This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

הערה: כל הליכי הניסוי בתחום השימוש בחולדות נעשו בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי ועדת הטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת דיוק. 1. הכנת קנה נשימת אינטובציה הצינורית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך את קצה המחט של מחט angiocathether 14 G 2 אינץ &#39;עם מלקחות חיתוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצבוט את לומן של המחט סגורה עם צבת מחט חוטם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הקטע צבט עד קצה החלק הפתוח לומן עם צבת חיתוך, ואז לחתוך את הקצוות בשני הצדדים של הסוף שנותר ב30-45 מעלות זווית לקצה המחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את 3 התחתון - 4 מ&quot;מ של הצינורית לתוך השטח הפתוח של צבת תלוש-משותף ישר ומושך כלפי מעלה, עד עיקול קל כלפי מעלה כבר נוצר בסוף. הערה: זה יקל בימוי קטטר לתוך קנה הנשימה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בנייר זכוכית עדינה כדי להחליק את הקצוות בסוף הצינורית. </li><li&gt; חזור מכשיר הקהה לתוך צינורות angiocatheter. ודא שהצינור הוא מעט קצר יותר מאשר המחט הקהה. </li></ol> נהלים 2. טרום ניתוחיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקים את האתר להליך על ידי הצבת מיקרוסקופ מוגדר 10X ההגדלה מעל אזור ההפעלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כרית חימום על אזור ההפעלה ולכסות עם כרית הקליטה נקייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את קצב לב ולפקח חמצון דם ליד שדה הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכברוש למינון המבוסס על משקל תרופות (למשל, שיכוך כאבים לאחר ניתוח, אנטיביוטיקה, או נוגדן הלימפוציטים מדלדלים). הערה: חולדות מבוגרות טיפוסית שוקלות בין 350-450 g. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקט ורגוע העכברוש עם מתאדה 3% isoflurane-O 2 (3 L / min) באמצעות תא אינדוקציה פרק למערכת הדחה גז הרדמה פסולת המכילה פחם פעיל. לאפשר 5 דקות לזירוז הרדמה לספק הרדמה עמוקה הכרחית לאינטובציה endotracheal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל carprofen או Meloxicane (4.4 מ&quot;ג / קילוגרם) תת עורי לעכברוש לפני שתמשיך עם אינטובציה וניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש קוצץ חשמלי לגלח את הצוואר וחזה של העכברוש הרדים לפני אינטובציה. </li></ol> 3. אינטובציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את התקנת אינטובציה על ידי שפשוף כמות קטנה של שימון (לדוגמא, ג&#39;ל KY) בסופו של צינורית אינטובציה. הפעל את המאוורר כדי להתחיל את זרימת גז isoflurane דרך צינורות המחבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את העכבר למנגנון אינטובציה ולהשעות את העכברוש בסרגל המתכת על ידי השיניים החותכות העליונות (איור 2 א). הערה: מנגנוני אינטובציה מסוימים ניתן לרכוש באינטרנט. המודל המוצג כאן הוא תוצרת הבית באמצעות גיליון אקריליק היצוק של חלקי חתיכה המותני אינץ &#39;2 x 4 באמצעות לפיד בוטאן, ותגבורת מחוברות עם כלורופורם. בר (או חוט המתכת) מצורף על ידי חורי קידוח מעל קלטת מסוך דגש על יםIDE של אקריליק על מנת למנוע פיצול או פיצוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Trans-להאיר את צווארה של החולדה על ידי הצבת מקור אור בעוצמה גבוהה גמיש 1 - 2 סנטימטר מפני שטח הגחון של הצוואר (איור 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זוג מלקחיים דפוס סטנדרטיים תלמיד למשוך את הלשון בעדינות כלפי מעלה ולצדו השני של השיניים התחתונה. גריפ הלשון בין האגודל לאצבע המורה של יד אחת תוך שימת המשטח הפנימי השטוח של צד אחד של המלקחיים נגד הקצה התחתון של הלשון. לחץ ventrally לחשוף את מכסה הקנה וצמצם של הגרון (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דמיין את מיתרי קול ולהנחות הסוף ההפוך, הקהה של צינורית אינטובציה anteriorly דרך מייתרי הקול הפתוחים לתוך קנה הנשימה עד הרכזת של angiocatheter נוגעת חותכות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את stylet המתכת, ולצרף את צינורות הרדמה לפתיחת angiocatheter להתחיל אוורור עם isoflurane. הערה: פלו החמצן הטיפוסישיעור w למכונת הנשמה הוא 3 L / min עם 3% isoflurane. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מכונת ההנשמה בשיעור של 60 נשימות / דקה במצב הנשמה נפח מבוקרת שמשיג לחץ של ~ 12 - 14 מ&quot;מ כספית. השתמש בלחץ חיובי הסוף-נשיפה (PEEP) של 3 סנטימטר H 2 O. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב קיר התרחבות חזה דו-צדדית בסנכרון עם המאוורר כדי להבטיח מיקום נכון של הטובוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה עיניים מומלצת וטרינר לעיניו של העכברוש כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה וטרינר בעיניים של העכברוש כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאבטח את צינור endotracheal לראש של החולדה עם פס של סרט בד. להבטיח קשר הדוק בין הטובוס וצינורות זרימת חומר ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את חמצון הדם ולפקח על קצב לב לכף הרגל של החולדה ולהתחיל מעקב. לאשר הרדמה תקינה על ידי המאשר שאין תגובה לדואר קמצוץ. </li></ol> 4. פתיחת בית החזה וThymectomy <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע טכניקת ספטית סטנדרטית לשלמות של ההליך. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את שולחן האזור והפעלת העבודה ולחטא עם פתרון אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בכפפות מנתחים סטרילית במהלך ההליך, וחיטוי כל המכשירים וחומרים המשמשים במהלך ההליך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל providone-יוד לאזור החזה כולו ולאפשר לו להתייבש. לאחר מכן לנקות את פני השטח של העור עם אתנול 70% על גזה. מכסה את העכברוש בניילון נצמד ברור חיתוך חור כדי לחשוף את שדה ניתוח סטרילי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את חריץ suprasternal באזור העליון של בית החזה. לעשות חתך קו האמצע של 2 סנטימטרים דרך העור מתחיל 2-3 מ&quot;מ מעל חריץ suprasternal והארכת distally קו האמצע לאורך עצם החזה באמצעות מספריים שיאה קהים שקצהו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע sternotomy 1.5 סנטימטרים חציון מחריץ suprasternal שוב באמצעות מספריים שיאה קהים שקצהו. Kיפ הקצה התחתון של המספריים רק מתחת לעצם החזה ומראש לאט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מפשק Alm קטן רק מתחת לעצם החזה והפתוח המופרדים לחשוף מראש לקנה הנשימה שרירי רצועה (sternohyoid ושרירים sternothyroid). הפרד את שרירי רצועה מראש לקנה הנשימה באמצעות מלקחיים גרפו בוטים. הערה: בשלב זה, ניתן לראות את קנה הנשימה, וצינור ההנשמה צריכה להיות דמיין בתוך קנה הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את השיניים של מפשק Alm הקטן מתחת לשרירי הרצועה המופרדים ועצם החזה. פתח את מפשק לחשוף את ההיבט מעולה של בלוטת התימוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחי דומון קנס כדי לשחרר את הקצוות לרוחב של רקמת בלוטת התימוס ולחשוף את האונות הרתי נמוכות יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את התימוס בעדינות superiorly לאתר החתך הפתוח, מקפיד להימנע ממגע עם כלי וריד נבוב, subclavian ותרדמה מעולים, וכדי למזער את ההפרעה לבטנת pleural העדינה בין התימוס והריאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כtהוא הרתי כלי גזורים וגילו, בעזרת מיקרו-מספריים לחלק אותם. השתמש בצמר גפן כדי להחזיק את לחץ על כלי לעצירת דימום במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק אונות הרתי הנמוכות לתוך החתך ולאחר מכן באופן חד lyse הקבצים המצורפים האחוריים. הסר את התימוס שלם ולבדוק בזהירות את התימוס מוסר מכל חלקים חסרים. הערה: בלוטות לימפה בבית חזה קטנות יכולות להיות דמיינו המקיפות את בלוטת התימוס ולעתים קרובות קשים להבחין בין רקמת הרתי. אלה יהיו צמתים עגולים דיסקרטיים עם מראה דומה לרקמת הרתי, אך לא יהיה בהמשכיות עם התימוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מפשק Alm ולסגור את שרירי sternohyoid וsternothyoid עם שני קטעו 5-0 תפרי מקסון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל 2 טיפות של דבק רקמות cyanoacrylate כיתה כירורגית על פני התפרים לאטום את חלל החזה מתחת לאוורור לחץ חיובי. הערה: זה יקטין את השכיחות של חזה אוויר ושטף דם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את sternum עם שתי קטע 4-0 תפרי משי על מחט חיתוך. הכנס את המחט דרך פערים בין הצלעות, מקפיד להנחות את המחט ממש מתחת לעצם החזה כדי למנוע את שכבת השריר הבסיסית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את שכבת העור עם תפר ניילון 4-0 ריצה. להפסיק את isoflurane בשלב זה כדי לקצר את תקופת ההחלמה הרדמה לאחר הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את אתר החתך ועור שמסביב עם גזה טבולה-מלוחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישומם של מספר טיפות של Bupivicaine (0.25%) להרדמה מקומית, ואחריו 1 - 2 טיפות של דבק cyanoacrylate על החתך לאטום את החתך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך לאוורר עד העכברוש מראה סימנים של מאמץ נשימה עצמאי ומתחיל להזיז הגפיים שלה. Extubate החולדה ולאפשר לו להתאושש תחת השגחה צמודה בכלוב מונח על כרית חימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל עצירות (0.01-0.05 מ&quot;ג / קילוגרם) תת עורי לעכברים מייד לאחר ניתוח ויחזרו כל שעות 8-12 במשך 48 שעות post-אופרטיבי (בדרך כלל 5 מנות בסך הכל). בגיל 24 ו -48 שעות לאחר ניתוח, לנהל carprofen או Meloxicane (4.4 מ&quot;ג / קילוגרם) תת עורי (3 מינונים כולל כוללים המנה טרום הניתוחית). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תמשיך לעקוב עד החולדה נעה סביב הכלוב. בכל סימנים של מצוקה נשימתית, לבצע מחדש אינטובציה מחדש חקירה של החזה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד שהתאושש לחלוטין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את תפרי שכבת עור 1 שבוע לאחר הניתוח. </li></ol>

<ol>
	<li>Hard, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thymectomy+in+the+neonatal+rat.">Thymectomy in the neonatal rat.</a> Lab. Anim. 9 (2), 105-110 (1975).</li><li>Kobayashi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+complete+thymectomy+in+adult+rats.">A technique for complete thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 1759 (94), 0 (1994).</li><li>Delrivi&#232;re, L., Gibbs, P., Kobayashi, E., Kamada, N., Gianello, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+technique+of+complete+thymectomy+in+adult+rats+without+tracheal+intubation.">New technique of complete thymectomy in adult rats without tracheal intubation.</a> Microsurgery. 18 (1), 6-8 (1998).</li><li>Walker, K. G., Jacques, B. C., Tweedle, J. R., Bradley, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simpler+technique+for+open+thymectomy+in+adult+rats.">A simpler technique for open thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 175 (1), 141 (1994).</li><li>Na, N., Zhao, D., Huang, Z., Hong, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+method+for+rat+intubation+and+thymectomy.">An improved method for rat intubation and thymectomy.</a> Chin. Med. J. (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).</li><li>Kastl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplification+of+rat+intubation+on+inclined+metal+plate).">Simplification of rat intubation on inclined metal plate).</a> Adv. Physiol. Educ. 28 (1-4), 29-34 (2004).</li><li>Weksler, B., Ng, B., Lenert, J., Burt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+endotracheal+intubation+in+the+rat.">A simplified method for endotracheal intubation in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 76 (4), 1823-1825 (1994).</li><li>Jou, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+rat+intubation+using+a+new+oropharyngeal+intubation+wedge.">Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge.</a> J. Appl. Physiol. 89 (5), 1766-1770 (2000).</li><li>Rivard, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+intubation+and+ventilation+for+surgical+research.">Rat intubation and ventilation for surgical research.</a> J. Invest. Surg. 19 (4), 267-274 (2006).</li><li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+isolated,+vascular+whole+thymus+transplantation+in+nude+rats.">A model of isolated, vascular whole thymus transplantation in nude rats.</a> Transplant Proc. 44 (5), 1394-1398 (2012).</li><li>AbuAttieh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Affinity+maturation+of+antibodies+requires+integrity+of+the+adult+thymus.">Affinity maturation of antibodies requires integrity of the adult thymus.</a> Eur. J. Immunol. 42 (2), 500-510 (2012).</li><li>Reeves, J. P., Reeves, P. A., Chin, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+surgery:+removal+of+the+spleen+or+thymus.">Survival surgery: removal of the spleen or thymus.</a> Curr. Protoc. Immunol. 1 (Unit 1.10), (2001).</li><li>Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+thymus+in+operational+tolerance+induction+in+limb+allograft+transplant+model.">Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model.</a> Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).</li><li>Satoh, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunosuppressive+effect+of+long-term+drainage+of+thoracic+duct+on+immunological+memory+in+adult+thymectomized+rats.+Transplant.">Immunosuppressive effect of long-term drainage of thoracic duct on immunological memory in adult thymectomized rats. Transplant.</a> Proc. 37 (4), 1947-1948 (2005).</li><li>Groen, H., Klatter, F., Pater, J., Nieuwenhuis, P., Rozing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporary,+but+Essential+Requirement+of+CD8++T+Cells+Early+in+the+Pathogenesis+of+Diabetes+in+BB+Rats+as+Revealed+by+Thymectomy+and+CD8+Depletion.">Temporary, but Essential Requirement of CD8+ T Cells Early in the Pathogenesis of Diabetes in BB Rats as Revealed by Thymectomy and CD8 Depletion.</a> Clin. Dev. Immunol. 10 (2-4), 141-151 (2003).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הפרוטוקול הנוכחי לthymectomy מלא מספק גישה פולשנית עם סגירת חתך שלוש שכבה עם יישום דבק כירורגים נועד למזער את הסיבוכים. הסרה מלאה של בלוטת התימוס הודגמה על ידי האובדן של תאי T נאיביים ועל ידי צביעת IHC של רקמת הלימפה mediastinal לcytokeratin. ההליך...

מאז שנתי ה -1960 המוקדמות, התימוס הוכר על תפקידה החיוני בפיתוח של סובלנות חיסונית מרכזית. thymectomy מכרסמים הוכיח להיות הליך חיוני בהגדרת תפקידו של התימוס בבידול הלימפוציטים, סובלנות עצמית, וסבילות חיסונית בהגדרה של השתלת שתל וגרורות סרטנית. הסרת בלוטת התימוס העכברוש מאפשרת למחקרים שכלל דלדול T-cell או העברת המאמצת של אוכלוסיות תאי T מוגדרות ללא ההתעוררות המחודשת של תאי T נאיביים ילידים. Thymectomies במכרסמים בילוד יכול להיות מושלם תוך שימוש בטכניקת יניקה עם תוצאות אמינות 1. בחולדות מבוגרות, טכניקה זו קשורה עם שיעור תמותה של 20% בקירוב, ולעתים קרובות גורמת לthymectomy שלם 2. כדי להשיג thymectomy מלא בחולדות מבוגרות באופן עקבי, נדרשת חשיפה פתוחה של חלל החזה באמצעות sternotomy חציון. עם זאת, זההליך קשור בסיבוכים הכוללים פגיעה לקנה הנשימה, דימום וחזה אוויר שמוביל לשיעורי תמותה כוללת החל 1.5-6% 2- 4. בשני העשורים האחרונים שיפורים בטכניקות thymectomy ירדו סיבוכים סביב ניתוח ושפרו את שיעורי הישרדות. אינטובציה endotracheal מאפשרת אוורור לחץ חיובי פחתה שיעורי pneumothorax 5. שיטות של אינטובציה שתוארו קודם לכן מגוון מחשיפה פתוחה לקנה הנשימה לשיטות פחות פולשניות באמצעות הדמיה מייתרי קול ישירה. סיבוכים הקשורים בהליך אינטובציה כוללים פגיעה לקנה הנשימה, קרע מייתר קול, אינטובציה הוושט לא מכוונת, ודימום כתוצאה מדיקור או קריעה של הווריד הנבוב מעולה לב. בנוסף, בסמיכות של האונות הרתי הנמוכות לרירית פלאורלי יכולות לגרום לחזה אוויר. כאן אנו מתארים טכניקה שלthymectomy דרך חתך בעור 2 סנטימטר פולשנית הבאים בשיטה פשוטה של ​​אינטובציה endotracheal באמצעות angiocatheter הקהה-סוף ותאורה לקנה הנשימה transcutaneous. Thymectomy כרוך sternotomy 1.5 סנטימטר וסגירת שלוש שכבה עם יישום דבק כירורגים לאטום את חלל החזה ולמזער את השכיחות של דימום וסיבוכים בדרכי הנשימה. שיטה זו באופן מהימן תוצאות בthymectomy מלא כפי שמעידה היעלמותו של CD4 + CD8 + ותאי T הנאיביים הבאים thymectomy והעדר רקמת הרתי על צביעת IHC. פעמים אופרטיביות ותמותת פרי פרוצדורליים נשמרות למינימום.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

Thymectomy במכרסמים בילוד הוא נוהל שקבע ואמין ללימודים חיסוניים. עם זאת, בחולדות מבוגרות, סיבוכים של דימום וחזה אוויר מהפרעת pleural יכולים לגרום לתמותה משמעותית. פרוטוקול זה הוא שיטה פשוטה של ​​thymectomy העכברוש שמנצל אינטובציה מיני sternotomy וendotracheal. אינטובציה מושגת באמצעות שיטה לא פולשנית ושחזור בקלות ומאפשרת אוורור חיובי לחץ כדי למנוע pneumothorax ודרכי נשימה מבוקרת המאפשרת מספיק זמן לנתיחה התימוס זהיר כדי למזער את ההפרעה pleural. חתך sternal 1.5 סנטימטר מקטין מגע עם כלי דם והצדר mediastinal, תוך מתן הדמיה מלאה של בלוטת התימוס. בעקבות חשיפה של חלל החזה, התימוס הוסר על ידי נתיחה בוטה תחת הגדלה. חלל pleural אטום לאחר מכן על ידי סגירת תפר של השרירים לפני ואחרי לקנה הנשימה על ידי היישום של דבק כירורגים.בית החזה סגור ולאחר מכן על ידי סגירת תפר של עצם החזה, ואחרי סגירת תפר של העור. כל thymectomies היו מלא כפי שמעידים immunohistochemical מכתים (IHC) של רקמת mediastinal, והעדר תאי T הנאיביים על ידי cytometry זרימה, והיה לי הליך שיעור הישרדות 96%. שיטה זו מתאימה כאשר thymectomy להשלים עם סיבוכים מינימאליים הוא רצויה ללימודים חיסוניים נוספים בחולדות מבוגרות athymic.

הליך זה בוצע על חולדות מבוגרות לואיס (n = 26). זמן הפעולה הממוצע היה 15 ± 3 דקות. לא הייתה תמותה במהלך ניתוח. הזמן הממוצע אינטובציה - ממיקום של חולדה על מכשיר אינטובציה להקמת אוורור - היה 45 ± 5 שניות. היו לי 24 חולדות החלמה מלאה מהניתוח ללא עדות לקשיים או דימום בדרכי הנשימה דרך ?...

Watch this Scientific Journal Video about Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation at JoVE.com

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Thymectomy מלא בחולדות מבוגרות עם לא פולשני endotracheal אינטובציה

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

complete-thymectomy-adult-rats-with-non-invasive-endotracheal

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.5K Views.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

Video: Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Endotracheal אינטובציה בעכברים<em&gt; דרך</em&gt; ישיר laryngoscopy באמצעות אוטוסקופ

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Medicine

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

אוטומטי מדידה של microcirculatory זרימת דם ריאתי במהירות גרורות של חולדות

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

אפיון והמודינמיקה פולשנית של התסמונת פורטל-יתר לחץ דם אצל חולדות זה קשה וחיוור.

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

כריתת ריאה השמאלית בשילוב עם Monocrotaline או Sugen כמודל של יתר לחץ דם ריאתי אצל חולדות

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

וחזר אורוקנה אל בעכברים

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

חקר מחלת דרכי הנשימה בהשתלות ריאה

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

מחבר זרקור: חקירת הגורמים העיקריים של ברונכיוליטיס אובליטרטיבי לאחר השתלת ריאות

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

השתלת קנה נשימה תוך ריאתי: מודל לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Thymectomy מלא בחולדות מבוגרות עם לא פולשני endotracheal אינטובציה

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

Endotracheal אינטובציה בעכברים

אוטומטי מדידה של microcirculatory זרימת דם ריאתי במהירות גרורות של חולדות

שיטה משופרת עבור אינטובציה מהירה של קנה הנשימה של עכברים

אפיון והמודינמיקה פולשנית של התסמונת פורטל-יתר לחץ דם אצל חולדות זה קשה וחיוור.

כריתת ריאה השמאלית בשילוב עם Monocrotaline או Sugen כמודל של יתר לחץ דם ריאתי אצל חולדות

מודל עכברי של אינטובציה אורוטרכאלית וניתוח איסכמיה ריאה מונשמת

וחזר אורוקנה אל בעכברים

השתלת קנה נשימה תוך ריאתי: מודל לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות

השתלת קנה נשימה תוך ריאתי: מודל לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות

השתלת קנה נשימה תוך ריאתי: מודל לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות