Name: complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation
Uploaded: 2014-12-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
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This work was supported by AI101263 from the National Institutes of Health (T.V.B), and by a grant from The Hartwell Foundation (M.L.M). M.L.M. is a member of the Duke Comprehensive Cancer Center.

NOTA: Tutte le procedure sperimentali che prevedono l&#39;uso di ratti sono stati fatti secondo protocolli approvati dalla cura e l&#39;uso degli animali Comitato della Duke University. 1. Preparazione del tracheale intubazione cannula <ol><li> Tagliare la fine dell&#39;ago di un 2 pollici 14 G angiocathether ago con taglienti. </li><li> Pinch il lume dell&#39;ago chiuso con pinze ad ago. </li><li> Tagliare sezione pizzicato fino al bordo della porzione aperta lumen con le pinze di taglio, e quindi tagliare i bordi su entrambi i lati della restante estremità a 30 - 45 ° angolo al bordo dell&#39;ago. </li><li> Posizionare la parte inferiore 3 - 4 mm della cannula nella zona aperta di pinze slip-joint diritte e tirare verso l&#39;alto fino a quando una leggera curva verso l&#39;alto è formata alla fine. NOTA: Ciò faciliterà dirigere il catetere nella trachea (Figura 1). </li><li> Utilizzare carta vetrata fine per lisciare i bordi all&#39;estremità della cannula. </li><li&gt; Torna lo strumento smussata nel tubo angiocatheter. Assicurarsi che il tubo è leggermente più corto del ago smussato. </li></ol> Procedure 2. Pre-chirurgiche <ol><li> Impostare il sito per la procedura inserendo un microscopio operatorio impostato a 10 volte di ingrandimento su tutta l&#39;area operativa. </li><li> Posizionare un pad di riscaldamento sul campo operatorio e coprire con un tampone assorbente pulita. </li><li> Impostare una frequenza cardiaca e un monitor ossigenazione del sangue nei pressi del campo operatorio. </li><li> Pesare il ratto per basato sul peso farmaci dosaggio (ad esempio, analgesia postoperatoria, antibiotici, o linfociti riducono anticorpi). NOTA: tipico ratti adulti pesano tra 350-450 g. </li><li> Sedate ratto con vaporizzato 3% isoflurano-O 2 (3 L / min) utilizzando una camera di induzione ventilato ad un sistema di evacuazione dei gas anestetico rifiuti contenenti carbone attivo. Lasciare 5 min per l&#39;induzione dell&#39;anestesia per fornire profonda anestesia necessaria per l&#39;intubazione endotracheale. </li><li> Somministrare Carprofen o Meloxicane (4,4 mg / kg) per via sottocutanea nel ratto prima di procedere con intubazione e chirurgia. </li><li> Utilizzare tagliatori elettrici a radersi il collo e il petto del topo anestetizzato prima di intubazione. </li></ol> 3. intubazione <ol><li> Preparare la configurazione intubazione strofinando una piccola quantità di lubrificante (ad esempio, gel KY) sull&#39;estremità della cannula. Accendere il ventilatore per iniziare il flusso di gas isoflurano attraverso il tubo connettore. </li><li> Trasferire il ratto all&#39;apparato intubazione e sospende il ratto sulla barra metallica dal suo incisivo superiore denti (Figura 2A). NOTA: alcuni apparecchi intubazione possono essere acquistati on-line. Il modello mostrato qui è fatto in casa utilizzando un foglio acrilico modellato attorno a sezioni di un pollice pezzo lombare 2 x 4 con una torcia butano, e rinforzi sono attaccati con cloroformio. Il bar (o filo metallico) è attaccato da fori di perforazione oltre nastro adesivo immessi sul side dell&#39;acrilico per evitare scheggiature o crepe. </li><li> Trans-illuminare il collo del ratto posizionando una fonte di luce ad alta intensità flessibile 1 - 2 cm dalla superficie ventrale del collo (Figura 2B). </li><li> Utilizzare un paio di pinze studente modello standard per tirare la linguetta leggermente verso l&#39;alto e verso il lato dei denti inferiori. Grip linguetta tra il pollice e l&#39;indice di una mano mentre si posiziona la superficie interna piatta di un lato della pinza contro l&#39;estremità inferiore della lingua. Premere ventralmente per esporre l&#39;epiglottide e l&#39;apertura della laringe (Figura 2C). </li><li> Visualizzare le corde vocali e guidare la rovesciata, estremità smussata della cannula intubazione anteriormente attraverso la glottide aperta nella trachea fino mozzo della angiocatheter tocca incisivi. </li><li> Togliere il mandrino metallico, e collegare il tubo dell&#39;anestesia all&#39;apertura angiocatheter per cominciare la ventilazione con isoflurano. NOTA: Il tipico flo ossigenotasso w al ventilatore è 3 L / min con il 3% isoflurano. <ol><li> Impostare il ventilatore ad una velocità di 60 respirazioni / min in una modalità ventilatore controllato volume raggiunge una pressione di ~ 12 - 14 mmHg. Utilizzare una pressione positiva di fine espirazione (PEEP) del 3 cm H 2 O. </li></ol></li><li> Osservare espansione parete toracica bilaterale in sincronia con il ventilatore per garantire il corretto posizionamento del tubo endotracheale. </li><li> Applicare veterinario consigliato occhio pomata agli occhi del ratto per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Applicare veterinario pomata sugli occhi del ratto per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. </li><li> Fissare il tubo endotracheale alla testa del ratto con una striscia di nastro di stoffa. Garantire un collegamento stabile tra il tubo endotracheale e la tubazione afflusso anestetico. </li><li> Attaccare l&#39;ossigenazione del sangue e il monitor della frequenza cardiaca al piede del ratto e iniziare il monitoraggio. Verificare il corretto anestesia confermando non vi è alcuna reazione ae-pizzico. </li></ol> 4. Toracotomia e Thymectomy <ol><li> Seguire tecnica asettica standard per l&#39;interezza della procedura. <ol><li> Pulire l&#39;area e il funzionamento tavolo di lavoro e disinfettare con una soluzione di etanolo al 70%. </li><li> Utilizzare guanti chirurgici sterili durante la procedura, e autoclave tutti gli strumenti ei materiali utilizzati durante la procedura. </li><li> Applicare Providone-iodio per l&#39;intera area del torace e lasciarlo asciugare. Poi pulire la superficie della pelle con il 70% di etanolo su garza. Coprire il ratto con involucro di plastica trasparente tagliare un buco per esporre il campo operatorio sterile. </li></ol></li><li> Identificare soprasternale nella regione toracica superiore. Effettuare un&#39;incisione di 2 cm mediana attraverso la pelle partenza 2 - 3 mm sopra il soprasternale e si estende distalmente linea mediana che attraversa lo sterno con le forbici Shea punta smussata. </li><li> Eseguire una sternotomia mediana 1,5 centimetri dal soprasternale di nuovo con le forbici Shea punta smussata. KEEP il bordo inferiore delle forbici appena sotto lo sterno e avanzare lentamente. </li><li> Inserire un piccolo divaricatore Alm appena sotto lo sterno separati e si apre per rivelare il muscoli cinghia pre-tracheale (sterno-ioideo e muscoli sterno-tiroideo). Separare i muscoli cinghia pre-tracheale con smussato pinze Graefe. NOTA: A questo punto, la trachea può essere visto, e il tubo di intubazione deve essere visualizzato all&#39;interno della trachea. </li><li> Posizionare le punte del piccolo divaricatore Alm sotto i muscoli cinghia separati e sterno. Aprire riavvolgitore per esporre la porzione superiore del timo. </li><li> Utilizzare pinza sottile Dumont per rilasciare i bordi laterali del tessuto del timo e esporre i lobi timici inferiori. </li><li> Estrarre il timo delicatamente superiormente al sito di incisione aperta, avendo cura di evitare il contatto con i vasi vena cava, succlavia e carotidi superiori, e per minimizzare i disagi del rivestimento pleurico delicato tra il timo ei polmoni. </li><li> Come tegli timica vasi sono sezionati e rivelati, utilizzare micro-forbici per dividerli. Usare un tampone di cotone per mantenere la pressione sui vasi di emostasi, se necessario. </li><li> Consegnare i lobi timici inferiori nell&#39;incisione e poi bruscamente lisare gli allegati posteriori. Rimuovere il timo intatta e controllare attentamente il timo rimosso in tutte le sezioni mancanti. NOTA: I piccoli linfonodi del torace possono essere visualizzati circonda il timo e sono spesso difficili da distinguere dal tessuto del timo. Questi saranno i nodi discreti rotondi con un aspetto simile al tessuto del timo, ma non sarà in continuità con il timo. </li><li> Rimuovere il divaricatore Alm e chiudere i muscoli sterno-ioideo e sternothyoid con due interrotto 5-0 suture Maxon. </li><li> Applicare 2 gocce di tessuto adesivo cianoacrilato grado chirurgico attraverso le suture per sigillare il mediastino sotto ventilazione a pressione positiva. NOTA: Questo diminuire l&#39;incidenza di pneumotorace ed ematoma. </li><li> Chiudere la sternum con due interrotto 4-0 punti di sutura di seta su un ago di taglio. Inserire l&#39;ago attraverso spazi fra le costolette, avendo cura di guidare l&#39;ago appena sotto lo sterno per evitare lo strato muscolare sottostante. </li><li> Chiudere lo strato di pelle con un running 4-0 Nylon sutura. Interrompere l&#39;isoflurano a questo punto di abbreviare il periodo di recupero post-operatorio anestesia. </li><li> Pulire il sito di incisione e la pelle circostante con garza salina-inumidito. </li><li> Applicare alcune gocce di bupivicaina (0,25%) per l&#39;anestesia locale, seguito da 1 - 2 gocce di colla cianoacrilato sopra l&#39;incisione per sigillare l&#39;incisione. </li><li> Continuare a ventilazione fino a quando il topo mostra segni di sforzo respiratorio indipendente e comincia a muoversi sue estremità. Estubare ratto e permettono di recuperare sotto stretta osservazione in una gabbia posta su un rilievo di riscaldamento. </li><li> Somministrare Buprenorfina (0,01-0,05 mg / kg) per via sottocutanea per il ratto subito dopo l&#39;intervento e ripetere ogni 8-12 ore per 48 ore post-operatorio (normalmente 5 dosi totali). A 24 e 48 ore dopo l&#39;intervento, l&#39;amministrazione Carprofen o Meloxicane (4,4 mg / kg) per via sottocutanea (3 dosi totali, comprese la dose pre-operatoria). </li><li> Continuare a monitorare fino a quando il topo si muove intorno alla gabbia. A tutti i segni di difficoltà respiratoria, effettuare re-intubazione e ri-esplorazione del torace. <ol><li> Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere decubito sternale. </li><li> Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li></ol></li><li> Rimuovere le suture strato di pelle 1 settimana dopo l&#39;intervento. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Il presente protocollo per completare timectomia fornisce un approccio mini-invasivo con una chiusura un&#39;incisione a tre strati con l&#39;applicazione colla chirurgica per ridurre al minimo le complicanze. La rimozione completa del timo è stata dimostrata dalla perdita di cellule T naive e IHC colorazione del tessuto linfoide mediastinica per citocheratina. La procedura di ratto adulto timectomia è stata complicata dalla mortalità da 1,5 - 20% a causa di complicazioni perioperatorie, ...

Dall&#39;inizio degli anni 1960, il timo è stato riconosciuto per il suo ruolo fondamentale nello sviluppo della tolleranza immunologica centrale. Roditore thymectomy ha dimostrato di essere una procedura essenziale nella definizione del ruolo del timo nella differenziazione dei linfociti, auto-tolleranza e immunotolleranza nella cornice del trapianto allogenico e metastasi tumorali. La rimozione del timo topo permette studi che coinvolgono la deplezione delle cellule T o il trasferimento adottivo di popolazioni di cellule T definiti senza il riemergere di cellule T naive nativi. Thymectomies nei roditori neonatali può essere realizzato utilizzando una tecnica di aspirazione con risultati affidabili 1. In ratti adulti, questa tecnica è associata ad un tasso di mortalità approssimativa 20% e spesso si traduce in un timectomia incompleta 2. Per ottenere sempre completa timectomia in ratti adulti, è necessaria l&#39;esposizione aperta del mediastino attraverso una sternotomia mediana. Tuttavia, questoprocedura è associata a complicazioni che includono lesioni tracheale, emorragia e pneumotorace che porta a un tasso di mortalità complessiva che vanno 1,5-6% 2- 4. Negli ultimi due decenni, il miglioramento delle tecniche di timectomia sono diminuiti complicanze perioperatorie e hanno migliorato i tassi di sopravvivenza. Intubazione endotracheale consentendo la ventilazione a pressione positiva ha diminuito i tassi di pneumotorace 5. Metodi di intubazione gamma precedentemente descritti dall&#39;esposizione aperta alla trachea a metodi meno invasivi che utilizzano la visualizzazione diretta delle corde vocali. Le complicanze associate alla procedura di intubazione tracheale includono infortunio, rottura delle corde vocali, non intenzionale intubazione esofagea, e emorragia derivante dalla puntura cardiaca o lacerazione della vena cava superiore. Inoltre, prossimità dei lobi timici inferiori al rivestimento pleurico può provocare pneumotorace. Qui si descrive una tecnica dithymectomy attraverso un mini-invasiva due centimetri incisione cutanea a seguito di un semplice metodo di intubazione endotracheale utilizzando un angiocatheter smussato-end e l&#39;illuminazione tracheale transcutanea. Il thymectomy comporta una sternotomia 1,5 centimetri ed una chiusura a tre strati con l&#39;applicazione della colla chirurgica per sigillare il mediastino e minimizzare l&#39;incidenza di emorragia e complicazioni respiratorie. Questo metodo assicura in maniera affidabile completa timectomia come evidenziato dalla scomparsa di cellule T naive CD4 + e CD8 + seguendo timectomia e l&#39;assenza di tessuto timico sul IHC colorazione. I tempi operativi e mortalità peri-procedurale sono ridotti al minimo.

<table><tbody><tr><td>2 inch 14 G angiocatheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Operating microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heart rate and blood oxygenation monitor for rodents with foot sensors</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-8010, ST1 72-8098 (Rat foot sensor)</td><td></td></tr><tr><td>Intubation apparatus (plastic with metal bar at the top)</td><td></td><td></td><td>See &lt;strong&gt;Figure 2&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small animal anesthesia system with induction box, isoflurane tank and O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; tank</td><td>Harvard Apparatus</td><td>ST1 72-6420</td><td></td></tr><tr><td>Small animal ventilator with tubing</td><td>CWE</td><td>12-02000 (ventilator) and 12-04000 (external valve assembly for mice/rats)</td><td></td></tr><tr><td>High-intensity fiber optic Illuminator</td><td>Dolan Jenner</td><td>EEG 2823M</td><td></td></tr><tr><td>Student standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91100-16</td><td></td></tr><tr><td>Fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Blunt-tipped Shea scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Small Alm retractor (for sternum)</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Blunt Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Fine Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Maxon sutures</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 Silk sutures (with cutting needle)</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Nylon suture</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyanoacrylate glue (Endermil)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubrication gel</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC 17478-162-35</td><td></td></tr></tbody></table>

complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation

Thymectomy nei roditori neonatale è una procedura consolidata e affidabile per studi immunologici. Tuttavia, in ratti adulti, complicanze di emorragia e pneumotorace di interruzione pleurico può provocare un notevole tasso di mortalità. Questo protocollo è un metodo semplice di timectomia topo che utilizza un mini-sternotomia e intubazione endotracheale. Intubazione è compiuto con un metodo non-invasivo e facilmente riproducibile e consente di ventilazione a pressione positiva per evitare pneumotorace e una via aerea controllata che permette un tempo sufficiente per un&#39;attenta timo dissezione per minimizzare i disagi pleurico. A 1,5 centimetri un&#39;incisione sternale diminuisce il contatto con i vasi del mediastino e pleura, pur fornendo una visualizzazione completa di timo. Dopo l&#39;esposizione del mediastino, il timo viene rimosso per via smussa sotto ingrandimento. Lo spazio pleurico viene poi sigillata da sutura dei muscoli pre-tracheale seguita dall&#39;applicazione di colla chirurgica. Iltorace è poi chiusa da sutura dello sterno, seguita da sutura della pelle. Tutti thymectomies erano completo come evidenziato da immunoistochimica (IHC) colorazione del tessuto mediastinica, e l&#39;assenza di cellule T naive mediante citometria di flusso, e la procedura ha avuto un tasso di sopravvivenza del 96%. Questo metodo è adatto quando timectomia completo di complicazioni minime si desidera per ulteriori studi immunologici nei ratti adulti atimici.

Questa procedura è stata eseguita su ratti adulti Lewis (n = 26). Il tempo di funzionamento medio è stato di 15 ± 3 min. Non c&#39;era la mortalità intraoperatoria. Il tempo medio di intubazione - dal posizionamento del ratto su dell&#39;apparato intubazione alla costituzione di ventilazione - è stato di 45 ± 5 sec. 24 ratti avevano un pieno recupero dall&#39;operazione senza evidenza di difficoltà respiratorie o emorragia attraverso giornata post-operatoria (POD) 14. Un ratto sviluppato difficoltà respiratorie ...

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Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Thymectomy completa in ratti adulti con non-invasiva intubazione endotracheale

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

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16.5K Views.  Duke University Medical Center. Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described. 

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubazione endotracheale in Mouse<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia diretta usando un otoscopio

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Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Un metodo migliore per Rapid intubazione della trachea nei topi

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Emodinamico invasivo caratterizzazione della sindrome Portal-ipertesi in ratti cirrotici

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

La pneumonectomia sinistra combinato con Monocrotaline o Sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

A Mouse Model of Orotracheal Intubation and Ventilated Lung Ischemia Reperfusion Surgery

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR permits the experimental study of this specific process with continued alveolar ventilation, thereby avoiding the compounding injurious processes of hypoxia and atelectasis. In the clinical context, lung ischemia reperfusion injury (also known as lung IRI or LIRI) is caused by numerous processes, including but not limited to pulmonary embolism, resuscitated hemorrhagic trauma, and lung transplantation. There are currently limited effective treatment options for LIRI. Here, we present a reversible surgical model of lung IR involving first orotracheal intubation followed by unilateral left lung ischemia and reperfusion with preserved alveolar ventilation or gas exchange. Mice undergo a left thoracotomy, through which the left pulmonary artery is exposed, visualized, isolated, and compressed using a reversible slipknot. The surgical incision is then closed during the ischemic period, and the animal is awakened and extubated. With the mouse spontaneously breathing, reperfusion is established by releasing the slipknot around the pulmonary artery. This clinically relevant survival model permits the evaluation of lung IR injury, the resolution phase, downstream effects on lung function, as well as two-hit models involving experimental pneumonia. While technically challenging, this model can be mastered over the course of a few weeks to months with an eventual survival or success rate of 80%-90%.

A mouse surgical model to create left lung ischemia reperfusion (IR) injury while maintaining ventilation and avoiding hypoxia.

Un modello murino di intubazione orotracheale e chirurgia ventilata di ischemia polmonare riperfusione

Ischemia reperfusion (IR) injury frequently results from processes that involve a transient period of interrupted blood flow. In the lung, isolated IR ...

Immunologia e infezioni

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Intubazione orotrachea ripetuta nei topi

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Esplorazione della malattia obliterante delle vie aeree nei trapianti di polmone

Murine Intrapulmonary Tracheal Transplantation: A Model for Investigating Obliterative Airway Disease After Lung Transplantation

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially reported by our team, this model has gained use in the study of OAD due to its high technical reproducibility and suitability for investigating immunological behaviors and therapeutic interventions.
In the IPTT model, a rodent tracheal graft is directly inserted into the recipient's lung through the pleura. This model is distinct from the heterotopic tracheal transplantation (HTT) model, wherein grafts are transplanted into subcutaneous or omental sites, and from the orthotopic tracheal transplantation (OTT) model in which the donor trachea replaces the recipient's trachea. 
Successful implementation of the IPTT model requires advanced anesthetic and surgical skills. Anesthetic skills include endotracheal intubation of the recipient, setting appropriate ventilatory parameters, and appropriately timed extubation after recovery from anesthesia. Surgical skills are essential for precise graft placement within the lung and for ensuring effective sealing of the visceral pleura to prevent air leakage and bleeding. In general, the learning process takes approximately 2 months.
In contrast to the HTT and OTT models, in the IPTT model, the allograft airway develops airway obliteration in the relevant lung microenvironment. This allows investigators to study lung-specific immunological and angiogenic processes involved in airway obliteration after lung transplantation. Furthermore, this model is also unique in that it exhibits tertiary lymphoid organs (TLOs), which are also seen in human lung allografts. TLOs are comprised of T and B cell populations and characterized by the presence of high endothelial venules that direct immune cell recruitment; therefore, they are likely to play a crucial role in graft acceptance and rejection. We conclude that the IPTT model is a useful tool for studying intrapulmonary immune and profibrotic pathways involved in the development of airway obliteration in the lung transplant allograft.

Autore in primo piano: Indagine sui fattori chiave della bronchiolite obliterante dopo il trapianto di polmone

The murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) model is valuable for studying obliterative airway disease (OAD) after lung transplantation. It offers insights into lung-specific immunological and angiogenic behavior in airway obliteration after allotransplantation with high reproducibility. Here, we describe the IPTT procedure and its expected results.

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone

Murine intrapulmonary tracheal transplantation (IPTT) is used as a model of obliterative airway disease (OAD) following lung transplantation. Initially ...

Thymectomy completa in ratti adulti con non-invasiva intubazione endotracheale

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Intubazione endotracheale in Mouse

Automated Misura di microcircolatorio Portata in polmonare Metastasi di Ratti

Un metodo migliore per Rapid intubazione della trachea nei topi

Emodinamico invasivo caratterizzazione della sindrome Portal-ipertesi in ratti cirrotici

La pneumonectomia sinistra combinato con Monocrotaline o Sugen come un modello di ipertensione polmonare in ratti

Un modello murino di intubazione orotracheale e chirurgia ventilata di ischemia polmonare riperfusione

Intubazione orotrachea ripetuta nei topi

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone

Trapianto tracheale intrapolmonare murino: un modello per lo studio della malattia obliterante delle vie aeree dopo il trapianto di polmone