JoVE Logo
著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

このプロトコルは、高い時間的および空間的分解能の膜貫通電圧および細胞内Ca2+ トランジェントの電気生理学的測定を含む、カテコールアミン作動性多形心室頻拍の影響を受けた野生型およびノックイン動物から得られるマウス心臓の二重染料光学マッピングを導入します。

要約

不整脈誘発性心疾患であるカテコールアミン作動性多形性心室頻拍(CPVT)は、身体活動、ストレス、またはカテコールアミンチャレンジ後の多形性心室頻拍エピソードとして現れ、致命的な心室細動に悪化する可能性があります。マウスの心臓は、CPVTを含む遺伝性不整脈疾患のモデル化に広く用いられている種です。ランゲンドルフ灌流マウス心臓の膜貫通電位(Vm)とカルシウム過渡現象(CaT)の同時光学マッピングは、不整脈発生のメカニズムを解明する可能性を秘めています。細胞レベルの調査と比較して、光学マッピング技術は、活性化、伝導速度、活動電位持続時間、CaT持続時間の決定など、いくつかの電気生理学的パラメータをテストできます。この論文では、マウス野生型およびヘテロ接合体RyR2-R2474S/+心臓におけるCaTおよびVmのハイスループット光学マッピングのための装置セットアップと実験手順を、イソプロテレノールチャレンジの前および最中にプログラムされた電気ペーシングと組み合わせて紹介します。このアプローチは、ex vivoマウスの心臓調製物におけるCPVT疾患を機構的に研究するための実行可能で信頼性の高い方法を実証しました。

概要

遺伝性心疾患カテコールアミン作動性多形性心室頻拍 (CPVT) は、身体活動、ストレス、またはカテコールアミンの挑戦に続く多形性心室頻拍 (PVT) エピソードとして現れ、致命的な心室細動に悪化する可能性があります 1,2,3,4 .1995年に臨床症候群として最初に報告された最近の証拠は、この状態での筋小胞体(SR)ストアCa2+放出に関与する7つの遺伝子の変異に関与しています:最も頻繁に報告されているCa 2+放出チャネル5,6、FKBP12.67、心臓カルセクエトリン8をコードするCASQ2、TRDNのリアノジン受容体2(RyR2)をコードするRYR2接合部SRタンパク質トリアジン9をコードし、CALM1 9、CALM2 10、およびCALM3をコードするカルモジュリン11,12をコードする。 これらの遺伝子型パターンは、不整脈事象をSR貯蔵Ca2+12の無秩序な病理学的放出に起因させる。

SRからの自発的なCa2+放出は、Ca2+スパークまたはCa2+波として検出され、Na+/Ca2+交換体(NCX)を活性化します。1つのCa2+を3つのNa+に交換すると、内向きの電流が発生し、拡張期の脱分極が加速し、膜電圧が活動電位(AP)の閾値まで上昇します。RyR2ノックインマウスでは、洞房リンパ節(SAN)におけるRyR2R4496Cの活性の増加により、拡張期のCa、LおよびSR Ca2+の枯渇のCa2+依存性の減少によるSANの自動性の予期せぬ低下が起こり、CPVT患者のSAN機能障害に寄与する細胞内病態生理学的変化が特定されました13,14。関連する心筋細胞細胞質Ca2+波の発生は、イソプロテレノール(ISO)を含むカテコールアミンによるRyR感作後のバックグラウンド細胞質[Ca2+]の増加に続いてより可能性が高くなります。

無傷の心臓CPVTモデルで観察された心室性不整脈の原因である可能性のある活動電位(AP)活性化に応答したRyR2を介したCa2+放出後のCa2+シグナル伝達の詳細な動態変化は、報告されたRyR2遺伝子型の全範囲について決定されるべきです12。この論文では、マウス野生型(WT)およびヘテロ接合体RyR2-R2474S/+心臓におけるCa2+シグナルと膜貫通電位(Vm)のハイスループットマッピングのための装置セットアップと実験手順を、イソプロテレノールチャレンジの前後のプログラムされた電気的ペーシングと組み合わせて紹介します。このプロトコルは隔離されたマウス中心のCPVTの病気のメカニズムの調査に方法を提供する。

プロトコル

実験には、体重20〜25gの10〜14週齢の雄の野生型マウスまたはRyR2-R2474S/+マウス(C57BL/6バックグラウンド)を使用します。すべての手順は、中国四川省の西南医科大学の動物管理および使用委員会(承認番号:20160930)によって承認されており、機関が運営する国のガイドラインに準拠しています。

1. 事前準備

  1. ストックソリューション
    1. ブレビスタチン原液:2.924 mgの(-)ブレビスタチン粉末を含む元のフラスコに100%ジメチルスルホキシド(DMSO)1 mLを加え、濃度を10 mMにします。
    2. 電圧指示器RH237原液:1 mLの100%DMSOを1 mgのRH237粉末とともに元のフラスコに加え、濃度を2.01 mMにします。
    3. カルシウムインジケーター Rhod-2 AM 原液:1 mL の 100% DMSO を 1 mg の Rhod-2 AM 粉末に添加し、濃度を 0.89 mM にします。
    4. Pluronic F127 原液:100% DMSO 1 mL を 200 mg の Pluronic F127 に添加し、濃度が 20% w/v(0.66 mM)になるようにします。
    5. ストック溶液を200 μLのPCRチューブに21〜51 μL(RH237 21 μL、Rhod-2 AM31 μL、ブレビスタチン51 μL)で分注し、凍結融解を繰り返さないように単回または2回使用します。次に、溶液をアルミホイルで包み、-20°Cで保存します(Pluronic F127原液は室温の暗室に置いた場合を除く)。
  2. 灌流液
    1. クレブス溶液(単位:mM):1 Lのクレブス溶液(NaCl 119、NaHCO3 25、NaH 2 PO 4 1.0、KCl4.7、MgCl 2 1.05、CaCl2 1.35、およびグルコース10)を調製します。
    2. 0.22 μmの無菌ニードルフィルターで溶液をろ過し、95% O 2/5% CO2で酸素化します。
    3. 40 mLのクレブス溶液を50 mLの遠心チューブに入れ、フォローアップの心臓分離のために4°Cで保存します。
  3. ランゲンドルフ灌流システムおよび光学マッピング装置
    1. ランゲンドルフ灌流システムをセットアップします。
      1. ウォーターバスをオンにし、温度を37°Cに設定します。
      2. ランゲンドルフ灌流システムを1Lの脱イオン水で洗浄します。
      3. 吸気管から溶液を灌流し、流出速度を3.5〜4 mL / minに調整します。次に、灌流液をO 2 / CO2(95%/ 5%)ガスで37°Cで酸素化します。
        注:灌流システムでは気泡は決して許可されません。
    2. 光学マッピングシステムを準備します。
      1. 電子増倍電荷結合素子(EMCCD)カメラ(512 × 512ピクセル)、レンズ(倍率40倍)、波長分配器発光ダイオード(LED)、心電図(ECG)モニタ、および刺激電極を取り付けます(図1)。
      2. レンズから心臓の位置までの適切な作動距離を調整します。
      3. 恒温槽の対角線上に2つのLEDを設置して均一に照らし、励起光を発生させる波長を530nmにします。ET525/50スパッタコーティングフィルタを使用して、LEDの帯域外光を除去します。
      4. ハンドルスイッチを調整してターゲット表面の正方形を均等にし、電圧とカルシウムの画像がアクイジションインターフェースに適切に表示されるようにします。
      5. レンズの口径を最大径まで回して、電圧やカルシウム信号の漏れを防ぎます。
      6. カメラのレンズは、恒温槽までの作動距離が長いため、適切な高さに調整し、主に10cmが使用されます。
      7. カメラの電源を入れると、サンプリング温度が-50°Cで安定します。

2. 手続き

  1. マウスの心臓採取、カニューレ挿入、灌流
    1. 動物にアベルチン溶液(1.2%、0.5〜0.8 mL)とヘパリン(200単位)を腹腔内に注射して、苦痛と痛みの反射を最小限に抑え、血栓の形成を防ぎます。.15分後、子宮頸部脱臼で動物を犠牲にします。
    2. はさみで胸を開き、心臓を慎重に採取し、冷たいクレブス溶液(4°C、95%O 2、5%CO2)に入れて代謝を遅くし、心臓を保護します。
    3. 大動脈の周囲組織を切除し、特注のカニューレ針(外径:0.8mm、内径:0.6mm、長さ:27mm)で大動脈をカニューレ挿入し、4-0のシルク縫合糸で固定します。
    4. 3.5〜4.0 mL / minの一定速度でLangendorffシステムで心臓を灌流し、温度を37〜1°Cに保ち±。
      メモ: 以降のすべての手順は、この状態で実行されます。
    5. 小さなプラスチックチューブ(直径0.7 mm、長さ20 mm)を左心室に挿入して、チャンバー内の溶液のうっ血を解放し、過負荷を回避します。
  2. 励起収縮と二重色素の担持の非結合器
    1. 浴槽の灌流液に2本のリード線を入れ、心電図アンプボックスと電気刺激コントローラーの電源をオンにしてから、参照された心電図ソフトウェアを起動し、心電図を継続的に監視します。
    2. 心臓が安定した状態に達したら(心臓が~400 bpmでリズミカルに鼓動している)、暗闇の中で次の手順を実行します。
    3. 50 μL の 10 mM ブレビススタチン原液と 50 mL のクレブス溶液を混合して、濃度を 10 μM にします。 ブレビスタチンとクレブス溶液の混合物を心臓に 10 分間常時灌流して、収縮と興奮を切り離し、撮影中の収縮アーチファクトを回避します。
    4. 赤い懐中電灯を使用して、収縮が染料の負荷品質に影響を与えるため、心臓の収縮が完全に停止するかどうかを確認します。
    5. 励起-収縮を切り離した後、15 μL の Rhod-2 AM 原液と 15 μL の Pluronic F127 原液を 50 mL のクレブス溶液中で混合し、最終濃度が 0.267 μM の Rhod-2 AM と 0.198 μM の Pluronic F127 になるようにします。次に、ランゲンドルフ灌流システムで Rhod-2 AM ワーキング溶液で 15 分間心臓を連続的に灌流します。
    6. 細胞内カルシウム色素のローディング中は酸素供給を維持してください。Pluronic F127では気泡が形成されやすいため、冠動脈のガス塞栓を避けるために、灌流システムに気泡トラップを挿入します。
    7. RH237原液10 μLを50 mLの灌流液に希釈し、最終濃度の0.402 μMに到達し、10分間ローディングします。
    8. デュアル色素のローディングが終了したら、一連の写真を撮影して、電圧信号とカルシウム信号の両方が分析に適していることを確認します(2つの信号間に相互作用がない)。
  3. 光学マッピングと不整脈誘導
    注:光学マッピングは、収縮の停止と適切な色素のローディング後に開始され、心臓は上記の2.1(4)で説明した手順のように連続的に灌流されます。
    1. 励起光用の2つのLEDを点灯させ、適切な範囲で強度を調整します(照明と比較的簡単な撮影には十分な強度ですが、露出オーバーには堅牢すぎません)。
    2. 心臓を検出装置の下に置き、2つのLEDが適切に照らされていることを確認し、光点の直径を2cmに調整します。
    3. レンズから心臓までの作動距離を10cmに設定することで、サンプリングレートは約500Hz、空間分解能は1ピクセルあたり120 x 120 μmになります。
    4. 信号サンプリングソフトウェアを開き、カメラをデジタルで制御して、電圧信号とカルシウム信号を同時にキャプチャします。
    5. ミオペーサー電界刺激装置を起動し、ペーシングパターンをトランジスタトランジスタロジック(TTL)、各パルスのペーシング期間2ms、初期強度として0.3Vに設定します。
    6. 30 回の連続した 10 Hz S1 刺激を使用して、ECG 記録ソフトウェアによって駆動される心臓の拡張期電圧しきい値をテストします。1:1の捕捉が実現されるまで、電圧振幅を徐々に増やします(ECGモニターからのQRS波、活動電位(AP)、およびカルシウム過渡現象(CaT)信号を確認します)。
    7. 電圧閾値を決定した後、左心室 (LV) 頂点 (ELVA) の心外膜に取り付けられた一対の白金電極を使用して、拡張期電圧閾値の 2 倍の強度で心臓のペースを調整します。
    8. S1S1プロトコルを実装して、カルシウムまたは活動電位の代替および反発特性を測定します。基本サイクル長100msで連続して心臓のペースを調整し、50msに達するまで、次のシーケンスごとにサイクル長を10ms減らします。各エピソードには、2msのパルス幅を持つ30の連続した刺激が含まれています。同時に、刺激の前に光学マッピングを開始します(サンプリング時間には、~10の洞リズムとペーシング時間が含まれます)。
    9. S1S2 刺激プロトコルを使用して心室有効耐火期間 (ERP) を測定するには、S1S1 ペーシング サイクル長を 100 ms とし、S2 を 60 ms で結合し、S2 が異所性 QRS 複合体を捕捉できなくなるまで 2 ms ずつ減らします。
    10. 不整脈誘発の場合、50 Hzのバーストペーシング(パルス幅2msで50回の連続電気刺激)を永続的に行い、2秒の安静後に同じペーシングエピソードを実行します。
    11. 興味深い不整脈性心電図波が発生したときに同時光マッピング記録をすぐに開始できるように、連続的な高周波ペーシング期間中に心電図記録を注意深く観察します(ほとんどの不整脈は電気ペーシングによって誘発されるため、光信号はサンプリングされます重要な心臓イベントが失われた場合、バーストペーシングの2〜3秒前に)。
    12. EMCCDカメラ(サンプリングレート:500Hz、画素サイズ:64×64)による画像。
  4. データ解析
    1. 画像読み込みと信号処理
      1. [フォルダの選択]と[画像の読み込み]を押して、画像を画像取得ソフトウェアにロードし、前述のセットアップとプロトコルに従って半自動的に大量のビデオデータ分析を行います15,16。
      2. 正しいサンプリングパラメータ( ピクセルサイズ や フレームレートなど)を入力します。
      3. 手動入力でイメージのしきい値を設定し、関心領域 (ROI) を選択します。
      4. 3 x 3 ピクセルのガウス空間フィルター、Savitzky-Goaly フィルター、およびトップハット ベースライン補正を実装します。
      5. [画像の処理]を押してベースラインを削除し、APD80やCaTD50などの電気生理学的パラメータを計算します。
    2. 電気生理学的パラメータ解析
      1. APD80を計算するために、ピークでのAPDの開始時間と80%再分極(APD80)での終点を設定します。同様に、CaTDの開始時間はピークとして定義され、終点は80%の緩和として定義されます。
      2. 伝導速度(CV)の測定は、画素サイズと2つ以上の画素間の活動電位伝導時間に依存します。選択したすべてのピクセルから平均速度を計算します-これは選択した領域の平均伝導速度です。対応する等時性マップを同時に生成して、伝導方向を明確に表示します。
        注:O'Sheaら15 はCV測定を詳細に報告しています。
      3. オルタナンおよび不整脈の解析では、カルシウムオルタナンは、交互に現れる連続した大小のピーク振幅として定義されます。ピーク振幅比を使用して、周波数依存のオルタナン(1-A2 / A1)の重症度を評価します。心室頻拍(VT)などの複雑な不整脈を分析するためにフェーズマップを適用します。ローターが移動するにつれて、特定の領域にはっきりと現れるローターを探します。

結果

光学マッピングは、過去10年間、複雑な不整脈を研究する上で一般的なアプローチでした。光学マッピングのセットアップはEMCCDカメラで構成されており、各ピクセルで最大1,000Hzのサンプリングレートと74 x 74 μmの空間分解能を提供します。これにより、信号サンプリング時にかなり高い信号対雑音比が可能になります(図1)。ランゲンドルフ灌流された心臓が安定した状...

ディスカッション

私たちの経験から、マウスの心臓の二重色素光学マッピングを成功させるための鍵は、十分に準備された溶液と心臓、色素のローディング、最高のS/N比の達成、およびモーションアーチファクトの低減です。

溶液の調製
クレブス溶液は、心臓実験を成功させるために不可欠です。MgCl 2 と CaCl2 の原液 (1 mol/L) は、Mg 2+ と Ca2+ が CO3

開示事項

著者の誰一人として、宣言すべき利益相反はありません。

謝辞

本研究は、中国国家自然科学基金会(81700308からXOに、31871181からML、82270334からXTに)、四川省科学技術支援プログラム(CN)(2021YJ0206からXO、23ZYZYTS0433、2022YFS0607からXT、2022NSFSC1602からTC)、広西師範大学薬用資源化学分子工学国家重点実験室(CMEMR2017-B08からXO)、 MRC(G10031871181からML02647、G1002082、ML)、BHF(PG/14/80/31106、PG/16/67/32340、PG/12/21/29473、PG/11/59/29004 ML)、BHF CRE at Oxford(ML)助成金。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 μm syringe filterMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChinaN/ATo filter solution
15 mL centrifuge tubeGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011150
1 mL Pasteur pipetteBeijing Labgic Technology Co., Ltd. China00900026
1 mL SyringeB. Braun Medical Inc.YZB/GER-5474-2014
200 μL PCR tubeSangon Biotech Co., Ltd. Shanghai. ChinaF611541-0010Aliquote the stock solutions  to avoid repeated freezing and thawing
50 mL centrifuge tubeGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011500Store Tyrode's solution at 4 °C for follow-up heart isolation
585/40 nm filterChroma TechnologyN/AFilter for calcium signal
630 nm long-pass filterChroma TechnologyG15604AJFilter for voltage signal
Avertin (2,2,2-tribromoethanol)Sigma-Aldrich Poole, Dorset, United KingdomT48402-100GTo minimize suffering and pain reflex
BlebbistatinTocris Bioscience, Minneapolis, MN, United StatesSLBV5564Excitation-contraction uncoupler to  eliminate motion artifact during mapping
CaCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBK1794VFor Tyrode's solution
Custom-made thermostatic bathMappingLab, United KingdomTBC-2.1To keep temperature of perfusion solution
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma-Aldrich(RNBT7442)Solvent for dyes
Dumont forcepsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYAF030
ElectroMap softwareUniversity of BirminghamN/AQuantification of electrical parameters
EMCCD cameraEvolve 512 Delta, Photometrics, Tucson, AZ, United StatesA18G150001Acquire images for optical signals
ET525/36 sputter coated filterChroma Technology319106Excitation filter
GlucoseSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBT4811VFor Tyrode's solution
Heparin SodiumChengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd., Chengdu, China(H51021209)To prevent blood clots in the coronary artery
 Iris forcepsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYAA010
IsoproterenolMedChemExpress, Carlsbad, CA, United StatesHY-B0468/CS-2582
KClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBS5003For Tyrode's solution
MacroLEDCairn Research, Faversham, United Kingdom7355/7356The excitation light of fluorescence probes
MacroLED light sourceCairn Research, Faversham, United Kingdom7352Control the LEDs
Mayo scissorsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYBC010
MetaMorphMolecular DevicesN/AOptical signals sampling
MgCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesBCBS6841VFor Tyrode's solution
MICRO3-1401Cambridge Electronic Design limited, United KingdomM5337Connect the electrical stimulator and Spike2 software
MyoPacer EP field stimulatorIon Optix Co, Milton, MA, United StatesS006152Electric stimulator
NaClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBS2340VFor Tyrode's solution
NaH2PO4 Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesBCBW9042For Tyrode's solution
NaHCO3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBX3605For Tyrode's solution
NeuroLog SystemDigitimerNL905-229For ECG amplifier
OmapScope5MappingLab, United KingdomN/ACalcium alternans and arrhythmia analysis
Ophthalmic scissorsHuaian Teshen Medical Instruments Co., Ltd., Jiang Su, ChinaT4-3904
OptoSplitCairn Research, Faversham, United Kingdom6970Split the emission light for detecting Ca2+ and Vm  simultaneously
Peristalic pumpLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China,BT100-2JTo pump the solution
Petri dishBIOFILTCD010060
Pluronic F127Invitrogen, Carlsbad, CA, United States1899021To enhance the loading with Rhod2AM
RH237Thermo Fisher Scientifific, Waltham, MA, United States1971387Voltage-sensitive dye
Rhod-2 AMInvitrogen, Carlsbad, CA, United States1890519Calcium indicator
Silica gel tubeLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China,96402-16Connect with the peristaltic pump
Silk sutureYuankang Medical Instrument Co., Ltd.,Yangzhou, China20172650032To fix the aorta
Spike2Cambridge Electronic Design limited, United KingdomN/ATo record and analyze ECG data
Stimulation electrodeMappingLab, United KingdomSE1600-35-2020
T510lpxrChroma Technology312461For light source
T565lpxrChroma Technology321343For light source

参考文献

  1. Priori, S. G., Chen, S. R. Inherited dysfunction of sarcoplasmic reticulum Ca2+ handling and arrhythmogenesis. Circulation Research. 108 (7), 871-883 (2011).
  2. Goddard, C. A., et al. Physiological consequences of the P2328S mutation in the ryanodine receptor (RyR2) gene in genetically modified murine hearts. Acta Physiologica. 194 (2), 123-140 (2008).
  3. Sabir, I. N., et al. Alternans in genetically modified langendorff-perfused murine hearts modeling catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Frontiers in Physiology. 1, 126 (2010).
  4. Zhang, Y., Matthews, G. D., Lei, M., Huang, C. L. Abnormal Ca2+ homeostasis, atrial arrhythmogenesis, and sinus node dysfunction in murine hearts modeling RyR2 modification. Frontiers in Physiology. 4, 150 (2013).
  5. Leenhardt, A., et al. Catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia in children. A 7-year follow-up of 21 patients. Circulation. 91 (5), 1512-1519 (1995).
  6. Priori, S. G., et al. Mutations in the cardiac ryanodine receptor gene (hRyR2) underlie catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 103 (2), 196-200 (2001).
  7. Wehrens, X. H., et al. FKBP12.6 deficiency and defective calcium release channel (ryanodine receptor) function linked to exercise-induced sudden cardiac death. Cell. 113 (7), 829-840 (2003).
  8. Novak, A., et al. Functional abnormalities in iPSC-derived cardiomyocytes generated from CPVT1 and CPVT2 patients carrying ryanodine or calsequestrin mutations. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 19 (8), 2006-2018 (2015).
  9. Napolitano, C., Mazzanti, A., Bloise, R., Priori, S. G., Adam, M. P., et al. CACNA1C-related disorders. GeneReviews. , (1993).
  10. Makita, N., et al. Novel calmodulin mutations associated with congenital arrhythmia susceptibility. Circulation. Cardiovascular Genetics. 7 (4), 466-474 (2014).
  11. Gomez-Hurtado, N., et al. Novel CPVT-associated calmodulin mutation in CALM3 (CALM3-A103V) activates arrhythmogenic Ca waves and sparks. Circulation, Arrhythmia and Electrophysiology. 9 (8), (2016).
  12. Wleklinski, M. J., Kannankeril, P. J., Knollmann, B. C. Molecular and tissue mechanisms of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Journal of Physiology. 598 (14), 2817-2834 (2020).
  13. Neco, P., et al. Paradoxical effect of increased diastolic Ca2+ release and decreased sinoatrial node activity in a mouse model of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 126 (4), 392-401 (2012).
  14. Bogdanov, K. Y., Vinogradova, T. M., Lakatta, E. G. Sinoatrial nodal cell ryanodine receptor and Na(+)-Ca(2+) exchanger: molecular partners in pacemaker regulation. Circulation Research. 88 (12), 1254-1258 (2001).
  15. O'Shea, C., et al. ElectroMap: High-throughput open-source software for analysis and mapping of cardiac electrophysiology. Scientific Reports. 9 (1), 1389 (2019).
  16. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663 (2019).
  17. Choi, B. R., Salama, G. Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans. Journal of Physiology. 529, 171-188 (2000).
  18. Rybashlykov, D., Brennan, J., Lin, Z., Efimov, I. R., Syunyaev, R. Open-source low-cost cardiac optical mapping system. PLoS One. 17 (3), 0259174 (2022).
  19. Lucas-Lopez, C., et al. Absolute stereochemical assignment and fluorescence tuning of the small molecule tool, (-)-blebbistatin. European Journal of Organic Chemistry. 2005 (9), 1736-1740 (2005).
  20. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (11), 4816-4827 (2008).
  21. Jou, C., Spitzer, K., Tristani-Firouzi, M. Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart. Cellular Physiology & Biochemistry. 25 (4-5), 419-424 (2010).
  22. Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
  23. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663 (2019).
  24. He, S., et al. A dataset of dual calcium and voltage optical mapping in healthy and hypertrophied murine hearts. Scientific Data. 8 (1), 314 (2021).
  25. Lei, M., Huang, C. L. Cardiac arrhythmogenesis: a tale of two clocks. Cardiovascular Research. 116 (14), e205-e209 (2020).
  26. Mal Baudot, ., et al. Concomitant genetic ablation of L-type Cav1.3 α1D and T-type Cav3.1 α1G Ca2+ channels disrupts heart automaticity. Scientific Reports. 10 (1), 18906 (2020).
  27. Dai, W., et al. ZO-1 regulates intercalated disc composition and atrioventricular node conduction. Circulation Research. 127 (2), e28-e43 (2020).
  28. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex1. European Heart Journal. 36 (11), 686-697 (2015).
  29. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  30. Yang, B., et al. Ventricular SK2 upregulation following angiotensin II challenge: Modulation by p21-activated kinase-1. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 164, 110-125 (2022).
  31. Dong, R., et al. A protocol for dual calcium-voltage optical mapping in murine sinoatrial preparation with optogenetic pacing. Frontiers in Physiology. 10, 954 (2019).
  32. He, S., et al. A protocol for transverse cardiac slicing and optical mapping in murine heart. Frontiers in Physiology. 10, 755 (2019).
  33. Hoeker, G. S., Katra, R. P., Wilson, L. D., Plummer, B. N., Laurita, K. R. Spontaneous calcium release in tissue from the failing canine heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1235-H1242 (2009).
  34. Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 280 (5), H2053-H2060 (2001).
  35. Johnson, P. L., Smith, W., Baynham, T. C., Knisley, S. B. Errors caused by combination of Di-4 ANEPPS and Fluo3/4 for simultaneous measurements of transmembrane potentials and intracellular calcium. Annals of Biomedical Engineering. 27 (4), 563-571 (1999).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

JoVE 202

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved