Name: complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
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This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

HINWEIS: Alle experimentellen Verfahren, die die Verwendung von Ratten wurden in Übereinstimmung mit Protokollen von der Animal Care und Verwenden Ausschuss der Duke University genehmigt wurde. 1. Vorbereitung der Intubation Kanüle <ol><li> Schneiden Sie die Nadel Ende einer 2-Zoll-14 G angiocathether Nadel mit einer Zange. </li><li> Klemmen Sie das Lumen der Nadel geschlossen mit einer Spitzzange. </li><li> Schneiden Sie den Abschnitt eingeklemmt an den Rand des offenen Lumens Teil mit einer Zange, und dann schneiden Sie die Kanten auf beiden Seiten des verbleibenden Ende bei 30 - 45 ° Winkel zur Nadel Rand. </li><li> Legen Sie die unteren 3-4 mm der Kanüle in den offenen Bereich des Straight-Schiebe-Zange und nach oben ziehen, bis eine leichte Aufwärtskurve am Ende gebildet. Hinweis: das Lenken des Katheters in der Luftröhre (1) zu erleichtern. </li><li> Verwenden feinem Sandpapier, um am Ende der Kanüle glätten Sie die Kanten. </li><li&gt; Bringen Sie den abgestumpften Instrument in die Angiokatheter Schläuche. Sicherzustellen, dass der Schlauch ist etwas kürzer als die stumpfe Nadel. </li></ol> 2. Pre-chirurgische Verfahren <ol><li> Richten Sie die Website für die Prozedur, indem ein Operationsmikroskop zu 10-facher Vergrößerung über den Betriebsbereich eingestellt. </li><li> Legen Sie eine wärmende Unterlage auf den Arbeitsbereich und mit einem sauberen absorbierenden Pad. </li><li> Richten Sie eine Herzfrequenz und Blutsauerstoffsensors in das Operationsfeld. </li><li> Wiegen Sie die Ratte für gewichtsbasierte Dosierung von Medikamenten (zB postoperative Analgesie, Antibiotika oder Lymphozyten-abbauende Antikörper). HINWEIS: Typische erwachsenen Ratten wiegen zwischen 350 bis 450 g. </li><li> Sedate die Ratte mit verdampften 3% Isofluran-O &amp; sub2; (3 l / min) unter Verwendung einer Induktionskammer entlüftet, um einen Abfallanästhesiegas System Aktivkohle enthält. Lassen Sie 5 Minuten für die Narkoseeinleitung zu tiefe Narkose für Intubation erforderlich sind. </li><li> Verabreichen Carprofen oder Meloxicane (4,4 mg / kg) subkutan in die Ratte vor der Anwendung mit Intubation und Operation fortfahren. </li><li> Verwenden elektrischen Haarschneider, um den Hals und Brust des narkotisierten Ratten vor der Intubation zu rasieren. </li></ol> 3. Intubation <ol><li> Bereiten Sie die Intubation Setup durch Reiben einer kleinen Menge von Schmier (zB KY Gel) auf das Ende des Intubationskanüle. Drehen an dem Beatmungsgerät, um den Fluß von Isofluran Gas durch die Rohrverbinder beginnen. </li><li> Übertragen der Ratte zur Intubation Vorrichtung und die Ratte an der Metallleiste zu suspendieren mit seinem oberen Schneidezähne (2A). ANMERKUNG: Bestimmte Intubation Vorrichtungen können online erworben werden. Die hier gezeigte Modell ist mit einer Acrylplatte um Abschnitte einer 2 x 4 Zoll Lendenstück mit einer Butanbrenner Formhausgemacht, und Verstärkungen mit Chloroform befestigt. Die Bar (oder Metalldraht) wird durch Bohren von Löchern über Kreppband an der s an diesem befestigtide der Acryl zu Absplitterungen oder Risse zu verhindern. </li><li> Trans beleuchten Nacken der Ratte, indem eine flexible hochintensive Lichtquelle 1-2 cm von der Bauchseite des Halses (2B). </li><li> Verwenden Sie ein Paar Studenten Standardmuster einer Pinzette, um die Zunge leicht nach oben und an der Seite der unteren Zähne zu ziehen. Fassen Sie die Lasche zwischen Daumen und Zeigefinger einer Hand beim Aufsetzen der flachen Innenfläche der einen Seite der Zange gegen das untere Ende der Zunge. Press ventral den Kehldeckel und der Öffnung des Kehlkopfs (2C) zu belichten. </li><li> Visualisieren Sie die Stimmbänder und führen die umgedrehten, abgestumpft Ende des Intubationskanüle nach vorn durch die offene Stimmritze in die Luftröhre, bis die Nabe des Angiokatheter berührt die Schneidezähne. </li><li> Entfernen Sie die Metallführungsstab, und befestigen Sie den Schlauch mit dem Narkose Angiokatheter Öffnung zur Belüftung mit Isofluran beginnen. HINWEIS: Die typische Sauerstoff flow Rate an das Beatmungsgerät 3 L / min mit 3% Isofluran. <ol><li> Gesetzt den Ventilator mit einer Geschwindigkeit von 60 Atemzügen / min in einem Volumen gesteuert Beatmungsmodus, der einen Druck von ~ 12 erreicht - 14 mmHg. Verwenden Sie einen positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 3 cm H 2 O. </li></ol></li><li> Beobachten bilateralen Brustwand Expansion synchron mit dem Beatmungsgerät, um eine ordnungsgemäße Plazierung des Endotrachealtubus zu gewährleisten. </li><li> Bewerben Tierarzt empfohlenen Augensalbe die Augen der Ratte zur Trockene, während der Narkose zu verhindern. </li><li> Bewerben Tierarzt Salbe auf die Augen der Ratte zur Trockene, während der Narkose zu verhindern. </li><li> Sichern Sie den Tubus auf den Kopf der Ratte mit einem Streifen aus Gewebeband. Achten Sie darauf, eine feste Verbindung zwischen dem Endotrachealtubus und dem Narkose Zufluss Schläuche. </li><li> Befestigen Sie die Sauerstoffsättigung des Blutes und Herzfrequenz-Messgerät bis zu den Füßen der Ratte und beginnen Überwachung. Überprüfen Sie die Betäubung durch die Bestätigung erfolgt keine Reaktion aufE-Prise. </li></ol> 4. Thorakotomie und Thymektomie <ol><li> Folgen Sie der üblichen aseptischen Technik für die Gesamtheit des Verfahrens. <ol><li> Reinigen Sie den Arbeitsbereich und Operationstisch und desinfizieren mit einer 70% igen Ethanollösung. </li><li> Verwenden Sie sterile Handschuhe während des Verfahrens, und Autoklaven alle Instrumente und Materialien während des Verfahrens verwendet. </li><li> Bewerben Providon-Jod auf die gesamte Brustbereich und lassen Sie ihn trocknen. Danach die Oberfläche der Haut mit 70% Ethanol auf Gaze. Decken Sie die Ratte mit Klarsichtfolie ein Loch, um das sterile Operationsfeld freizulegen. </li></ol></li><li> Identifizieren Sie die Jugulum im oberen Brustbereich. Machen Sie eine 2 cm Mittelschnitt durch die Haut ab 2-3 mm über dem Jugulum und sich distal Mittellinie entlang des Brustbeins mit stumpfen Shea Schere. </li><li> Führen Sie einen 1,5 cm Längssternotomie vom Jugulum wieder mit stumpfen Shea Schere. KEEP die Unterkante der Schere direkt unter dem Brustbein und Fortschritt langsam. </li><li> Legen Sie einen kleinen Alm Aufroller knapp unterhalb des Brustbeins getrennt und offen für die Pre-Luftröhrenhalsmuskulatur (M. sternohyoideus und M. sternothyroideus Muskeln) zu offenbaren. Trennen Sie die Pre-Luftröhrenhalsmuskulatur mit stumpfen Graefe Pinzette. HINWEIS: An diesem Punkt kann der Trachea zu sehen ist, und der Intubationstubus sollte innerhalb der Luftröhre sichtbar gemacht werden. </li><li> Legen Sie die Zinken des kleinen Alm Aufroller unter den getrennt Halsmuskulatur und Brustbein. Öffnen Sie die Rückziehvorrichtung, die überlegene Aspekt der Thymus aus. </li><li> Verwenden feinen Pinzette Dumont, um die Seitenränder des Thymusgewebe lösen und setzen die unteren Thymus Lappen. </li><li> Ziehen Sie den Thymus sanft souverän ins Freie Inzisionsstelle, kümmert sich um den Kontakt mit der oberen Hohlvene, subclavia und Halsgefäße zu vermeiden und zu einer Störung der empfindlichen Brustfellfutter zwischen dem Thymus und Lunge zu minimieren. </li><li> Da ter Thymus Gefäße präpariert und aufgedeckt, verwenden Mikro-Scheren, um sie zu teilen. Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um den Druck auf die Gefäße zur Blutstillung zu halten, wenn nötig. </li><li> Liefern Sie die unteren Lappen des Thymus in den Einschnitt und dann scharf lysieren die hinteren Anbaugeräte. Entfernen Sie die intakten Thymus und sorgfältig inspizieren entfernt Thymus nach fehlenden Abschnitte. HINWEIS: Kleine Brust-Lymphknoten rund um den Thymus sichtbar gemacht werden und sind oft nur schwer von Thymusgewebe unterscheiden. Diese werden diskrete runde Knoten mit einer ähnlichen Erscheinung Thymusgewebe, wird jedoch nicht in Kontinuität mit der Thymus sein. </li><li> Entfernen Sie die Alm Aufroller und schließen Sie die M. sternohyoideus und sternothyoid Muskeln mit zwei unterbrochen 5-0 Maxon Nähten. </li><li> 2 Tropfen von chirurgischer Qualität Cyanoacrylatkleber über die Nähte, die Mediastinum unter Überdruckbeatmung zu versiegeln. Hinweis: das wird die Häufigkeit von Pneumothorax und Hämatome zu verringern. </li><li> Schließen Sie die sternum mit zwei unterbrochen 4-0 Seidenfäden auf ein Schneide Nadel. Führen Sie die Nadel durch die Lücken zwischen den Rippen, kümmert sich um die Nadel direkt unter dem Brustbein zu führen, um die darunter liegende Muskelschicht zu vermeiden. </li><li> Schließen Sie die Hautschicht mit einer Lauf 4-0 Nylonnaht. Unterbrechen Sie die Isofluran an dieser Stelle auf die postoperative Anästhesie Erholungszeit zu verkürzen. </li><li> Reinigen Sie die Inzisionsstelle und der umgebenden Haut mit Kochsalzlösung angefeuchtet Gaze. </li><li> Mehrere Tropfen Bupivicain (0,25%) zur Lokalanästhesie, gefolgt von 1-2 Tropfen Sekundenkleber auf den Schnitt, um den Einschnitt zu versiegeln. </li><li> Weiter zu belüften, bis die Ratte Anzeichen von unabhängigen Atemanstrengung und fängt an, seine Gliedmaßen zu bewegen. Extubieren die Ratte und lassen Sie ihn unter Beobachtung in einem Käfig auf eine wärmende Unterlage platziert erholen. </li><li> Verwalten Buprenorphin (0,01 bis 0,05 mg / kg) subkutan in die Ratte unmittelbar nach der Operation, und wiederholen Sie alle 8-12 h 48 h post operativ (in der Regel 5 Gesamtdosen). Nach 24 und 48 Stunden nach der Operation, Administration Carprofen oder Meloxicane (4,4 mg / kg) subkutan (3 Gesamtdosen einschließlich der präoperativen Dosis). </li><li> Weiter zu überwachen, bis die Ratte um den Käfig zu bewegen. Bei Anzeichen von Atemnot, führen Sie Re-Intubation und Wieder Erforschung der Brust. <ol><li> Sie ein Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis er wieder zu sich kam, um ausreichende Brustlage zu halten. </li><li> Sie ein Tier, das der Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li></ol></li><li> Entfernen Sie die Hautschicht Nähte 1 Woche nach der Operation. </li></ol>

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Transplant.</a> Proc. 37 (4), 1947-1948 (2005).</li><li>Groen, H., Klatter, F., Pater, J., Nieuwenhuis, P., Rozing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporary,+but+Essential+Requirement+of+CD8++T+Cells+Early+in+the+Pathogenesis+of+Diabetes+in+BB+Rats+as+Revealed+by+Thymectomy+and+CD8+Depletion.">Temporary, but Essential Requirement of CD8+ T Cells Early in the Pathogenesis of Diabetes in BB Rats as Revealed by Thymectomy and CD8 Depletion.</a> Clin. Dev. Immunol. 10 (2-4), 141-151 (2003).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Die vorliegende Protokoll für die komplette Thymektomie eine minimal-invasive Ansatz mit einem Drei-Schicht Einschnitt Verschluss mit chirurgischen Klebstoff Anwendung entwickelt, um Komplikationen zu minimieren. Die vollständige Entfernung des Thymus wurde durch den Verlust von naiven T-Zellen und durch IHC Färbung mediastinaler Lymphgewebe Zytokeratin demonstriert. 20% aufgrund von perioperativen Komplikationen, von denen die meisten der auf die enge Verbindung der unteren Lappen des Th...

Seit den frühen 1960er Jahren hat sich die Thymusdrüse für seine entscheidende Rolle in der Entwicklung der zentralen immunologische Toleranz anerkannt. Nagetier thymectomy hat sich als ein wesentlicher Vorgang bei der Definition der Rolle von Thymus der Lymphozytendifferenzierung Selbsttoleranz und Immuntoleranz in der Einstellung der Allograft Transplantation und Tumormetastasen. Die Entfernung der Ratte Thymus ermöglicht Studien mit T-Zell-Depletion oder adoptiven Transfer von definierten T-Zellpopulationen, ohne das erneute Auftreten von einheimischen naiven T-Zellen. Thymectomies bei neugeborenen Nagetieren können mit einem Saug-Technik mit zuverlässigen Ergebnissen 1 durchgeführt werden. In erwachsenen Ratten wird diese Technik mit einer ungefähren 20% Todesrate und führt häufig zu einer unvollständigen thymectomy 2. Um eine vollständige Thymektomie bei erwachsenen Ratten durchgängig zu erreichen, ist offen Belichtung des Mediastinum über eine mediane Sternotomie erforderlich. Doch diese6% 2- 4 - Verfahren ist mit Komplikationen, die Trachea Verletzungen, Blutungen und Pneumothorax, die zu einer Gesamtmortalität von 1,5 sind verbunden. In den letzten zwei Jahrzehnten Verbesserungen thymectomy Techniken perioperativen Komplikationen vermindert und wurden Überlebensraten verbessert. Intubation so dass für Überdruckbeatmung hat Pneumothorax Raten 5 verringert. Methoden der Intubation zuvor aus offenen Exposition beschriebenen Bereich um die Luftröhre zu weniger invasiven Methoden mit direkter Stimmband Visualisierung. Komplikationen im Zusammenhang mit der Intubation Verfahren verbunden sind Luftröhrenverletzung, Stimmbandbruch, unbeabsichtigte Speiseröhre Intubation und Blutungen aus Herzpunktion oder Zerstörung von der oberen Hohlvene resultieren. Außerdem kann die Nähe der unteren thymic Keulen pleuralen Auskleidung Pneumothorax führen. Hier beschreiben wir eine TechnikThymektomie durch eine minimal-invasive 2 cm Hautschnitt nach einer einfachen Methode der Intubation mit einem stumpfen Ende Angiokatheter und transkutane Luftröhrenbeleuchtung. Die thymectomy beinhaltet eine 1,5 cm Sternotomie und einen dreischichtigen Verschluß mit chirurgischen Leimauftrag auf das Mediastinum abzudichten und die Inzidenz von Blutungen und respiratorische Komplikationen zu minimieren. Dieses Verfahren zuverlässig entsteht lücken thymectomy wie durch das Verschwinden der CD4 + und CD8 + T-Zellen naive folgenden thymectomy und Abwesenheit von Thymusgewebe auf IHC Färbung nachgewiesen. Operative Zeiten und peri-prozedurale Sterblichkeit sind auf ein Minimum reduziert.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

Thymektomie bei neugeborenen Nagern ist ein etabliertes und zuverlässiges Verfahren für immunologische Untersuchungen. Doch bei erwachsenen Ratten, Komplikationen von Blutungen und Pneumothorax von pleural Unterbrechung kann zu einer signifikanten Sterblichkeit führen. Dieses Protokoll ist ein einfaches Verfahren zur Ratte thymectomy, die einen Mini-Sternotomie Intubation verwendet. Intubation ist mit einer nicht-invasiv und leicht reproduzierbares Verfahren erfolgen und ermöglicht positive Druckventilation Pneumothorax zu verhindern und eine gesteuerte Luftwege, die ausreichende Zeit für eine sorgfältige Dissektion Thymus pleurale Minimierung von Störungen ermöglicht. Ein 1,5 cm Brustbeineinschnitt nimmt Kontakt mit mediastinale Gefäße und Rippenfell, während immer noch eine vollständige Visualisierung des Thymus. Nach der Belichtung des Mediastinums wird der Thymus stumpf unter Vergrößerung entfernt. Pleuraraum wird dann durch Nahtverschluss der vorge tracheale Muskeln, gefolgt von der Anwendung des chirurgischen Klebstoff abgedichtet. DieBrustkorb wird dann durch Nahtverschluss des Brustbeins, gefolgt von Nahtverschluss der Haut verschlossen. Alle thymectomies abgeschlossen waren, wie durch immunhistochemische (IHC) Färbung der mediastinalen Gewebe und Abwesenheit von naiven T-Zellen, nachgewiesen durch Durchflusszytometrie, und das Verfahren war eine 96% ige Überlebensrate. Diese Methode eignet sich, wenn Sie fertig Thymektomie mit minimalen Komplikationen für weitere immunologische Untersuchungen in athymischen erwachsenen Ratten gewünscht.

Dieses Verfahren wurde zur Erwachsenen Lewis-Ratten (n = 26) durchgeführt. Die mittlere Operationszeit betrug 15 ± 3 min. Es gab keine intraoperative Mortalität. Die mittlere Intubation Zeit - von Platzierung von Ratten auf der Intubation Gerät zur Gründung der Belüftung - betrug 45 ± 5 sec. 24 Ratten hatten eine vollständige Genesung von der Operation ohne Anzeichen von Atembeschwerden oder Blutungen durch postoperativen Tag (POD) 14. Eine Ratte entwickelten Atemnot auf POD 4 und unterzog Re-Operation, um das M...

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Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Komplette Thymektomie bei erwachsenen Ratten mit Nicht-invasive Intubation

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

16.5K Aufrufe.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

Serie: Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubation bei Mäusen<em&gt; Über</em&gt; Direkte Laryngoskopie Mit einem Otoskop

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Forschung

Medizin

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Automatisierte Messung der Mikrozirkulation Blutflußgeschwindigkeit in Lungenmetastasen von Ratten

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Invasive hämodynamische Charakterisierung des Portal-hypertensiven Syndroms in zirrhotischen Ratten

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

Die linke Pneumonektomie kombiniert mit Monocrotaline oder Sugen als Modell der pulmonalen Hypertonie bei Ratten

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Immunologie und Infektion

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Erforschung der obliterativen Atemwegserkrankung bei Lungentransplantationen

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Schlüsselfaktoren der obliterativen Bronchiolitis nach Lungentransplantation

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Komplette Thymektomie bei erwachsenen Ratten mit Nicht-invasive Intubation

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Intubation bei Mäusen

Automatisierte Messung der Mikrozirkulation Blutflußgeschwindigkeit in Lungenmetastasen von Ratten

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Invasive hämodynamische Charakterisierung des Portal-hypertensiven Syndroms in zirrhotischen Ratten

Die linke Pneumonektomie kombiniert mit Monocrotaline oder Sugen als Modell der pulmonalen Hypertonie bei Ratten

Ein Mausmodell der orotrachealen Intubation und der beatmeten Lungenischämie-Reperfusionschirurgie

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation

Intrapulmonale Trachealtransplantation bei Mäusen: Ein Modell zur Untersuchung obliterativer Atemwegserkrankungen nach Lungentransplantation