This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

ملاحظة: تم القيام به جميع الإجراءات التجريبية التي تنطوي على استخدام الجرذان وفقا للبروتوكولات التي وافقت عليها لجنة رعاية واستخدام الحيوان في جامعة ديوك. 1. إعداد تنبيب الرغامي قنية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع نهاية الإبرة من 2 بوصة 14 G angiocathether إبرة مع كماشة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قرصة التجويف من الإبرة مغلق مع كماشة إبرة الانف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قسم مقروص وصولا الى حافة الجزء التجويف المفتوح مع كماشة القطع، ثم قطع حواف على جانبي نهاية المتبقية في 30 - 45 درجة زاوية إلى حافة الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع أسفل 3-4 ملم قنية في منطقة مفتوحة من كماشة الانزلاق مشترك على التوالي، وسحب صعودا حتى تم تشكيل منحنى صاعد طفيف في نهاية المطاف. ملاحظة: وسوف يسهل هذا توجيه قسطرة في القصبة الهوائية (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الصنفرة غرامة لضمان سلاسة أسفل حواف في نهاية قنية. </li><li&gt; العودة الصك اضعافها في أنابيب angiocatheter. تأكد من أن أنابيب أقصر قليلا من الإبرة أضعفت. </li></ol> إجراءات 2. قبل الجراحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد موقع لإجراء العملية عن طريق وضع مجهر التشغيل المقرر أن 10X التكبير على المنطقة التشغيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع وسادة الاحترار على منطقة التشغيل وتغطية مع وسادة الاستيعابية نظيفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشكيل لمعدل ضربات القلب ورصد الأوكسجين في الدم بالقرب من حقل الجراحي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن الفئران في الوزن القائم على الدواء الجرعات (على سبيل المثال، تسكين بعد العملية الجراحية، والمضادات الحيوية، أو اللمفاويات المستنفدة الضد). ملاحظة: النموذجية الجرذان الكبار تزن ما بين 350-450 جرام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رزين الفئران مع تبخيرها 3٪ الأيزوفلورين-O 2 (3 لتر / دقيقة) باستخدام غرفة الاستقراء تنفيس إلى نظام الكسح الغاز مخدر النفايات المحتوية على الفحم المنشط. سماح 5 دقائق للتخدير الحث على توفير التخدير العميق ضروري لالتنبيب الرغامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة كاربروفين أو Meloxicane (4.4 ملغ / كلغ) تحت الجلد لالفئران قبل الشروع في التنبيب والجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام كليبرز الكهربائية لحلاقة الرقبة والصدر من الفئران تخدير قبل التنبيب. </li></ol> 3. التنبيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير الإعداد التنبيب عن طريق فرك كمية صغيرة من تزييت (على سبيل المثال، هلام KY) على نهاية قنية التنبيب. بدوره على جهاز التنفس الصناعي لبدء تدفق الغاز الأيزوفلورين من خلال أنابيب الموصل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الفئران إلى جهاز التنبيب وتعليق الفئران على قضيب معدني التي كتبها العلوي القاطعة الأسنان (الشكل 2A). ملاحظة: يمكن شراء الأجهزة التنبيب بعض على الانترنت. محلية الصنع نموذج هو موضح هنا باستخدام الاكريليك ورقة مصبوب حول أجزاء من 2 × 4 بوصة قطعة قطني باستخدام شعلة غاز البوتان، وتعلق تعزيزات مع الكلوروفورم. يتم إرفاق شريط (أو الأسلاك المعدنية) من خلال حفر ثقوب على اخفاء الشريط وضعت على الصورةبيئة تطوير متكاملة من الاكريليك لمنع انشقاق أو تكسير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عبر تسليط الضوء على رقبة الفئران عن طريق وضع مرنة مصدر ضوء عالي الكثافة 1 - 2 سم من السطح البطني من الرقبة (الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام زوج من الطلاب ملقط نمط القياسية لسحب اللسان بلطف صعودا وإلى جانب الأسنان السفلية. قبضة اللسان بين الإبهام والسبابة من يد واحدة في حين وضع السطح داخل شقة من جانب واحد من ملقط ضد الطرف الأدنى من اللسان. الصحافة البطني لفضح سان المزمار وفتحة الحنجرة (الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصور الحبال الصوتية وتوجيه مقلوبة، نهاية قلل من قنية التنبيب الأمامية من خلال المزمار مفتوحة إلى القصبة الهوائية حتى محور angiocatheter اللمسات القواطع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مرود المعدنية، وإرفاق أنابيب التخدير لافتتاح angiocatheter لبدء التهوية مع isoflurane. ملاحظة: فلو الأوكسجين نموذجيمعدل ث إلى التنفس الصناعي هو 3 لتر / دقيقة مع 3٪ الأيزوفلورين. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط التنفس الصناعي بمعدل 60 التنفس / دقيقة في حجم تسيطر وضع جهاز التنفس الصناعي الذي يحقق ضغط ~ 12-14 مم زئبق. استخدام إيجابي ضغط نهاية الزفير (اللمحة) 3 سم H 2 O. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الصدر التوسع الثنائي جدار متزامنا مع التنفس الصناعي لضمان تحديد المكان المناسب من الأنبوب الرغامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق الموصى بها الطبيب البيطري العين مرهم للعيون الفئران لمنع جفاف بينما تحت التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق مرهم البيطري في عيون الفئران لمنع جفاف بينما تحت التخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين أنبوب القصبة الهوائية لرئيس الفئران مع شريط من شريط من القماش. ضمان اتصال قوي بين الأنبوب الرغامي وتدفق أنابيب مخدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الأوكسجين في الدم ورصد معدل ضربات القلب إلى القدم الفئران ويبدأ الرصد. تأكيد التخدير المناسبة التي تؤكد عدم وجود رد فعل لقرصة ه. </li></ol> 4. بضع الصدر والتيموس <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع الأسلوب العقيم القياسية لمجمل العملية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف الطاولة المنطقة والتشغيل العمل وتطهير مع حل الإيثانول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام القفازات الجراحية المعقمة أثناء إجراء، والأوتوكلاف جميع الأدوات والمواد المستخدمة أثناء العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق providone اليود إلى منطقة الصدر بالكامل واتركه حتى يجف. ثم تنظيف سطح الجلد مع الايثانول 70٪ على الشاش. تغطية الفئران مع التفاف واضح من البلاستيك قطع حفرة لفضح مجال التشغيل العقيمة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد الشق فوق القص في منطقة الصدر العلوية. جعل 2 سم شق خط الوسط من خلال الجلد ابتداء من 2 - 3 مم فوق الشق فوق القص وتمتد بشكل أقصى خط الوسط على طول القص باستخدام مقص شي حادة ذات الرؤوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء القص 1.5 سم متوسط ​​من الشق فوق القص مرة أخرى باستخدام مقص شي حادة ذات الرؤوس. Kالآثار البيئية الحافة السفلية من مقص فقط تحت القص والتقدم ببطء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج ضام ALM صغير فقط تحت عظمة القص فصل ومفتوحة لتكشف عن عضلات حزام قبل القصبة الهوائية (العضلة القصية والعضلات قصي درقي). فصل عضلات حزام قبل القصبة الهوائية باستخدام ملقط غريف حادة. ملاحظة: عند هذه النقطة، يمكن أن ينظر إلى القصبة الهوائية، وينبغي تصور أنبوب التنبيب داخل القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع شوكات من ضام ALM صغير تحت عضلات حزام يفصل والقص. فتح ضام لفضح الجانب متفوقة من الغدة الصعترية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ملقط دومون غرامة للافراج عن الحواف الجانبية للأنسجة الغدة الصعترية وفضح فصوص الغدة الصعترية أقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الغدة الصعترية بلطف متفوق في موقع شق مفتوح، مع الحرص على تجنب الاتصال مع الوريد الأجوف، تحت الترقوة والأوعية السباتية متفوقة، وتقليل تعطل بطانة الجنبي الحساسة بين الغدة الصعترية والرئتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما رانه الغدة الصعترية يتم تشريح السفن وكشف، استخدم مقص الدقيقة لتفريقهم. استخدام قطعة من القطن لعقد الضغط على السفن لالارقاء إذا لزم الأمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقديم فصوص الغدة الصعترية أقل في شق ثم ليز بحدة المرفقات الخلفي. إزالة الغدة الصعترية سليمة وتفتيش بعناية الغدة الصعترية إزالة لأية أقسام عداد المفقودين. ملاحظة: قد يكون تصور الغدد الليمفاوية الصدرية الصغيرة المحيطة الغدة الصعترية وغالبا ما يصعب تمييزها عن نسيج الغدة الصعترية. وستكون هذه العقد جولة منفصلة مع مظهر مماثل لأنسجة الغدة الصعترية ولكن لن يكون في تواصل مع الغدة الصعترية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة ضام ألم وإغلاق عضلات القصية اللامية وsternothyoid مع اثنين من توقف 5-0 الغرز ماكسون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق 2 قطرات من الصف الجراحية لاصقة الأنسجة cyanoacrylate عبر الغرز لختم المنصف تحت التهوية بالضغط الإيجابي. ملاحظة: هذا سيقلل من حدوث استرواح الصدر وورم دموي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق شارعernum مع اثنين من توقف 4-0 خيوط الحرير على إبرة القطع. أدخل الإبرة من خلال الفجوات بين الأضلاع، مع الحرص على توجيه الإبرة فقط تحت القص لتجنب طبقة العضلات الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق طبقة الجلد مع تشغيل 4-0 نايلون خياطة. وقف الأيزوفلورين في هذه المرحلة لتقصير فترة الشفاء التخدير بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف الموقع وشق الجلد المحيط مع مبلل المالحة الشاش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطبيق عدة قطرات من Bupivicaine (0.25٪) لتخدير موضعي، تليها 1 - 2 قطرات من الغراء cyanoacrylate خلال شق لختم الجرح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مواصلة لتهوية حتى يظهر الفئران علامات من الجهد التنفسي مستقل ويبدأ التحرك الأطراف فيها. ينزع الأنبوب الفئران والسماح لها لاسترداد تحت مراقبة وثيقة في قفص وضعها على وسادة الاحترار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة البوبرينورفين (0،01-0،05 ملغ / كلغ) تحت الجلد لالفئران مباشرة بعد العملية وتكرار كل 8-12 ساعة لمدة 48 ساعة بوالحادي والجراحة (عادة 5 جرعات الإجمالية). في 24 و 48 ساعة بعد العملية، وإدارة كاربروفين أو Meloxicane (4.4 ملغ / كلغ) تحت الجلد (3 مجموع الجرعات بما في ذلك جرعة ما قبل المنطوق). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل رصد حتى الفئران تتحرك حول القفص. في أي علامات ضيق التنفس، وأداء إعادة التنبيب وإعادة استكشاف للالصدر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الغرز طبقة الجلد 1 أسبوع بعد العملية. </li></ol>

<ol>
	<li>Hard, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thymectomy+in+the+neonatal+rat.">Thymectomy in the neonatal rat.</a> Lab. Anim. 9 (2), 105-110 (1975).</li><li>Kobayashi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+complete+thymectomy+in+adult+rats.">A technique for complete thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 1759 (94), 0 (1994).</li><li>Delrivi&#232;re, L., Gibbs, P., Kobayashi, E., Kamada, N., Gianello, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+technique+of+complete+thymectomy+in+adult+rats+without+tracheal+intubation.">New technique of complete thymectomy in adult rats without tracheal intubation.</a> Microsurgery. 18 (1), 6-8 (1998).</li><li>Walker, K. G., Jacques, B. C., Tweedle, J. R., Bradley, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simpler+technique+for+open+thymectomy+in+adult+rats.">A simpler technique for open thymectomy in adult rats.</a> J. Immunol. Methods. 175 (1), 141 (1994).</li><li>Na, N., Zhao, D., Huang, Z., Hong, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+method+for+rat+intubation+and+thymectomy.">An improved method for rat intubation and thymectomy.</a> Chin. Med. J. (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).</li><li>Kastl, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplification+of+rat+intubation+on+inclined+metal+plate).">Simplification of rat intubation on inclined metal plate).</a> Adv. Physiol. Educ. 28 (1-4), 29-34 (2004).</li><li>Weksler, B., Ng, B., Lenert, J., Burt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+endotracheal+intubation+in+the+rat.">A simplified method for endotracheal intubation in the rat.</a> J. Appl. Physiol. 76 (4), 1823-1825 (1994).</li><li>Jou, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+rat+intubation+using+a+new+oropharyngeal+intubation+wedge.">Simplified rat intubation using a new oropharyngeal intubation wedge.</a> J. Appl. Physiol. 89 (5), 1766-1770 (2000).</li><li>Rivard, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+intubation+and+ventilation+for+surgical+research.">Rat intubation and ventilation for surgical research.</a> J. Invest. Surg. 19 (4), 267-274 (2006).</li><li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+of+isolated,+vascular+whole+thymus+transplantation+in+nude+rats.">A model of isolated, vascular whole thymus transplantation in nude rats.</a> Transplant Proc. 44 (5), 1394-1398 (2012).</li><li>AbuAttieh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Affinity+maturation+of+antibodies+requires+integrity+of+the+adult+thymus.">Affinity maturation of antibodies requires integrity of the adult thymus.</a> Eur. J. Immunol. 42 (2), 500-510 (2012).</li><li>Reeves, J. P., Reeves, P. A., Chin, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+surgery:+removal+of+the+spleen+or+thymus.">Survival surgery: removal of the spleen or thymus.</a> Curr. Protoc. Immunol. 1 (Unit 1.10), (2001).</li><li>Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+thymus+in+operational+tolerance+induction+in+limb+allograft+transplant+model.">Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model.</a> Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).</li><li>Satoh, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunosuppressive+effect+of+long-term+drainage+of+thoracic+duct+on+immunological+memory+in+adult+thymectomized+rats.+Transplant.">Immunosuppressive effect of long-term drainage of thoracic duct on immunological memory in adult thymectomized rats. Transplant.</a> Proc. 37 (4), 1947-1948 (2005).</li><li>Groen, H., Klatter, F., Pater, J., Nieuwenhuis, P., Rozing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporary,+but+Essential+Requirement+of+CD8++T+Cells+Early+in+the+Pathogenesis+of+Diabetes+in+BB+Rats+as+Revealed+by+Thymectomy+and+CD8+Depletion.">Temporary, but Essential Requirement of CD8+ T Cells Early in the Pathogenesis of Diabetes in BB Rats as Revealed by Thymectomy and CD8 Depletion.</a> Clin. Dev. Immunol. 10 (2-4), 141-151 (2003).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

يوفر هذا البروتوكول لالتيموس الكامل نهج مينيملي مع شق ثلاث طبقات الإغلاق مع تطبيق الغراء الجراحية مصممة لتقليل المضاعفات. وقد تجلى إزالة كاملة من الغدة الصعترية عن فقدان خلايا T ساذجة وIHC تلطيخ من الأنسجة اللمفاوية المنصفية لcytokeratin. <p class="jove_content" style=";text-align:right;direction...

منذ أوائل 1960s، وقد تم الاعتراف الغدة الصعترية لدوره الحيوي في تنمية التحمل المناعي المركزي. وقد ثبت القوارض التيموس أن يكون الإجراء أساسي في تحديد دور الغدة الصعترية في تمايز الخلايا اللمفاوية والتسامح الذات، وتحمل مناعي في تحديد زرع المزروع وورم خبيث. إزالة الغدة الصعترية الفئران تسمح للدراسات التي تنطوي على استنزاف T-الخلية أو نقل بالتبني من سكان الخلية T محددة دون عودة ظهور خلايا T ساذجة الأم. Thymectomies في القوارض حديثي الولادة ويمكن تحقيق ذلك باستخدام تقنية الشفط مع نتائج يمكن الاعتماد عليها 1. في الفئران البالغات، ويرتبط هذا الأسلوب مع معدل وفيات تقريبي 20٪ والنتائج في كثير من الأحيان في التيموس غير مكتمل 2. لتحقيق باستمرار التيموس الكامل في الفئران الكبار، مطلوب التعرض المفتوحة للالمنصف من خلال القص المتوسط. ومع ذلك، هذاويرتبط الإجراء مع المضاعفات التي تشمل إصابة القصبة الهوائية، والنزف واسترواح الصدر مما يؤدي إلى معدل الوفيات الإجمالي تتراوح 1،5-6٪ 2- 4. وعلى مدى العقدين الماضيين تحسينات في تقنيات التيموس انخفضت مضاعفات المحيطة بالجراحة وتحسنت معدلات البقاء على قيد الحياة. التنبيب الرغامي السماح للتهوية بالضغط الإيجابي قد تراجعت معدلات استرواح الصدر 5. طرق التنبيب وصف في وقت سابق مجموعة من التعرض مفتوحة إلى القصبة الهوائية إلى أساليب أقل الغازية باستخدام التصور الحبال الصوتية المباشر. المضاعفات المرتبطة إجراء التنبيب وتشمل إصابة القصبة الهوائية، وتمزق الحبال الصوتية، التنبيب المريء غير مقصود، ونزيف الناتجة عن ثقب في القلب أو تهتك من الوريد الأجوف العلوي. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن مقربة من فصوص الغدة الصعترية السفلى لبطانة الجنبي يؤدي إلى استرواح الصدر. نحن هنا وصف تقنيةالتيموس من خلال مينيملي 2 سم شق الجلد التالية طريقة بسيطة لالتنبيب الرغامي باستخدام angiocatheter اضعافها نهاية والقصبة الهوائية عبر الجلد الإضاءة. والتيموس ينطوي على 1.5 سم القص وإغلاق ثلاث طبقات مع تطبيق الغراء الجراحي لختم المنصف والحد من حدوث النزف ومضاعفات في الجهاز التنفسي. هذه الطريقة يؤدي بشكل موثوق في التيموس كاملة كما يتضح من اختفاء CD4 + CD8 + وخلايا T ساذجة التالية التيموس وعدم وجود أنسجة الغدة الصعترية على IHC تلطيخ. يتم الاحتفاظ مرات المنطوق وفيات شبه الإجرائية إلى أدنى حد ممكن.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

التيموس في القوارض حديثي الولادة هي إجراءات المتبعة وموثوق بها للدراسات المناعية. ومع ذلك، في الفئران البالغات، ومضاعفات النزف واسترواح الصدر من اضطراب الجنبي يمكن أن يؤدي إلى معدل وفيات كبيرة. هذا البروتوكول هو طريقة بسيطة لاستئصال التوتة الفئران التي تستخدم مصغرة القص والتنبيب الرغامي. ويتم إنجاز التنبيب مع طريقة غير الغازية واستنساخه بسهولة، ويسمح للتهوية بالضغط الإيجابي لمنع استرواح الصدر والشعب الهوائية للرقابة التي تتيح الوقت الكافي للدقيق الغدة الصعترية تشريح للحد من انقطاع الجنبي. وهناك 1.5 سم شق القصية يقلل اتصال مع السفن المنصفية وغشاء الجنب، في حين لا يزال توفير التصور الكامل للالغدة الصعترية. بعد التعرض للالمنصف، يتم إزالة الغدة الصعترية التي كتبها تشريح حادة تحت التكبير. ثم يتم مختومة الفضاء الجنبي من قبل الإغلاق خياطة العضلات قبل القصبة الهوائية تليها تطبيق الغراء الجراحي. الثم يتم إغلاق الصدر بإغلاق خياطة من القص، تليها إغلاق خياطة الجلد. كانوا جميعا thymectomies كاملة كما يتضح من المناعى (IHC) تلطيخ من الأنسجة المنصفية، وغياب T-خلايا ساذجة التدفق الخلوي، وكان الإجراء معدل البقاء على قيد الحياة 96٪. هذا الأسلوب هو مناسبة عندما هو المطلوب التيموس الكامل مع الحد الأدنى من المضاعفات لمزيد من الدراسات المناعية في الفئران الكبار athymic.

تم تنفيذ هذا الإجراء على الفئران لويس البالغين (ن = 26). كان الوقت تشغيل متوسط ​​15 ± 3 دقائق. لم يكن هناك أي وفيات أثناء العملية. كان 45 ± 5 ثانية - في الوقت نفسه التنبيب - من وضع الفئران على الجهاز التنبيب لإنشاء التهوية. وكان 24 الفئران الشفاء التام من العملية مع أي دليل على ...

Watch this Scientific Journal Video about Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation at JoVE.com

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

التيموس كاملة في الجرذان الكبار مع غير الغازية التنبيب الرغامي

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

complete-thymectomy-adult-rats-with-non-invasive-endotracheal

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.5K Views.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

Video: Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Medicine

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

القياس الآلي من الأوعية الدقيقة سرعة تدفق الدم في الرئة الانبثاث من الجرذان

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

وصف متلازمة المدخل-ارتفاع ضغط الدم في الفئران Cirrhotic الفسيولوجية الغازية

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

بنيومونيكتومي اليسرى جنبا إلى جنب مع مونوكروتاليني أو سكر كنموذج لارتفاع ضغط الدم الرئوي في الفئران

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

استكشاف مرض مجرى الهواء المسد في عمليات زرع الرئة

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

تسليط الضوء على المؤلف: التحقيق في العوامل الرئيسية لالتهاب القصيبات المسد بعد زرع الرئة

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

زرع القصبة الهوائية داخل الرغام: نموذج للتحقيق في مرض مجرى الهواء بعد زرع الرئة

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

التيموس كاملة في الجرذان الكبار مع غير الغازية التنبيب الرغامي

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

التنبيب الرغامي في الفئران

القياس الآلي من الأوعية الدقيقة سرعة تدفق الدم في الرئة الانبثاث من الجرذان

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

وصف متلازمة المدخل-ارتفاع ضغط الدم في الفئران Cirrhotic الفسيولوجية الغازية

بنيومونيكتومي اليسرى جنبا إلى جنب مع مونوكروتاليني أو سكر كنموذج لارتفاع ضغط الدم الرئوي في الفئران

نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

زرع القصبة الهوائية داخل الرغام: نموذج للتحقيق في مرض مجرى الهواء بعد زرع الرئة

زرع القصبة الهوائية داخل الرغام: نموذج للتحقيق في مرض مجرى الهواء بعد زرع الرئة

زرع القصبة الهوائية داخل الرغام: نموذج للتحقيق في مرض مجرى الهواء بعد زرع الرئة