JoVE Logo

로그인

JoVE 비디오를 활용하시려면 도서관을 통한 기관 구독이 필요합니다. 전체 비디오를 보시려면 로그인하거나 무료 트라이얼을 시작하세요.

기사 소개

  • 요약
  • 초록
  • 서문
  • 프로토콜
  • 결과
  • 토론
  • 공개
  • 감사의 말
  • 자료
  • 참고문헌
  • 재인쇄 및 허가

요약

이 프로토콜은 높은 시간 및 공간 분해능으로 막관통 전압 및 세포 내 Ca2+ 과도 현상의 전기 생리학적 측정을 포함하여 카테콜아민성 다형성 심실 빈맥의 영향을 받는 야생형 및 녹인 동물에서 얻은 마우스 심장의 이중 염료 광학 매핑을 소개합니다.

초록

부정맥성 심장 질환인 카테콜아민성 다형성 심실 빈맥(CPVT)은 신체 활동, 스트레스 또는 카테콜아민 챌린지 후 다형성 심실 빈맥 에피소드로 나타나며, 잠재적으로 치명적인 심실 세동으로 악화될 수 있습니다. 마우스 심장은 CPVT를 포함한 유전성 심장 부정맥 질환을 모델링하는 데 널리 사용되는 종입니다. Langendorff 관류된 쥐 심장의 막관통 전위(Vm)와 칼슘 과도성(CaT)의 동시 광학 매핑은 부정맥 발생의 기전을 밝힐 수 있는 잠재력을 가지고 있습니다. 세포 수준 조사와 비교하여 광학 매핑 기술은 활성화, 전도 속도, 활동 전위 지속 시간 및 CaT 지속 시간 결정과 같은 일부 전기 생리학적 매개변수를 테스트할 수 있습니다. 이 논문은 이소프로테레놀 챌린지 전과 도중에 프로그래밍된 전기 페이싱과 결합된 쥐 야생형 및 이형접합 RyR2-R2474S/+ 심장에서 CaT 및 Vm의 고처리량 광학 매핑을 위한 기기 설정 및 실험 절차를 제시합니다. 이 접근법은 생체 외 마우스 심장 제제에서 CPVT 질환을 기계적으로 연구하기 위한 실현 가능하고 신뢰할 수 있는 방법을 입증했습니다.

서문

유전성 심장 질환 카테콜아민성 다형성 심실 빈맥(CPVT)은 신체 활동, 스트레스 또는 카테콜아민 챌린지 후 다형성 심실 빈맥(PVT) 에피소드로 나타나며, 잠재적으로 치명적인 심실세동으로 악화될 수 있습니다 1,2,3,4 . 1995년 임상 증후군으로 처음 보고된 이후 최근의 증거는 7개의 유전자에 돌연변이가 있음을 시사했으며, 모두 이 상태에서 근질 망상(SR) 저장 Ca 2+ 방출에 관여했습니다: 가장 빈번하게 보고된 RYR2 인코딩 리아노딘 수용체 2(RyR2)의 Ca2+ 방출 채널5,6, FKBP12.67, CASQ2 인코딩 심장 calsequestrin8, TRDN 접합 SR 단백질 트리아딘9 및 CALM1 9, CALM2 10 및 CALM3 칼모듈린11,12를 동일하게 인코딩하는 인코딩. 이러한 유전형 패턴은 부정맥 사건을 SR 저장소 Ca2+12의 조절되지 않은 병리학적 방출에 기인합니다.

SR로부터의 자발적인 Ca 2+ 방출은 Ca 2+ 스파크 또는 Ca 2+ 파동으로 감지될 수 있으며, 이는 Na+/Ca 2+ 교환기(NCX)를 활성화합니다. 3 Na+에 대한 1 Ca의교환기 2 +는 내부 전류를 생성하여 이완기 탈분극을 가속화하고 멤브레인 전압을 활동 전위 (AP)의 임계 값으로 구동합니다. RyR2 knock-in 마우스에서, 동방 결절(SAN)에서 RyR2R4496C의 증가된 활성은 이완기 동안 I, Ca, L 및 SR Ca 2+ 고갈의 Ca2+ 의존적 감소에 의해 SAN 자동성의 예상치 못한 감소를 초래하여, CPVT 환자에서 SAN 기능 장애에 기여하는 세포 내 병태생리학적 변화를 확인한다13,14. 관련 심근세포 세포질 Ca 2+ 파의 발생은 이소프로테레놀(ISO)을 포함한 카테콜아민에 의한 RyR 감작 후 배경 세포질[Ca2+]의 증가에 따라 발생할 가능성이 더 높습니다.

온전한 심장 CPVT 모델에서 관찰된 심실 부정맥의 원인이 될 수 있는 활동 전위(AP) 활성화에 대한 반응으로 RyR2 매개 Ca 2+ 방출에 따른 Ca2+ 신호의 자세한 역학적 변화는 보고된 RyR2 유전자형12의 전체 범위에 대해 결정되어야 합니다. 이 논문은 이소프로테레놀 챌린지 전후에 프로그래밍된 전기 페이싱과 결합된 쥐 야생형(WT) 및 이형접합 RyR2-R2474S/+ 심장에서 Ca2+ 신호 및 막관통 전위(V, m)의 고처리량 매핑을 위한 기기 설정 및 실험 절차를 제시합니다. 이 프로토콜은 분리된 마우스 심장에서 CPVT 질병의 기계론적 연구를 위한 방법을 제공합니다.

프로토콜

실험에는 10주 내지 14주령의 수컷 야생형 마우스 또는 무게가 20-25g인 RyR2-R2474S/+ 마우스(C57BL/6 배경)가 사용되었다. 모든 절차는 기관이 운영되는 국가 지침에 따라 중국 쓰촨성 사우스웨스트 의과대학의 동물 관리 및 사용 위원회(승인 번호:20160930)의 승인을 받았습니다.

1. 준비

  1. 스톡 솔루션
    1. 블레비스타틴 원액: 100% 디메틸설폭사이드(DMSO) 1mL를 (-) 블레비스타틴 분말 2.924mg이 함유된 원래 플라스크에 넣어 10mM의 농도에 도달합니다.
    2. 전압 표시기 RH237 원액: 원래 플라스크에 100% DMSO 1mL를 RH237 분말 1mg과 함께 첨가하여 2.01mM의 농도를 달성합니다.
    3. 칼슘 지시약 Rhod-2 AM 원액: 100% DMSO 1mL를 Rhod-2 AM 분말 1mg에 첨가하여 0.89mM 농도에 도달합니다.
    4. Pluronic F127 원액: 100% DMSO 1mL를 Pluronic F127 200mg에 첨가하여 20% w/v(0.66mM)의 농도에 도달합니다.
    5. 반복적인 동결 및 해동을 방지하기 위해 단일 또는 이중 사용을 위해 21-51 μL(RH237 21μL, Rhod-2 AM 31μL, blebbistatin 51μL)의 200μL PCR 튜브에 원액을 분주합니다. 그런 다음 용액을 알루미늄 호일로 싸서 상온의 어두운 방에 배치한 Pluronic F20 원액을 제외하고 -127°C에서 보관합니다.
  2. 관류 용액
    1. 크렙스 용액(mM): 크렙스 용액 1L(NaCl 119, NaHCO3 25, NaH2PO41.0, KCl 4.7, MgCl2 1.05, CaCl2 1.35 및 포도당 10)를 준비합니다.
    2. 0.22 μm 무균 바늘 필터로 용액을 여과하고 95 % O2 / 5 %CO2로 산소를 공급하십시오.
    3. 40mL의 Krebs 용액을 50mL 원심 튜브에 넣고 후속 심장 격리를 위해 4°C에서 보관합니다.
  3. Langendorff 관류 시스템 및 광학 매핑 장치
    1. Langendorff 관류 시스템을 설정합니다.
      1. 수조를 켜고 온도를 37°C로 설정합니다.
      2. Langendorff 관류 시스템을 탈이온수 1L로 세척합니다.
      3. 흡입관에서 용액을 관류하고 유출 속도를 3.5-4mL/분으로 조정합니다. 그런 다음 37°C에서 O 2/CO2(95%/5%) 가스로 관류액에 산소를 공급합니다.
        알림: 관류 시스템에는 기포가 허용되지 않습니다.
    2. 광학 매핑 시스템을 준비합니다.
      1. 전자 곱셈 전하 결합 장치(EMCCD) 카메라(512픽셀 × 512픽셀), 렌즈(40배 확대), 파장 분할기 LED(발광 다이오드), 심전도(ECG) 모니터 및 자극 전극을 설치합니다(그림 1).
      2. 렌즈에서 심장 위치까지 적절한 작동 거리를 조정하십시오.
      3. 균일한 조명을 위해 자동 온도 조절 수조의 대각선 위치에 두 개의 LED를 배치하여 여기광을 생성하기 위한 530nm의 파장을 제공합니다. ET525/50 스퍼터 코팅 필터를 사용하여 LED의 대역 외 조명을 제거합니다.
      4. 핸들 스위치를 조정하여 대상 표면의 동일한 정사각형을 달성하여 전압 및 칼슘 이미지가 획득 인터페이스에 적절하게 나타나도록 합니다.
      5. 전압 또는 칼슘 신호의 누출을 방지하기 위해 렌즈의 조리개를 최대 직경으로 돌립니다.
      6. 카메라 렌즈는 자동 온도 조절 수조에 미세한 작동 거리를 제공하므로 적절한 높이로 조정하며 대부분 10cm가 사용됩니다.
      7. -50°C에서 안정적인 샘플링 온도를 위해 카메라를 켭니다.

2. 절차

  1. 쥐 심장 채취, 캐뉼레이션 및 관류
    1. 동물에게 아베르틴 용액(1.2%, 0.5-0.8mL)과 헤파린(200단위)을 복강내 주사하여 고통과 통증 반사를 최소화하고 혈전 형성을 예방합니다. 15분 후 자궁경부 탈구로 동물을 희생시킵니다.
    2. 가위로 가슴을 열고 심장을 조심스럽게 채취하여 차가운 크렙스 용액(4°C, 95% O2, 5%CO2)에 넣어 신진대사를 늦추고 심장을 보호합니다.
    3. 대동맥 주변 조직을 제거하고 맞춤형 캐뉼레이션 바늘(외경: 0.8mm, 내경: 0.6mm, 길이: 27mm)을 사용하여 대동맥을 캐뉼레이션하고 4-0 실크 봉합사로 고정합니다.
    4. Langendorff 시스템으로 심장에 3.5-4.0mL/분의 일정한 속도로 관류하고 온도를 37 ± 1 °C로 유지합니다.
      참고: 모든 후속 절차는 이 조건에서 수행됩니다.
    5. 작은 플라스틱 튜브(직경 0.7mm, 길이 20mm)를 좌심실에 삽입하여 챔버의 용액 혼잡을 해제하여 과부하를 방지합니다.
  2. excitation-contraction 및 dual-dye loading의 Uncoupler
    1. 두 개의 리드를 수조의 관류수에 넣고 ECG 증폭기 상자와 전기 자극 컨트롤러의 전원을 켠 다음 참조된 ECG 소프트웨어를 시작하고 ECG를 지속적으로 모니터링합니다.
    2. 심장이 안정된 상태에 도달하면 어둠 속에서 후속 단계를 수행합니다(심장이 ~400bpm에서 리드미컬하게 뛰고 있음).
    3. 50μL의 10mM 블레비스타틴 원액과 50mL의 크렙스 용액을 혼합하여 10μM의 농도에 도달합니다. 블레비스타틴-크렙스 용액 혼합물을 10분 동안 심장에 지속적으로 관류하여 흥분으로 인한 수축을 분리하고 촬영 중 수축 아티팩트를 방지합니다.
    4. 수축이 염료 로딩 품질에 영향을 미치기 때문에 빨간색 손전등을 사용하여 심장 수축이 완전히 멈췄는지 확인하십시오.
    5. 여기-수축을 분리한 후 50mL의 Krebs 용액에 15μL의 Rhod-2 AM 원액과 15μL의 Pluronic F127 원액을 혼합하여 0.267μM Rhod-2 AM 및 0.198μM Pluronic F127의 최종 농도를 얻습니다. 그런 다음 Langendorff 관류 시스템에서 Rhod-2 AM 작동 용액으로 15분 동안 심장을 지속적으로 관류합니다.
    6. 세포 내 칼슘 염료 로딩 중에 산소 공급을 유지하십시오. Pluronic F127에서는 기포가 쉽게 형성되기 때문에 관류 시스템에 기포 트랩을 삽입하여 관상 동맥의 가스 색전술을 방지합니다.
    7. RH237 원액 10μL를 관류액 50mL에 희석하여 0.402μM의 최종 농도에 도달하고 10분 동안 로딩을 수행합니다.
    8. 이중 염료 로딩이 끝나면 일련의 사진을 찍어 전압 및 칼슘 신호가 모두 분석에 적합한지 확인합니다(두 신호 간의 상호 작용 없음).
  3. 광학 매핑 및 부정맥 유도
    참고: 광학 매핑은 수축 중단 및 적절한 염료 로딩 후에 시작되며 심장은 위의 2.1(4)에서 설명한 단계에서와 같이 연속적으로 관류됩니다.
    1. 여기 조명을 위해 두 개의 LED를 켜고 적절한 범위(조명과 비교적 간단한 촬영에 충분히 강하지만 과다 노출에 너무 강하지 않음)에서 강도를 조정합니다.
    2. 심장을 감지 장치 아래에 놓고 두 개의 LED가 적절하게 비추는지 확인한 다음 광점 직경을 2cm로 조정합니다.
    3. 렌즈에서 심장까지의 working distance를 10cm로 설정하여 거의 500Hz의 샘플링 속도와 픽셀당 120 x 120μm의 공간 해상도를 제공합니다.
    4. 신호 샘플링 소프트웨어를 열어 카메라를 디지털 방식으로 제어하여 전압과 칼슘 신호를 동시에 캡처합니다.
    5. myopacer 필드 자극기를 시작하고 TTL(Transistor Transistor Logic)에서 페이싱 패턴, 각 펄스에 대한 2ms 페이싱 지속 시간, 초기 강도로 0.3V를 설정합니다.
    6. 30개의 연속 10Hz S1 자극을 사용하여 ECG 기록 소프트웨어로 구동되는 심장의 이완기 전압 임계값을 테스트합니다. 점차적으로 증가tage amp1:1 캡처가 실현될 때까지 위폭을 조정합니다(ECG 모니터의 QRS 파동, 활동 전위(AP) 및 칼슘 과도 상태(CaT) 신호 확인).
    7. 전압 임계값을 결정한 후 좌심실(LV) 정점(ELVA)의 심외막에 부착된 한 쌍의 백금 전극을 사용하여 이완기 전압 임계값의 2배 강도로 심장 속도를 조절합니다.
    8. S1S1 프로토콜을 구현하여 칼슘 또는 활동 전위 대체 물질 및 회복 특성을 측정합니다. 100ms의 기본 주기 길이로 심장을 연속적으로 페이스를 조절하고 50ms에 도달할 때까지 다음 시퀀스마다 주기 길이의 10ms를 줄입니다. 각 에피소드에는 2ms 펄스 폭의 30개의 연속 자극이 포함됩니다. 동시에 자극 전에 광학 매핑을 시작합니다(샘플링 시간에는 ~10개의 부비동 리듬 및 페이싱 기간이 포함됨).
    9. S1S2 자극 프로토콜을 사용하여 심실 유효 불응 기간(ERP)을 측정하려면 S1S1 페이싱 주기 길이 100ms로 시작하여 S2가 이소성 QRS 복합체를 포착하지 못할 때까지 2ms 단계 감소로 60ms에서 S2가 결합됩니다.
    10. 부정맥 유도의 경우 영구 50Hz 버스트 페이싱(2ms 펄스 폭으로 50회 연속 전기 자극)을 수행하고 2초 간격의 휴식 후 동일한 페이싱 에피소드를 수행합니다.
    11. 흥미로운 부정맥 ECG 파동이 생성될 때 동시 광학 매핑 기록이 즉시 시작될 수 있도록 연속 고주파 페이싱 기간 동안 ECG 기록을 주의 깊게 관찰하십시오(대부분의 심장 부정맥은 전기 페이싱에 의해 유도되기 때문에 광학 신호는 samp중요한 심장 사건을 잃는 경우 버스트 페이싱 2-3초 전에).
    12. EMCCD 카메라를 사용한 이미지(샘플링 속도: 500Hz, 픽셀 크기: 64 x 64).
  4. 데이터 분석
    1. 이미지 로딩 및 신호 처리
      1. 폴더 선택 이미지 로드를 눌러 앞서 설명한 설정 및 프로토콜에 따라 반자동 대용량 비디오 데이터 분석을 위해 이미지 수집 소프트웨어에 이미지를 로드합니다15,16.
      2. 올바른 샘플링 매개변수(예: Pixel Size Framerate)를 입력합니다.
      3. 수동 입력으로 이미지 임계값을 설정하고 관심 영역(ROI)을 선택합니다.
      4. 3 x 3 픽셀 가우스 공간 필터, 사비츠키-골리 필터, top-hat 기준선 보정을 구현합니다.
      5. 영상 처리를 눌러 기준선을 제거하고 APD80 및 CaTD50과 같은 전기생리학적 파라미터를 계산합니다.
    2. 전기생리학적 파라미터 분석
      1. APD80 계산을 위해 피크에서 APD의 시작 시간을 설정하고 80% 재분극(APD80)에서 단자점을 설정합니다. 마찬가지로 CaTD 시작 시간은 피크로 정의되고 터미널 포인트는 80% 완화로 정의됩니다.
      2. 전도 속도(CV)의 측정은 픽셀 크기와 두 픽셀 이상의 활동 전위 전도 시간에 따라 달라집니다. 선택한 모든 픽셀의 평균 속도를 계산합니다 - 이것은 선택한 영역의 평균 전도 속도입니다. 전도 방향을 명확하게 볼 수 있도록 해당 등시간 맵을 동시에 생성합니다.
        참고: O'Shea et al.15 는 CV 측정을 자세히 보고했습니다.
      3. alternans 및 부정맥 분석의 경우, calcium alternans는 번갈아 나타나는 연속적인 크고 작은 피크 진폭으로 정의됩니다. 피크 진폭 비율을 사용하여 주파수 종속 교류(1-A2/A1)의 심각도를 평가합니다. 심실 빈맥(VT)과 같은 복잡한 부정맥을 분석하기 위해 위상 맵을 적용합니다. 로터가 이동할 때 특정 영역에 뚜렷하게 나타나는 로터를 찾습니다.

결과

광학 매핑은 지난 10년 동안 복잡한 심장 부정맥을 연구하는 데 널리 사용되는 접근 방식이었습니다. 광학 매핑 설정은 EMCCD 카메라로 구성되며 각 픽셀에 대해 최대 1,000Hz의 샘플링 속도와 74 x 74μm의 공간 분해능을 제공합니다. 이를 통해 신호 샘플링 중에 다소 높은 신호 잡음비를 구현할 수 있습니다(그림 1). 랑겐도르프 관류된 심장이 안정된 상태에 도달하고 염료 로딩이 ...

토론

우리의 경험에 비추어 볼 때, 쥐 심장의 성공적인 이중 염료 광학 매핑의 핵심은 잘 준비된 솔루션과 심장, 염료 로딩, 최상의 신호 대 잡음비 달성 및 모션 아티팩트 감소입니다.

용액의 준비
크렙스 용액은 성공적인 심장 실험에 필수적입니다. MgCl 2 CaCl 2 원액 (1 mol / L)은 수분 흡수를 고려하여 미리 준비되고 다른 모?...

공개

저자 중 누구도 선언할 이해 상충이 없습니다.

감사의 말

이 연구는 중국 국립 자연 과학 재단 (81700308에서 XO로, 31871181에서 ML로, 82270334에서 XT로), 쓰촨성 과학 기술 지원 프로그램 (CN) (2021YJ0206 - XO, 23ZYZYTS0433 및 2022YFS0607 - XT, 2022NSFSC1602 - TC) 및 의약 자원의 화학 및 분자 공학을 위한 국가 핵심 연구소 (광시 사범 대학) (CMEMR2017-B08 - XO)의 지원을 받습니다. MRC(G10031871181 to ML02647, G1002082, ML), BHF(PG/14/80/31106, PG/16/67/32340, PG/12/21/29473, PG/11/59/29004 ML), BHF CRE at Oxford(ML) 보조금.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 μm syringe filterMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co., Ltd., Shanghai, ChinaN/ATo filter solution
15 mL centrifuge tubeGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011150
1 mL Pasteur pipetteBeijing Labgic Technology Co., Ltd. China00900026
1 mL SyringeB. Braun Medical Inc.YZB/GER-5474-2014
200 μL PCR tubeSangon Biotech Co., Ltd. Shanghai. ChinaF611541-0010Aliquote the stock solutions  to avoid repeated freezing and thawing
50 mL centrifuge tubeGuangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd. ChinaCFT011500Store Tyrode's solution at 4 °C for follow-up heart isolation
585/40 nm filterChroma TechnologyN/AFilter for calcium signal
630 nm long-pass filterChroma TechnologyG15604AJFilter for voltage signal
Avertin (2,2,2-tribromoethanol)Sigma-Aldrich Poole, Dorset, United KingdomT48402-100GTo minimize suffering and pain reflex
BlebbistatinTocris Bioscience, Minneapolis, MN, United StatesSLBV5564Excitation-contraction uncoupler to  eliminate motion artifact during mapping
CaCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBK1794VFor Tyrode's solution
Custom-made thermostatic bathMappingLab, United KingdomTBC-2.1To keep temperature of perfusion solution
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Sigma-Aldrich(RNBT7442)Solvent for dyes
Dumont forcepsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYAF030
ElectroMap softwareUniversity of BirminghamN/AQuantification of electrical parameters
EMCCD cameraEvolve 512 Delta, Photometrics, Tucson, AZ, United StatesA18G150001Acquire images for optical signals
ET525/36 sputter coated filterChroma Technology319106Excitation filter
GlucoseSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBT4811VFor Tyrode's solution
Heparin SodiumChengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd., Chengdu, China(H51021209)To prevent blood clots in the coronary artery
 Iris forcepsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYAA010
IsoproterenolMedChemExpress, Carlsbad, CA, United StatesHY-B0468/CS-2582
KClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBS5003For Tyrode's solution
MacroLEDCairn Research, Faversham, United Kingdom7355/7356The excitation light of fluorescence probes
MacroLED light sourceCairn Research, Faversham, United Kingdom7352Control the LEDs
Mayo scissorsMedical equipment factory of Shanghai Medical Instruments Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaYBC010
MetaMorphMolecular DevicesN/AOptical signals sampling
MgCl2Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesBCBS6841VFor Tyrode's solution
MICRO3-1401Cambridge Electronic Design limited, United KingdomM5337Connect the electrical stimulator and Spike2 software
MyoPacer EP field stimulatorIon Optix Co, Milton, MA, United StatesS006152Electric stimulator
NaClSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBS2340VFor Tyrode's solution
NaH2POSigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesBCBW9042For Tyrode's solution
NaHCO3Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, United StatesSLBX3605For Tyrode's solution
NeuroLog SystemDigitimerNL905-229For ECG amplifier
OmapScope5MappingLab, United KingdomN/ACalcium alternans and arrhythmia analysis
Ophthalmic scissorsHuaian Teshen Medical Instruments Co., Ltd., Jiang Su, ChinaT4-3904
OptoSplitCairn Research, Faversham, United Kingdom6970Split the emission light for detecting Ca2+ and Vm  simultaneously
Peristalic pumpLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China,BT100-2JTo pump the solution
Petri dishBIOFILTCD010060
Pluronic F127Invitrogen, Carlsbad, CA, United States1899021To enhance the loading with Rhod2AM
RH237Thermo Fisher Scientifific, Waltham, MA, United States1971387Voltage-sensitive dye
Rhod-2 AMInvitrogen, Carlsbad, CA, United States1890519Calcium indicator
Silica gel tubeLonger Precision Pump Co., Ltd., Baoding, China,96402-16Connect with the peristaltic pump
Silk sutureYuankang Medical Instrument Co., Ltd.,Yangzhou, China20172650032To fix the aorta
Spike2Cambridge Electronic Design limited, United KingdomN/ATo record and analyze ECG data
Stimulation electrodeMappingLab, United KingdomSE1600-35-2020
T510lpxrChroma Technology312461For light source
T565lpxrChroma Technology321343For light source

참고문헌

  1. Priori, S. G., Chen, S. R. Inherited dysfunction of sarcoplasmic reticulum Ca2+ handling and arrhythmogenesis. Circulation Research. 108 (7), 871-883 (2011).
  2. Goddard, C. A., et al. Physiological consequences of the P2328S mutation in the ryanodine receptor (RyR2) gene in genetically modified murine hearts. Acta Physiologica. 194 (2), 123-140 (2008).
  3. Sabir, I. N., et al. Alternans in genetically modified langendorff-perfused murine hearts modeling catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Frontiers in Physiology. 1, 126 (2010).
  4. Zhang, Y., Matthews, G. D., Lei, M., Huang, C. L. Abnormal Ca2+ homeostasis, atrial arrhythmogenesis, and sinus node dysfunction in murine hearts modeling RyR2 modification. Frontiers in Physiology. 4, 150 (2013).
  5. Leenhardt, A., et al. Catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia in children. A 7-year follow-up of 21 patients. Circulation. 91 (5), 1512-1519 (1995).
  6. Priori, S. G., et al. Mutations in the cardiac ryanodine receptor gene (hRyR2) underlie catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 103 (2), 196-200 (2001).
  7. Wehrens, X. H., et al. FKBP12.6 deficiency and defective calcium release channel (ryanodine receptor) function linked to exercise-induced sudden cardiac death. Cell. 113 (7), 829-840 (2003).
  8. Novak, A., et al. Functional abnormalities in iPSC-derived cardiomyocytes generated from CPVT1 and CPVT2 patients carrying ryanodine or calsequestrin mutations. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 19 (8), 2006-2018 (2015).
  9. Napolitano, C., Mazzanti, A., Bloise, R., Priori, S. G., Adam, M. P., et al. CACNA1C-related disorders. GeneReviews. , (1993).
  10. Makita, N., et al. Novel calmodulin mutations associated with congenital arrhythmia susceptibility. Circulation. Cardiovascular Genetics. 7 (4), 466-474 (2014).
  11. Gomez-Hurtado, N., et al. Novel CPVT-associated calmodulin mutation in CALM3 (CALM3-A103V) activates arrhythmogenic Ca waves and sparks. Circulation, Arrhythmia and Electrophysiology. 9 (8), (2016).
  12. Wleklinski, M. J., Kannankeril, P. J., Knollmann, B. C. Molecular and tissue mechanisms of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Journal of Physiology. 598 (14), 2817-2834 (2020).
  13. Neco, P., et al. Paradoxical effect of increased diastolic Ca2+ release and decreased sinoatrial node activity in a mouse model of catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia. Circulation. 126 (4), 392-401 (2012).
  14. Bogdanov, K. Y., Vinogradova, T. M., Lakatta, E. G. Sinoatrial nodal cell ryanodine receptor and Na(+)-Ca(2+) exchanger: molecular partners in pacemaker regulation. Circulation Research. 88 (12), 1254-1258 (2001).
  15. O'Shea, C., et al. ElectroMap: High-throughput open-source software for analysis and mapping of cardiac electrophysiology. Scientific Reports. 9 (1), 1389 (2019).
  16. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663 (2019).
  17. Choi, B. R., Salama, G. Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans. Journal of Physiology. 529, 171-188 (2000).
  18. Rybashlykov, D., Brennan, J., Lin, Z., Efimov, I. R., Syunyaev, R. Open-source low-cost cardiac optical mapping system. PLoS One. 17 (3), 0259174 (2022).
  19. Lucas-Lopez, C., et al. Absolute stereochemical assignment and fluorescence tuning of the small molecule tool, (-)-blebbistatin. European Journal of Organic Chemistry. 2005 (9), 1736-1740 (2005).
  20. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49 (11), 4816-4827 (2008).
  21. Jou, C., Spitzer, K., Tristani-Firouzi, M. Blebbistatin effectively uncouples the excitation-contraction process in zebrafish embryonic heart. Cellular Physiology & Biochemistry. 25 (4-5), 419-424 (2010).
  22. Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
  23. O'Shea, C., et al. High-throughput analysis of optical mapping data using ElectroMap. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59663 (2019).
  24. He, S., et al. A dataset of dual calcium and voltage optical mapping in healthy and hypertrophied murine hearts. Scientific Data. 8 (1), 314 (2021).
  25. Lei, M., Huang, C. L. Cardiac arrhythmogenesis: a tale of two clocks. Cardiovascular Research. 116 (14), e205-e209 (2020).
  26. Mal Baudot, ., et al. Concomitant genetic ablation of L-type Cav1.3 α1D and T-type Cav3.1 α1G Ca2+ channels disrupts heart automaticity. Scientific Reports. 10 (1), 18906 (2020).
  27. Dai, W., et al. ZO-1 regulates intercalated disc composition and atrioventricular node conduction. Circulation Research. 127 (2), e28-e43 (2020).
  28. Glukhov, A. V., et al. Calsequestrin 2 deletion causes sinoatrial node dysfunction and atrial arrhythmias associated with altered sarcoplasmic reticulum calcium cycling and degenerative fibrosis within the mouse atrial pacemaker complex1. European Heart Journal. 36 (11), 686-697 (2015).
  29. Torrente, A. G., et al. Burst pacemaker activity of the sinoatrial node in sodium-calcium exchanger knockout mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (31), 9769-9774 (2015).
  30. Yang, B., et al. Ventricular SK2 upregulation following angiotensin II challenge: Modulation by p21-activated kinase-1. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 164, 110-125 (2022).
  31. Dong, R., et al. A protocol for dual calcium-voltage optical mapping in murine sinoatrial preparation with optogenetic pacing. Frontiers in Physiology. 10, 954 (2019).
  32. He, S., et al. A protocol for transverse cardiac slicing and optical mapping in murine heart. Frontiers in Physiology. 10, 755 (2019).
  33. Hoeker, G. S., Katra, R. P., Wilson, L. D., Plummer, B. N., Laurita, K. R. Spontaneous calcium release in tissue from the failing canine heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 297 (4), H1235-H1242 (2009).
  34. Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 280 (5), H2053-H2060 (2001).
  35. Johnson, P. L., Smith, W., Baynham, T. C., Knisley, S. B. Errors caused by combination of Di-4 ANEPPS and Fluo3/4 for simultaneous measurements of transmembrane potentials and intracellular calcium. Annals of Biomedical Engineering. 27 (4), 563-571 (1999).

재인쇄 및 허가

JoVE'article의 텍스트 или 그림을 다시 사용하시려면 허가 살펴보기

허가 살펴보기

더 많은 기사 탐색

JoVE202

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

개인 정보 보호

이용 약관

정책

연구

교육

JoVE 소개

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. 판권 소유