Name: complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
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This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

NOTA: Todos os procedimentos experimentais que envolvam a utilização de ratos foram feitas de acordo com os protocolos aprovados pelo cuidado e uso Comitê da Universidade de Duke Animal. 1. Preparação da intubação traqueal Cannula <ol><li> Corte a ponta da agulha de um 2 polegadas 14 G angiocathether agulha com alicate de corte. </li><li> Comprima o lúmen da agulha fechado com alicate de bico. </li><li> Corte a parte comprimida para baixo à extremidade da porção de lúmen aberto com alicates de corte, e depois cortar as extremidades de ambos os lados da extremidade remanescente a 30 - 45 ° ângulo da borda da agulha. </li><li> Coloque a parte inferior 3 - 4 mm de comprimento da cânula para a área aberta do alicate deslizamento-conjunta rectas e puxar para cima até uma ligeira curva para cima foi formado no final. NOTA: Este irá facilitar a dirigir o cateter para dentro da traqueia (Figura 1). </li><li> Use lixa fina para alisar as arestas na extremidade da cânula. </li><li&gt; Devolva o instrumento rombo na tubulação angiocateter. Certifique-se de que o tubo é ligeiramente mais curto do que a agulha embotada. </li></ol> Procedimentos 2. Pré-cirúrgicos <ol><li> Configure o local para o procedimento, colocando um microscópio cirúrgico definido como aumento de 10x sobre a área de operação. </li><li> Coloque uma almofada de aquecimento na área de operação e cubra com um pano absorvente limpo. </li><li> Configurar um monitor de frequência cardíaca e oxigenação do sangue perto do campo cirúrgico. </li><li> Pesar o rato para sistemas baseados em peso medicação dosagem (por exemplo, a analgesia pós-operatória, os antibióticos, ou anticorpo linfócitos esgotando). NOTA: Típico ratos adultos pesam entre 350-450 g. </li><li> Sedar o rato vaporizado com 3% de isoflurano-O2 (3 L / min) usando uma câmara de indução ventilada para um sistema de eliminação de resíduos de gás anestésico contendo carvão activado. Permitir 5 min para a indução anestésica para fornecer anestesia profunda necessária para entubação endotraqueal. </li><li> Administrar carprofeno ou Meloxicane (4,4 mg / kg) por via subcutânea a ratos antes de prosseguir com a intubação e cirurgia. </li><li> Use cortador elétrico para fazer a barba do pescoço e peito do rato anestesiado antes da intubação. </li></ol> 3. Intubation <ol><li> Preparar a configuração intubação por fricção uma pequena quantidade de lubrificante (por exemplo, gel KY) na extremidade da cânula de intubação. Ligar o ventilador para iniciar o fluxo de gás através do tubo de isoflurano conector. </li><li> Transferir o rato para o aparelho de intubação e suspender o rato sobre a barra de metal por sua dentes incisivos superiores (Figura 2A). NOTA: Alguns aparelhos de intubação pode ser comprado online. O modelo mostrado aqui é caseiro usando uma folha de acrílico moldado em torno de seções de uma polegada pedaço 2 x 4 lombar usando um maçarico de butano, e reforços são presos com clorofórmio. O bar (ou fio de metal) é presa por fazer furos mais de fita adesiva colocados no side do acrílico para impedir uma fragmentação ou fissuras. </li><li> Trans-iluminar o pescoço do rato por posicionamento de uma fonte de luz de alta intensidade flexível 1 - 2 cm da superfície ventral do pescoço (Figura 2B). </li><li> Utilizar um par de fórceps estudante padrão normalizados para puxar a língua suavemente para cima e para o lado dos dentes de baixo. Aderência a língua entre o polegar eo dedo indicador de uma mão, enquanto coloca a superfície interior plana de um lado da pinça contra a extremidade inferior da língua. Pressione ventralmente para expor a epiglote e a abertura da laringe (Figura 2C). </li><li> Visualize as cordas vocais e orientar o arrebitado final, embotada da cânula de intubação anteriormente através da glote aberta na traquéia até o centro da angiocateter toca os incisivos. </li><li> Retirar o estilete metal, e conectar o tubo de anestesia para a abertura angiocateter para início da ventilação com isoflurano. NOTA: O flo típico de oxigêniotaxa de w para o ventilador é de 3 L / min, com 3% de isoflurano. <ol><li> Definir o ventilador a uma taxa de 60 respirações / min, em um modo de ventilador de volume controlado que atinge uma pressão de ~ 12 - 14 mmHg. Use uma pressão expiratória final positiva (PEEP) de 3 cm H 2 O. </li></ol></li><li> Observar a expansão da parede torácica bilateral em sincronia com o ventilador para assegurar a colocação adequada do tubo endotraqueal. </li><li> Aplicar recomenda-veterinário pomada para os olhos do rato para evitar o ressecamento e sob anestesia. </li><li> Aplicar veterinário pomada nos olhos do rato para evitar a secura e sob anestesia. </li><li> Prenda o tubo endotraqueal para a cabeça do rato com uma tira de fita de tecido. Garanta uma ligação sólida entre o tubo endotraqueal e a tubulação ingresso anestésico. </li><li> Fixe a oxigenação do sangue e monitor cardíaco para o pé do rato e iniciar o monitoramento. Confirme anesthetization adequada ao confirmar que não há reação ao quee-pinch. </li></ol> 4. Thoracotomy e Timectomia <ol><li> Siga técnica asséptica padrão para a totalidade do processo. <ol><li> Limpe a área e operacional a mesa de trabalho e desinfectar com uma solução de etanol a 70%. </li><li> Use luvas cirúrgicas estéreis durante o procedimento, e autoclave todos os instrumentos e materiais utilizados durante o procedimento. </li><li> Aplicar providone-iodo para a área de todo o peito e deixe-a secar. Em seguida, limpar a superfície da pele com etanol a 70% em gaze. Cubra o rato com filme plástico transparente cortar um buraco para expor o campo operatório estéril. </li></ol></li><li> Identificar fúrcula na região torácica superior. Faça uma incisão na linha média 2 centímetros através da pele a partir 2-3 mm acima da fúrcula e estendendo-se distalmente linha média ao longo do esterno com uma tesoura Shea atraumáticas. </li><li> Realize uma sternotomy 1,5 centímetros mediana de fúrcula novamente usando uma tesoura Shea atraumáticas. KEEP da borda inferior das tesouras apenas por baixo do esterno e avançar lentamente. </li><li> Insira um pequeno afastador Alm logo abaixo do esterno separadas e aberto para revelar o pré-traqueal músculos cinta (esterno e músculos esternotireóideo). Separe os músculos cinta pré-traqueais usando uma pinça Graefe contundentes. NOTA: Neste ponto, a traqueia pode ser visto, o tubo de intubação e deve ser visualizada no interior da traqueia. </li><li> Coloque os dentes do pequeno afastador Alm debaixo dos músculos cinta separadas e esterno. Abra o retractor para expor a face superior do timo. </li><li> Use uma pinça Dumont finas para libertar as arestas laterais do tecido do timo e expor os lóbulos inferiores do timo. </li><li> Puxe o timo suavemente superiormente para o local da incisão aberta, tendo o cuidado de evitar o contacto com as veias cavas, subclávia e carótida vasos superiores, e para minimizar a interrupção do revestimento pleural delicado entre o timo e os pulmões. </li><li> Como tele thymic vasos são dissecados e revelou, usar micro-tesoura para dividi-los. Use um cotonete para manter a pressão sobre os vasos para hemostasia, se necessário. </li><li> Entregar os lobos do timo mais baixos na incisão e, em seguida, lisar acentuadamente os anexos posteriores. Retire o timo intacta e inspecione cuidadosamente o timo removido para quaisquer seções desaparecidas. Nota: Pequenas linfonodos torácicos pode ser visualizado em torno do timo e são muitas vezes difíceis de diferenciar de tecido do timo. Estes serão os nós redondas discretas com uma aparência semelhante a tecido tímico, mas não será em continuidade com o timo. </li><li> Retire o afastador Alm e fechar os músculos esterno hioideo e sternothyoid com dois interrompido 5-0 Maxon. </li><li> Aplique 2 gotas de aplicação de cola grau cirúrgico através das suturas para selar o mediastino sob ventilação com pressão positiva. NOTA: Isto irá diminuir a incidência de pneumotórax e hematoma. </li><li> Feche a sternum com dois interrompido fio de seda 4-0 em uma agulha de corte. Insira a agulha através de espaços entre as costelas, tendo o cuidado para guiar a agulha logo abaixo do esterno para evitar a camada muscular subjacente. </li><li> Fechar a camada de pele com uma sutura de nylon 4-0 execução. Descontinuar o isoflurano neste momento para encurtar o período de recuperação da anestesia pós-operatória. </li><li> Limpe o local da incisão e pele circundante com gaze embebida em soro fisiológico. </li><li> Aplique várias gotas de bupivicaína (0,25%) para a anestesia local, seguido por 1 - 2 gotas de cola de cianoacrilato sobre a incisão para selar a incisão. </li><li> Continuar a ventilar até o rato mostra sinais de esforço respiratório independente e começa a se mover suas extremidades. Extubação o rato e permitir que ele se recuperar sob observação em uma jaula colocada sobre uma almofada de aquecimento. </li><li> Administrar Buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg) por via subcutânea ao rato imediatamente no pós-operatório e repetir a cada 8-12 horas para 48 horas post-operatório (normalmente 5 doses no total). Aos 24 e 48 horas de pós-operatório, administrar Carprofen ou Meloxicane (4,4 mg / kg) por via subcutânea (3 doses totais, incluindo a dose pré-operatório). </li><li> Continue a acompanhar até que o rato está se movendo ao redor da gaiola. Em quaisquer sinais de desconforto respiratório, realizar re-intubação e re-exploração do peito. <ol><li> Não deixe um animal sem supervisão até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. </li><li> Não devolva um animal que passou por uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. </li></ol></li><li> Retirar as suturas da camada da pele uma semana de pós-operatório. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

O presente protocolo para thymectomy completa fornece uma abordagem minimamente invasiva com um fecho de incisão de três camadas com aplicação de cola cirúrgica projetado para minimizar as complicações. A remoção completa do timo foi demonstrado pela perda de células T naive e por IHC coloração do tecido linfóide do mediastino para citoqueratina. O procedimento de thymectomy rato adulto tem sido complicada por taxas de mortalidade variando de 1,5 - 20% devido a complicações pe...

Desde o início da década de 1960, o timo foi reconhecido o papel crítico no desenvolvimento da tolerância imunológica central. Roedor timectomia provou ser um processo essencial para definir o papel do timo na diferenciação de linfócitos, a auto-tolerância, e imunotolerância na definição de transplante aloenxerto e metástase do tumor. A remoção do timo do rato permite a estudos que envolvem a depleção de células T ou a transferência adoptiva de populações de células T definidos, sem o reaparecimento de células T naive nativas. Timectomias em roedores neonatais pode ser realizada utilizando uma técnica de sucção com resultados fiáveis ​​1. Em ratos adultos, esta técnica está associada com uma taxa de mortalidade de 20% e, frequentemente, resulta em uma timectomia 2 incompleta. Para alcançar consistentemente thymectomy completo em ratos adultos, é necessária a exposição aberta do mediastino por esternotomia mediana. No entanto, esteprocedimento está associada a complicações que incluem lesão traqueal, hemorragia e pneumotórax levando a uma taxa global de mortalidade variando 1,5-6% 2- 4. Ao longo das duas últimas décadas melhorias nas técnicas de timectomia diminuíram complicações perioperatórias e melhoraram as taxas de sobrevivência. A entubação endotraqueal permitindo a ventilação com pressão positiva diminuiu as taxas de pneumotórax 5. Métodos de intubação anteriormente descrito gama de exposição aberta ao traquéia para métodos menos invasivos, utilizando a visualização direta das cordas vocais. As complicações associadas ao procedimento de intubação traqueal incluem lesão, a ruptura das cordas vocais, intubação esofágica não intencional, e hemorragia decorrente da punção cardíaca ou laceração da veia cava superior. Além disso, a proximidade dos lobos do timo mais baixos para o revestimento pleural podem resultar em pneumotórax. Aqui nós descrevemos uma técnica dethymectomy através de um minimamente invasiva dois centímetros da pele incisão na sequência de um método simples de entubação endotraqueal usando um angiocateter embotados-end e iluminação traqueal transcutânea. O thymectomy envolve um 1,5 centímetros sternotomy e um encerramento de três camadas com aplicação de cola cirúrgica para selar o mediastino e minimizar a incidência de hemorragia e complicações respiratórias. Este método resulta de forma fiável, timectomia completa, como evidenciado pelo desaparecimento das células T ingénuas CD4 + e CD8 + a seguir a timectomia e a ausência de tecido do timo de coloração IHC. Tempos operatórios e mortalidade peri-processual são mantidos a um mínimo.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

Timectomia em roedores neonatais é um procedimento estabelecido e confiável para estudos imunológicos. No entanto, em ratos adultos, complicações de hemorragia e pneumotórax de ruptura pleural pode resultar numa taxa de mortalidade significativa. Este protocolo é um método simples de thymectomy rato que utiliza um mini-esternotomia e entubação endotraqueal. Intubação é realizado com um método não-invasivo e de fácil reprodução e permite a ventilação com pressão positiva para evitar pneumotórax e uma via aérea controlada que permite tempo suficiente para a dissecção timo cuidado para minimizar a interrupção pleural. A 1,5 centímetros incisão esternal diminui o contato com os vasos do mediastino e pleura, enquanto ainda fornece a visualização completa do timo. Após a exposição do mediastino, o timo é removido por dissecção romba sob ampliação. O espaço pleural é então selado por fecho de sutura dos músculos pré-traqueal, seguido pela aplicação de cola cirúrgica. Otórax é então fechada por sutura de encerramento do esterno, seguido por fecho de sutura da pele. Todos os timectomias estavam completos como evidenciado pela imuno-histoquímica (IHQ) coloração de tecidos do mediastino, e ausência de células T naive por citometria de fluxo, e que o processo tinha uma taxa de sobrevivência de 96%. Esse método é apropriado quando a timectomia completa com o mínimo de complicações é desejado para mais estudos imunológicos em ratos atímicos adultos.

Este procedimento foi realizado em ratos Lewis adultos (n = 26). O tempo médio de operação foi de 15 ± 3 min. Não houve mortalidade intra-operatória. O tempo de intubação média - de colocação de rato em cima do aparelho de intubação para o estabelecimento da ventilação - foi de 45 ± 5 segundos. 24 ratos tiveram uma recuperação completa da operação, sem evidência de dificuldades respiratórias ou hemorragia através dia de pós-operatório (DPO) 14. Um rato desenvolvido dificuldade respiratória em P...

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Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Timectomia completo em ratos adultos com não-invasiva entubação endotraqueal

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.5K visualizações.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Entubação endotraqueal em Ratos<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia direta Usando um otoscópio

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Medicina

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Automated Medição da microcirculação sanguínea velocidade na Pulmonar Metástases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Caracterização hemodinâmica invasiva da síndrome hipertensiva-Portal em ratos cirrose

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

A pneumonectomia esquerda combinado com Monocrotaline ou Sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

Um Modelo de Rato de Intubação Orotraqueal e Cirurgia de Reperfusão de Isquemia Pulmonar Ventilada

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Imunologia e Infecção

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Intubação Orotraqueal Repetida em Camundongos

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Explorando a doença obliterativa das vias aéreas em transplantes de pulmão

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

Autor em destaque: investigando os principais fatores da bronquiolite obliterativa após transplante de pulmão

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

Transplante de Traqueia Intrapulmonar Purino: Modelo para Investigação de Doença Obliterativa das Vias Aéreas Após Transplante Pulmonar

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Timectomia completo em ratos adultos com não-invasiva entubação endotraqueal

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Entubação endotraqueal em Ratos

Automated Medição da microcirculação sanguínea velocidade na Pulmonar Metástases of Rats

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Caracterização hemodinâmica invasiva da síndrome hipertensiva-Portal em ratos cirrose

A pneumonectomia esquerda combinado com Monocrotaline ou Sugen como modelo de hipertensão pulmonar em ratos

Um Modelo de Rato de Intubação Orotraqueal e Cirurgia de Reperfusão de Isquemia Pulmonar Ventilada

Intubação Orotraqueal Repetida em Camundongos

Transplante de Traqueia Intrapulmonar Purino: Modelo para Investigação de Doença Obliterativa das Vias Aéreas Após Transplante Pulmonar

Transplante de Traqueia Intrapulmonar Purino: Modelo para Investigação de Doença Obliterativa das Vias Aéreas Após Transplante Pulmonar

Transplante de Traqueia Intrapulmonar Purino: Modelo para Investigação de Doença Obliterativa das Vias Aéreas Após Transplante Pulmonar