Name: complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
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This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

注：ラットの使用を含むすべての実験手順は、デューク大学の動物実験委員会によって承認されたプロトコルに従って行われた。 気管挿管カニューレの作製<ol><li>ペンチを切断と2インチ14のG angiocathether針の針端をカット。 </li><li>針の内腔がラジオペンチで閉じピンチ。 </li><li>ペンチ、オープンルーメン部のエッジまで挟持部を切断し、次いで、30で残りの端部の両側縁をカット - 針縁に対して45°の角度。 </li><li>ストレートスリップジョイントプライヤーのオープンエリアにカニューレの4ミリメートルとわずかに上向きの曲線が最後に形成されるまで上向きに引っ張る - ボトム3を配置します。 注：これは気管（ 図1）にカテーテルを演出容易にするであろう。 </li><li>カニューレの最後で縁を下に滑らかにするために細かいサンドペーパーを使用してください。 </li><li&gt;血管カテーテルチューブに鈍化楽器を返します。チューブは鈍化針より少し短いことを確認してください。 </li></ol> 2.手術前の手順<ol><li>動作領域にわたって10倍の倍率に設定されて手術用顕微鏡を配置することによって、手続きのためにサイトを設定します。 </li><li>動作領域での温暖化パッドを配置し、クリーンな吸収パッドでカバーしています。 </li><li>手術野の近くに心拍数及び血液酸素モニタをセットアップする。 </li><li>重量ベースの薬剤の服用（ 例えば、術後の鎮痛剤、抗生物質、またはリンパ球枯渇抗体）のためにラットを秤量する。 注： - 450gの典型的な成体ラットは、350の間で重量を量る。 </li><li>誘導チャンバーを用いて気化し、3％イソフルランO 2（3 L /分）と落ち着いたラットは、活性炭を含有する廃棄麻酔掃気システムにベント。気管内挿管のために必要な深い麻酔を提供するために、麻酔誘導のために5分を許可する。 </li><li>挿管や手術を進める前に皮下ラットにカルプロフェンまたはMeloxicane（4.4ミリグラム/ kg）を管理します。 </li><li>挿管前に麻酔したラットの首と胸を剃るために電気バリカンを使用してください。 </li></ol> 3.挿管<ol><li>挿管カニューレの先端に潤滑少量（ 例えば、KYゲル）を擦って挿管のセットアップを準備します。コネクタチューブを通してイソフルランガスの流れを開始するために人工呼吸器の電源をオンにします。 </li><li>挿管装置にラットを移し、その上側切歯（ 図2A）によって金属棒にラットを一時停止する。 メモ：一部の挿管装置は、オンラインで購入することができます。ここに示したモデルは、ブタンのトーチを用いて2×4インチの腰部片の切片の周囲に成形アクリル板を使用した自家製であり、補強材をクロロホルムで取り付けられている。バー（又は金属ワイヤ）はsの上に配置されたマスキングテープの上に穴を穿孔することによって取り付けられている分裂やクラックを防止するためのアクリルのIDE。 </li><li>首（ 図2B）の腹側表面2からセンチメートル-柔軟な高輝度光源1を配置することによって、ラットの首をトランスは、照らす。 </li><li>優しく上向きと下の歯の側に舌を引っ張って生徒標準パターン鉗子のペアを使用してください。片手の親指と人差し指の間に把持舌を舌の下側端部に対して鉗子の一方の側の平坦な内側面を配置している。を押して、腹側に喉頭（ 図2C）の喉頭蓋と開口部を露出させる。 </li><li>声帯を視覚化し、血管カテーテルのハブが切歯に触れるまで気管内にオープン声門を通して前方に挿管カニューレの上向き、平滑化終了を導く。 </li><li>金属スタイレットを取り外し、イソフルランで換気を開始するために血管カテーテル口に麻酔チューブを取り付けます。 注：典型的な酸素FLO人工呼吸器のワット率は3％イソフルラン3 L /分である。 <ol><li> 14 mmHgの - 〜12の圧力を達成し、ボリューム制御人工呼吸器モードで60呼吸/分の速度で人工呼吸器を設定します。 3cmのH 2 Oの正の呼気終末圧（PEEP）を使用</li></ol></li><li>気管内チューブの適切な配置を確実にするために人工呼吸器に同期してバイラテラル胸壁の拡張を観察する。 </li><li>麻酔下ながら乾燥を防ぐために、ラットの目に獣医師推奨の眼軟膏を適用します。 </li><li>麻酔下ながら乾燥を防ぐために、ラットの目に獣医軟膏を適用します。 </li><li>布テープのストリップでラットの頭部に気管内チューブを固定します。気管内チューブと麻酔薬の流入チューブの間にしっかりと接続を確認してください。 </li><li>ラットの足への血液の酸素と心拍数のモニターを接続し、監視を開始します。への反応がありません確認することにより、適切な麻酔を確認電子ピンチ。 </li></ol> 4.開胸と胸腺摘出<ol><li>手順の全体のための標準的な無菌操作に従ってください。 <ol><li>作業領域と手術台を清掃し、70％エタノール溶液で消毒する。 </li><li>手順中の無菌手術用手袋を使用して、手順の間使用されるすべての機器と材料をオートクレーブ。 </li><li>全体胸の部分に - イオジンを適用し、それを乾燥させます。その後、ガーゼに70％エタノールで皮膚の表面をきれいに。無菌手術野を露出するように穴をカットする透明なプラスチックのラップでラットをカバーしています。 </li></ol></li><li>上部の胸部に胸骨上切痕を識別します。胸骨上切痕上記3ミリメートルと鈍先端がシェイはさみを使って胸骨正中線に沿って遠位延長 - 2の起動皮膚を通して2cmの正中切開を行います。 </li><li>鈍先端がシェイはさみを使用して再度胸骨上切痕から1.5センチメートル胸骨正中切開を行います。 Kただゆっくり胸骨、事前の下にはさみの下端をEEP。 </li><li>前気管ストラップの筋肉（胸骨舌骨と胸骨甲状筋）を明らかにすることだけ分離胸骨とオープンの下に小さなアルムリトラクターを挿入します。ブラントグレーフェ鉗子を用いて予備気管ストラップの筋肉を分離してください。注：この時点で、気管を見ることができ、挿管チューブが気管の内側に視覚化されるべきである。 </li><li>分離ストラップの筋肉と胸骨の下に小さなアルムリトラクタの突起を配置します。胸腺の優れた面を露出させるために開創器を開きます。 </li><li>胸腺組織の側縁を解放し、下胸腺ローブを公開する細かいデュモンの鉗子を使用してください。 </li><li>上大静脈、鎖骨と頸動脈血管との接触を避けるように注意しながら、オープンな切開部位に優しく上方に胸腺を引き、胸腺、肺の間の微妙な胸膜ライニングの中断を最小限に抑え。 </li><li> Tと彼は血管が解剖された胸腺と明らかにし、それらを分割するために、マイクロはさみを使用しています。必要に応じて止血するための容器に圧力を保持するために綿棒を使用してください。 </li><li>切開部に下胸腺のローブを提供し、その後急激に後部アタッチメントを溶解。そのまま胸腺を取り外し、慎重に不足しているセクションの削除胸腺を検査。 注：小胸リンパ節、胸腺を可視化し、多くの場合、周囲の胸腺組織から区別することが困難であることができる。これらは、胸腺組織に似た外観を持つ個別の丸いノードになりますが、胸腺との連続性になりません。 </li><li>アルムリトラクターを取り外し、2 5-0マクソン縫合糸を中断して胸骨とsternothyoid筋肉を閉じます。 </li><li>陽圧換気下縦隔を密封するために、縫合糸両端の外科用グレードのシアノアクリレート組織接着剤の2滴を適用する。 注：これは気胸や血腫の発生率を減少させる。 </li><li> STを閉じる2とのernumは、切削針に4-0絹縫合糸を中断。下層の筋層を避けるために、ちょうど胸骨の下に針を案内するように注意しながら、リブ間の隙間を通って針を挿入します。 </li><li>実行中の4-0ナイロン縫合糸で皮膚層を閉じます。術後の麻酔の回復期間を短縮するために、この時点でイソフルランを中止する。 </li><li>生理食塩水で湿らせたガーゼで切開部位と周囲の皮膚を清掃してください。 </li><li>切開部をシールするために切開を介してシアノアクリレート接着剤の2滴 - 1、続いて局所麻酔用ブピバカイン（0.25％）数滴を適用する。 </li><li>ラットは独立した呼吸努力の兆候を示しているし、その四肢を動かし始めるまで換気を続けます。ラットを抜管し、それが温暖化パッド上に置かケージに近い観察下に回復することができます。 </li><li>ブプレノルフィンの管理（0.01から0.05 mg / kgを）皮下ラットにすぐに手術後および48時間のPOごとに8〜12時間を繰り返すST-動作可能（通常は5合計用量）。手術後24および48時間で、カルプロフェンまたはMeloxicane（4.4 mg / kgを）皮下（術前の投与量を含む3総投与量）を管理。 </li><li>ラットがケージの周りを移動されるまで監視し続ける。呼吸困難の兆候では、再挿管と胸の再探索を行う。 <ol><li>それは胸骨横臥位を維持するのに十分な意識を取り戻したまでは無人の動物を放置しないでください。 </li><li>完全に回復するまで、他の動物の会社に手術を受けた動物を返さないでください。 </li></ol></li><li>スキン層の縫合糸は1週間手術後に削除します。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

完全な胸腺摘出のた​​めの本プロトコルは、合併症を最小限に抑えるように設計外科グルー·アプリケーションとの3層切開の閉鎖と低侵襲性アプローチを提供します。胸腺の完全な除去は、ナイーブT細胞の喪失によってサイトケラチンための縦隔リンパ系組織のIHC染色によって実証された。 、胸膜と胸腺の下葉の密接な関係に起因する心とそのほとんどが周術期の合...

1960年代初頭以来、胸腺は、中央免疫寛容の開発におけるその重要な役割のために認識されてきた。げっ歯類の胸腺摘出は、リンパ球分化、自己寛容、および同種移植及び腫瘍転移の設定で免疫寛容における胸腺の役割を定義する上で不可欠な手順であることが証明された。ラットの胸腺の除去は、T細胞の枯渇またはネイティブナイーブT細胞の再出現することなく定義されたT細胞集団の養子移入を含む研究を可能にする。 新生児げっ歯類におけるThymectomiesは、信頼性の高い成果1で吸引技術を使用して達成することができる。成体ラットにおいて、この技術は、おおよそ20％の死亡率と関連しており、しばしば不完全な胸腺2になる。一貫して、成体ラットにおける完全な胸腺摘出を達成するために、胸骨正中切開を介して縦隔のオープン露光が必要とされる。しかし、この6％ の2- 4 -手順1.5の範囲の全体的な死亡率につながる気管損傷、出血、および気胸を含む合併症に関連している。 最後の20年間胸腺摘出技術の改善は、周術期合併症を減少しており、生存率が改善している。陽圧換気を可能に気管内挿管は、気胸率5軽減されている。挿管の方法は、以前に直接声帯の可視化を使用して、より侵襲性の低い方法に気管に開いた露出の範囲を説明した。挿管手順に関連する合併症は心臓穿刺または上大静脈の裂傷から生じる気管損傷、声帯破裂、意図しない食道挿管、および出血があります。また、胸膜ライニングに下胸腺ローブのすぐ近くには、気胸になることができます。 ここでは、技術を説明平滑末端エンド血管カテーテルおよび経皮的気管照明を用いて気管内挿管の簡単な方法で以下の低侵襲性2cmの皮膚切開を通して胸腺。胸腺摘出1.5センチ胸骨と縦隔を密封し、出血、呼吸器合併症の発生率を最小限にする手術用接着剤の用途に三層の閉鎖を伴う。胸腺及びIHC染色に胸腺組織の欠如後のCD4 +及びCD8 +ナイーブT細胞の消失によって証明されるように、この方法では、確実に完全な胸腺になる。手術時間とペリ手続き死亡率は最小限に抑えている。

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

新生児げっ歯類における胸腺摘出は、免疫学的研究のために設立され、信頼性のある手順です。しかし、成体ラットに、胸膜破壊からの出血と気胸の合併症は、かなりの死亡率をもたらすことができる。このプロトコルは、ミニ胸骨切開と気管内挿管を利用したラット胸腺摘出の簡単な方法です。挿管は、非侵襲的かつ容易に再現可能な方法で達成し、気胸を防ぐために陽圧換気及び胸膜の中断を最小限にするように注意胸腺切開するために十分な時間を可能にする制御された気道を可能にしている。まだ胸腺の完全な可視化を提供しながら、1.5センチメートル胸骨切開は、縦隔船舶や胸膜との接触を減少させる。縦隔の露光に続いて、胸腺の倍率で鈍的切開によって除去される。胸膜腔は、次に手術用接着剤の塗布に続いてプレ気管筋の縫合閉鎖によって封止されている。ザ·胸部は、その後皮膚の縫合閉鎖が続く胸骨の縫合閉鎖、によって閉鎖される。免疫組織化学（IHC）隔組織の染色、およびフローサイトメトリーによるナイーブT細胞の欠如によって証明されるように、すべてのthymectomiesが完了した、と手順96％の生存率であった。最小限の合併症を伴う完全な胸腺は、胸腺欠損成体ラットにおけるさらなる免疫学的研究のために所望される場合に適している。

この手順は、成体のルイスラット（n = 26）で行った。平均動作時間が15±3分であった。術中死亡はなかった。平均挿管時間 - 挿管装置にラットの配置から換気の確立には、 - 45±5秒であった。 24匹のラットは、術後の日（POD）POD 4 14. Oneラット開発呼吸困難を経て呼吸困難や出血の証拠のない操作から完全に回復を持っていたし、縦隔を探索するために再手術を受けた。ラットは、肺の虚脱ロ?...

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Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

非侵襲的気管挿管と成体ラットにおける完全な胸腺摘出

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

complete-thymectomy-adult-rats-with-non-invasive-endotracheal

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.5K ビュー.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

医学

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

ラットの肺転移における微小循環血流速度の自動測定

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

肝硬変ラットにおけるポータル高血圧症侵襲血行動態評価

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

組み合わせてモノクロまたは Sugen 肺高血圧ラットのモデルとして左肺全摘

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

口腔気管挿管と人工肺虚血再灌流手術のマウスモデル

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

免疫・感染学

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

マウスにおける反復性の耳管挿管

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

肺移植における閉塞性気道疾患の探索

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

著者スポットライト:肺移植後の閉塞性細気管支炎の主な要因の調査

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

マウス肺内気管移植:肺移植後の閉塞性気道疾患を調査するためのモデル

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

非侵襲的気管挿管と成体ラットにおける完全な胸腺摘出

要約

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マウスの気管内挿管

ラットの肺転移における微小循環血流速度の自動測定

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

肝硬変ラットにおけるポータル高血圧症侵襲血行動態評価

組み合わせてモノクロまたは Sugen 肺高血圧ラットのモデルとして左肺全摘

口腔気管挿管と人工肺虚血再灌流手術のマウスモデル

マウスにおける反復性の耳管挿管

マウス肺内気管移植:肺移植後の閉塞性気道疾患を調査するためのモデル

マウス肺内気管移植:肺移植後の閉塞性気道疾患を調査するためのモデル

マウス肺内気管移植:肺移植後の閉塞性気道疾患を調査するためのモデル