di ricerca è l'ecologia microbica, e vogliamo esplorare le interazioni microbiche all'interno allevando Delia antiqua axenica. Verranno risolte domande sulla diversità dei funghi intestinali di Delia antiqua e sulla loro influenza sulla crescita e lo sviluppo di Delia antiqua. È stato stabilito un metodo semplice per l'allevamento di Delia antiqua axenica con diete sterili semifermentate ed è stato rilevato un solo ceppo di Wolbachia identificato in ogni stadio di Delia antiqua con PCR.A differenza dei trattamenti antibiotici, questo protocollo elimina completamente i batteri intestinali e non causa molti effetti collaterali agli insetti ospiti. Anche la funzione del microbiota intestinale degli insetti non è marcata. È più efficace e conveniente del trattamento antibiotico.

rearing-axenic-delia-antiqua-with-half-fermented-sterile-diets

Research

JoVE Journal

Biology

Rearing Axenic Delia antiqua with Half-Fermented Sterile Diets

542 Views.  Qilu University of Technology (Shandong Academy of Sciences). Il nostro campo di ricerca è l'ecologia microbica, e vogliamo esplorare le interazioni microbiche all'interno allevando Delia antiqua axenica. Verranno risolte domande sulla diversità dei funghi intestinali di Delia antiqua e sulla loro influenza sulla crescita e lo sviluppo di Delia antiqua. È stato stabilito un metodo semplice per l'allevamento di Delia antiqua axenica con diete sterili semifermentate ed è stato rilevato un solo ceppo di Wolbachia identificato in ogni stadio di Delia an...

Video: Autore in primo piano: Allevamento axenico di Delia antiqua per rilevare l'impatto dei microbi intestinali sulla sua crescita e sviluppo 

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocollo per la cura dei Mosquito (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Ricerca

Biologia

Culturing Caenorhabditis elegans in Axenic Liquid Media and Creation of Transgenic Worms by Microparticle Bombardment

In this protocol, we present the required materials, and the procedure for making modified&#160;C. elegans&#160;Habituation and Reproduction media (mCeHR). Additionally, the steps for exposing and acclimatizing C. elegans grown on E. coli to axenic liquid media are described. Finally, downstream experiments that utilize axenic C. elegans illustrate the benefits of this procedure. The ability to analyze and determine C. elegans&#160;nutrient requirement was illustrated by growing N2 wild type worms in axenic liquid media with varying heme concentrations. This procedure can be replicated with other nutrients to determine the optimal concentration for worm growth and development or, to determine the toxicological effects of drug treatments. The effects of varied heme concentrations on the growth of wild type worms were determined through qualitative microscopic observation and by quantitating the number of worms that grew in each heme concentration. In addition, the effect of varied nutrient concentrations can be assayed by utilizing worms that express fluorescent sensors that respond to changes in the nutrient of interest. Furthermore, a large number of worms were easily produced for the generation of transgenic C. elegans using microparticle bombardment.

Culturing Caenorhabditis elegans in Axenic Liquid Media and Creation of Transgenic Worms by Microparticle Bombardment

C. elegans is usually grown on solid agar plates or in liquid cultures seeded with E. coli. To prevent bacterial byproducts from confounding toxicological and nutritional studies, we utilized an axenic liquid medium, CeHR, to grow and synchronize a large number of worms for a range of downstream applications.

Culturing<em&gt; Caenorhabditis elegans</em &gt; In axeniche Liquid Media e la creazione di transgeniche Worms da microparticelle Bombardamento

In this protocol, we present the required materials, and the procedure for making modified&#160;C. elegans&#160;Habituation and Reproduction media ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratorio di allevamento di mosche stabili e altri ditteri muscoidi

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Application of Passive Head Motion to Generate Defined Accelerations at the Heads of Rodents

Exercise is widely recognized as effective for various diseases and physical disorders, including those related to brain dysfunction. However, molecular mechanisms behind the beneficial effects of exercise are poorly understood. Many physical workouts, particularly those classified as aerobic exercises such as jogging and walking, produce impulsive forces at the time of foot contact with the ground. Therefore, it was speculated that mechanical impact might be implicated in how exercise contributes to organismal homeostasis. For testing this hypothesis on the brain, a custom-designed ''passive head motion'' (hereafter referred to as PHM) system was developed that can generate vertical accelerations with controlled and defined magnitudes and modes and reproduce mechanical stimulation that might be applied to the heads of rodents during treadmill running at moderate velocities, a typical intervention to test the effects of exercise in animals. By using this system, it was demonstrated that PHM recapitulates the serotonin (5-hydroxytryptamine, hereafter referred to as 5-HT) receptor subtype 2A (5-HT2A) signaling in the prefrontal cortex (PFC) neurons of mice. This work provides detailed protocols for applying PHM and measuring its resultant mechanical accelerations at rodents' heads.

The present protocol describes a custom-designed ''passive head motion'' system, which reproduces mechanical accelerations at rodents' heads generated during their treadmill running at moderate velocities. It allows dissecting mechanical factors/elements from the beneficial effects of physical exercise.

Applicazione del movimento passivo della testa per generare accelerazioni definite alle teste dei roditori

Exercise is widely recognized as effective for various diseases and physical disorders, including those related to brain dysfunction. However, molecular ...

Preparing and Rearing Axenic Insects with Tissue Cultured Seedlings for Host-Gut Microbiota Interaction Studies of the Leaf Beetle

Insect guts are colonized by diverse bacteria that can profoundly impact the host&#39;s physiological traits. Introducing a particular bacterial strain into an axenic insect is a powerful method to verify gut microbial function and elucidate the mechanisms underlying gut microbe-host interactions. Administering antibiotics or sterilizing egg surfaces are two commonly used methods to remove gut bacteria from insects. However, in addition to the potential adverse effects of antibiotics on insects, previous studies indicated that feeding antibiotics could not eliminate gut bacteria. Thus, germ-free artificial diets are generally employed to maintain axenic insects, which is a tedious and labor-intensive process that cannot fully resemble nutritional components in natural food. Described here is an efficient and simple protocol to prepare and maintain axenic larvae of a leaf beetle&#160;(Plagiodera versicolora). Specifically, surfaces of the beetle eggs were sterilized, following which germ-free poplar leaves were used to rear axenic larvae. The axenic status of the insects was further confirmed via culture-dependent and culture-independent assays. Collectively, by combining egg disinfection and germ-free cultivation, an efficient and convenient method was developed to obtain axenic P. versicolora, providing a readily transferable tool for other leaf-eating insects.

To obtain an axenic insect, its egg surface is sterilized, and the hatched larva is subsequently reared using axenic leaves. This method provides an efficient way for axenic insect preparation without administering antibiotics or developing an artificial diet, which can also be applied to other leaf-eating insects.

Preparazione e allevamento di insetti axenici con piantine coltivate su tessuto per studi di interazione microbiota ospite-intestino dello scarabeo fogliare

Insect guts are colonized by diverse bacteria that can profoundly impact the host&#39;s physiological traits. Introducing a particular bacterial strain ...

Migliorare la sopravvivenza e lo sviluppo degli uistitì utilizzando un approccio di allevamento manuale

Hand-Rearing Method for Infant Marmosets

The common marmoset (Callithrix jacchus) is a small and highly social New World monkey with high reproduction rates, which has been proven to be a compelling non-human primate model for biomedical and neuroscience research. Some females give birth to triplets; however, the parents cannot raise all of them. To save these infants, we have developed a hand-rearing method for raising newborn marmosets. In this protocol, we describe the formula of the food, the time for feeding, the configuration of the temperature and humidity, as well as the adaptation of the hand-reared infants to the colony environment. This hand-rearing method significantly increases the survival rate of marmoset infants (without hand-rearing: 45%; with hand-rearing: 86%) and provides the opportunity to study the development of marmoset infants with similar genetic backgrounds raised in different postnatal environments. As the method is practical and easy to use, we anticipate that it could also be applied to other labs working with common marmosets.

Autore in primo piano: Marmosettì Research - Ambito e sfide 

Here, we describe a hand-rearing method for raising infant marmosets in an animal incubator. This method greatly increases the survival rate of marmoset infants, which provides the opportunity to study the development of marmoset infants with similar genetic backgrounds raised in different postnatal environments.

Metodo di allevamento manuale per i cuccioli di uistitì

The common marmoset (Callithrix jacchus) is a small and highly social New World monkey with high reproduction rates, which has been proven to be a ...

Allevamento di vespe Nasonia prive di germi

Optimizing the Rearing Procedure of Germ-Free Wasps

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of external microorganisms on insect microbiota and thus promote the rapid development of insect microbiota research. Nasonia (wasp genus) is a parasitic wasp insect that has many advantages, such as a short lifespan, high genetic variation, easy operation, etc., and is widely used as an insect model system. Unlike antibiotic treatment, which can only reduce the number of microorganisms in animals, aseptic rearing techniques can control both the composition and quantity of microorganisms in animals, further facilitating the study of host-microbe interactions. However, previous versions of Nasonia rearing medium (NRM) have some defects and problems, such as a complex and time-consuming preparation process, easy contamination by bacteria or fungi, and short storage time. Therefore, this study solves these problems by optimizing the tools used in the NRM preparation process, storage conditions, and component ratios. The optimized medium could allow storage at -20 &#176;C for at least 3 months and eliminate the possibility of NRM contamination during feeding sterile wasps. This further improves the survival rate and health level of aseptic Nasonia, which is important for using Nasonia as a model for microbial research.

Autore in primo piano: Ottimizzazione della procedura di allevamento delle vespe prive di germi  

Nasonia wasp embryos were dissected from Lucillia sericata pupae after parasitization for 12-24 h and washed with alcohol and 10% sodium hypochlorite solution to obtain germ-free embryos. After rearing the germ-free embryos&#160;and supplying them with Nasonia rearing medium to grow and develop in vitro, germ-free Nasonia adults were obtained.

Ottimizzazione della procedura di allevamento delle vespe prive di germi

Aseptic rearing technology is a method of culturing insects under sterile or almost sterile conditions, which can effectively eliminate the influence of ...