This research was supported by grants from the LuMind Foundation, Research Down Syndrome, and the Alzheimer&#8217;s Association (AS). CP was partially supported by a faculty development grant from the College of Nursing and Health Professions at Arkansas State University.

注：実験は、退役軍人パロ​​アルトヘルスケアシステムにおける動物研究委員会によって承認された倫理基準に従って行った。 1.ゴルジ - コックス染色<ol><li>脳抽出と染色<ol><li>第一日目には、深く放血を経由して安楽死の前に100mg / kgのケタミンおよび10mg / kgキシラジンでマウスを麻酔。 </li><li>慎重に頭蓋冠を削除し、脳を解剖する。 <ol><li>まず小脳の上に湾曲したハサミを置く、頭蓋骨の上に皮膚を除去し、軽くはさみの先で中心溝に頭蓋冠と平行を切断嗅球に向かう方向に移動する、外側に指摘した。両側にこのプロセスを繰り返します。 </li><li>嗅球に向かってそれを回しながら頭蓋冠を持ち上げるために、外科ピンセットを使用して、それを破る。その後、逆さまに頭蓋骨を反転し、視神経を切断するためにピックを使って神経や脳を緩めます。最後に、大後頭孔のレベルで脊髄から脳を分離するためにピックを使用しています。 </li></ol></li><li>すぐに市販の、希釈されていないゴルジ - コックス溶液15mlで脳を浸す。暗所で室温で蓋をし、20ミリリットルのガラス瓶にゴルジ液に脳に保管してください。 </li><li> 2日目、ゆっくりとソリューションを注ぐと15ミリリットル新鮮なゴルジ - コックス·ソリューションと交換してください。脳を含むボトルをおさらいし、暗所で別の9日間、平静なままにしておきます。 </li></ol></li><li>セクショニングと埋め込み<ol><li> 11日の日に、脱水のためのddH 2 O中で調製30％のショ糖溶液中で脳を、置く。 12時間後に、新たに調製した30％のスクロースを含むソリューションを変更します。 4℃で3日間、30％ショ糖溶液中で脳をインキュベートする。 </li><li>ブレードが覆われるまで14日目に、30％のショ糖液でビブラトームのリザーバを埋める。 1メートルに速度を設定しますメートル/秒0.95ミリメートルの振幅である。 </li><li>余分な水分を除去し、冠状に切断し、カミソリの刃を使用して、小脳を除去しキムワイプで脳ブロット。 </li><li>しっかりと瞬間接着剤を使用したビブラトームプラットフォームに全脳をマウントし、それが2-4分間に設定することができます。リザーバ内に付着した脳を持つプラットフォームを挿入し、脳のトップに刃を調整します。 </li><li>ビブラトームを使用して、3回目の脳の後にブレードを変更するには、覚えて、室温で150ミクロン厚の切片に脳スライス。 </li><li>小さ ​​な傾いてブラシを使用して、リザーバーからのセクションをピックアップし、のddH 2 Oで行われた0.3％ゼラチンを含むペトリ皿にそれらを浸すのセクションでは、ペトリ皿に残っている各スライド上の0.3％のゼラチンの0.5ミリリットルを追加し、スーパーフロスト+スライドを広げて、コーティングするためにブラシを使用している間。 </li><li>静かにペトリ皿から浸さセクションをピックアップし、ゼラチン化スライド上に配置します。による脳切片の向き唯一の彼らの側にしていないのトップスにそれらに触れる。 </li><li>約10分後、コート組織の前に30％のスクロースを含むセクションが完全に乾く。その後、空気は、3日間のスライドラックに暗い場所で準備スライドを乾燥させます。 </li><li>市販の希釈して10倍ののddH 2 Oを使用して1倍するソリューションの開発7-10分のためのソリューションの開発にスライドを浸す。のddH 2 Oにスライドを3回すすぎ</li></ol></li><li>脱水<ol><li>蒸留のddH 2 Oを使用して20％、30％、40％、50％、60％、70％、80％、90％、および95％エタノール溶液を調製し</li><li> 10分ごとに、ますます高いエタノール溶液にスライドを浸す。 </li><li>各回10分間、100％エタノール溶液で3回スライドを浸し。 </li><li>彼らはカバースリップしているまで、最終溶液中のセクションを保ち、5分ごとに100％のキシレンに3回連続してスライドを浸す。 </li><li> DPXの寛大な量（キシレン中のジ-n-ブチルフタレート）マウンティング培地（ABを配置プラスチック転送ピペットを使用して、各スライドのうち1〜1.5ミリリットル）。慎重に泡を避けるために、カバースリップを配置。 </li><li>エアドライカバーが滑っ脳セクションを水平に3日間。 </li></ol></li></ol> 2.ダブルコルチン染色<ol><li>深く（ステップ1.1.1を参照）、動物を麻酔。 </li><li>リン酸緩衝液12で行われた、新たに調製した4％パラホルムアルデヒドで心臓灌流を行います。 </li><li>ロッキングシェーカー上で一晩4℃で4％パラホルムアルデヒドの45ミリリットル中の脳（1.1.2を参照）、店舗を抽出します。 </li><li> 30％のショ糖溶液に脳を移し、4℃で48時間、完全な脱水を待つ。ショ糖から脳を取り出し、ドライアイス上に置き、銅ブロックの上に直接配置します。 </li><li>最適な切削温度（OCT）化合物でブロックを記入し、ランドマークとして嗅球を用いて脳の向きをマーク。 </li><li>クライオスタットを用いて、-20ºCで70ミクロン厚の切片を切り出し、それらを配置凍結保護物質溶液（0.05 Mリン酸ナトリウム緩衝液中の25％エチレングリコール、25％グリセロール、pH7.4）で-20℃で使用するまで続ける。 </li><li> 50％の凍結保護剤および50％メタノールの溶液を作る。この溶液に、0.5％過酸化水素水（体積/体積）を加える。室温で30分間浮遊切片をインキュベートする。 </li><li>組織学的オーブンに入れて、30〜40分間、TBSで37ºC（トリス緩衝食塩水）でウォームセクション。 </li><li>免疫染色の前に室温で45分間、0.3％トリトンおよび3％の正常ウマ血清を持つセクションをインキュベートする。 0.3％トリトンと1％正常ウマ血清をTBSで500：1に希釈DCX抗体の3ミリリットル溶液中で一晩4ºCでのセクションをインキュベートします。 </li><li>次の日は、セクションをTBSで3回連続して（10分ずつ）洗浄します。 </li><li>室温で2時間：（TBS中200 1）ビオチン化ウマ抗ヤギを持つセクションをインキュベートします。セクションをTBSで3回連続して（10分ずつ）洗浄します。 </li><li> Tをインキュベート室温で1.5時間：ABC Liteの（千1）と裾。 </li><li> 1 Mトリス塩酸（pH7.6）で15mlに溶解DAB（3,3 &quot;-Diaminobenzidine）の溶液に10mgの1錠30％のH 2 O 2の5μLを加える。 5分間この溶液に、すぐにセクションをインキュベートする。 </li><li>氷冷TBSで室温でTBSで1回洗浄した三回、それらを洗浄することにより反応を停止。 </li><li>キシレンで透明なエタノール溶液（50％、60％、70％、80％、90％、95％、100％、5分毎）を用いた一連の切片を脱水した後、ステップ1.3のようDPXを用いてスリップをカバーする。 </li></ol> 3.可視化<ol><li>セクションの完全な乾燥の後、鋭利な刃で、スライドの上に過剰DPXを削除し、顕微鏡の走査ステージ上に置きます。システムは、走査ステージ、ジョイスティック、およびカラー12ビットのカメラを備えた顕微鏡で構成されている。 </li><li>プログラムを起動します。新しいデータファイルを開きます。 </li><li>場所任意の場所でマウスポインタでクリックすることで、画面上の基準点。これは、プログラムウィンドウのツールパネルからすべてのアイコンがアクティブになります。 </li><li>ツールバーの「ジョイスティック無料」アイコンをクリックし、第一項の海馬の歯状回を見つけるためにジョイスティックを使用しています。 </li><li>プログラムウィンドウの「ツール」タブで、「シリアル課長」を選択します。ウィンドウの左下隅の「新規セクション」アイコンをクリックします。これは「シリアルセクションの設定」ウィンドウが開きます。 </li><li>連続切片Setupウィンドウを選択してから、海馬領域を含むセクションの合計数を入力します。評価間隔を選択します。 （DCXのための70ミクロンとゴルジ染色切片のために150μm）の厚さをカットセクションを入力します。 </li><li>ツールバーの「フリーハンド輪郭描画」アイコンをクリックして歯状回領域トレースを開始。歯状回顆粒細胞層の概要を説明します。&lt;/ LI&gt; <li> 「倍率」メニューから「100X」を選択します。セクションのイマージョンオイルの滴を追加し、100Xに目標を切り替えます。この目的の下で歯状回顆粒細胞体と樹状突起の位置を確認します。 </li><li>選択したニューロンに焦点を当て、ツールバーの「ニューロントレース」アイコンをクリックしてください。歯状回顆粒細胞体の周囲をトレースします。トレースが終了したら、右の「完了セルボディ」をクリックして選択します。 </li><li> x、y、z方向に手動で樹状突起のトレースを開始し、ジョイスティック及びz運動ノブを使用して、各ブランチに従う。分岐または三分岐ノードでは、右クリックすると、ドロップダウンメニューからそれぞれのオプションを選択します。これらのノードから発生する枝のそれぞれをトレースします。各ブランチの終わりに右クリックし、ドロップダウンメニューから「エンディング」を選択します。 </li><li>ソフトウェアのウィンドウに矢印キーのアイコンを使用すると、ランダムに別の歯状回顆粒細胞を選択し、DESCRと同じ手順に従ってくださいステップ3.9から3.10にアイベッド。全体のトレースを保存します。 </li><li>ニューロンのトレースソフトウェアを起動します。 </li><li>実験群の最初のマウスからの第NRXデータファイルを開きます。実験群の第二のマウスのNRXファイルを追加します。このグループからすべてのNRXファイルが追加されるまで継続する。 </li><li>分析]タブの下で、「ファンインダイアグラム」を選択します。これはファンイン分析ウィンドウが開きます。マーク「樹状突起」をチェックして、マウスのこのグループ（ 図1）のための樹状突起の長さと分岐パターンを示しているディスプレイをクリックします。 </li></ol> 4. EDFI 注：この方法は、迅速に各フィールドのz軸を介して多数の画像を記録し、z軸全体のすべての集中画素を含む二次元画像を生成することを可能にする。その結果、収集した画像からのすべての集中画素を含む合成画像になります。 <ol><li>デジタルカムにマイクロスコープを接続時代。顕微鏡に接続された走査ステージに最初のセクションを配置して、10倍の対物レンズに切り替える。関心のある領域にステージを移動します。 </li><li>ビデオキャプチャプログラムを起動します。 </li><li>録音ボタンを押します。とすぐに録音ボタンを押している、4秒の合計セクションの上から下に移動するために、マクロフォーカスノブを使用しています。結果のビデオファイルを保存します。 </li><li>ファイルを開き、圧縮されていないファイル形式で保存することで、非圧縮フォーマットにAVIビデオファイルを変換するImageJのフリーウェアを使用してください。 </li><li>画像解析プログラムを起動し、AVIファイルを開きます。 「プロセス」メニューに移動し、「フィールドの拡張深さ」をクリックしてください。対応するビデオファイルを選択します。 「出力」オプションでは、「コンポジットベスト焦点画像の生成」を選択します。 </li><li> 「フォーカス解析」オプションでは、「正規化照明」と「最大局所コントラスト」オプションを選択します。その後、「Creを選択「食べた。結果の画像は、z軸（ 図2）を通してすべてのフォーカスピクセルを表す。 </li><li>結果の画像を保存します。 </li></ol> 5.極めて高解像度の画像を生成注：この方法では、ユーザーは自動的に自動化された方法で、高倍率·高解像度画像から低倍率で非常に高解像度の画像を生成することを可能にする。 <ol><li>顕微鏡に接続された走査ステージに最初のセクションを配置します。顕微鏡デジタルカメラに接続されている。関心のある領域にステージを移動します。 </li><li>画像取得プログラムを起動します。 </li><li>関心領域の画像は、少なくとも10％のオーバーラップを有することを確認して（xは3116 4076）10倍対物レンズを使用し、高解像度を取得し、保存する。 </li><li>イメージをステッチするイメージコンポジット·エディタを実行します。 </li><li>メニューをファイルに移動し、「新しいパノラマ」をクリックしてください。画像はSTされているフォルダを選択します論理和。同じ領域を押して「OK」に属している画像を選択します。 </li><li>ボタンを押して「ディスクに書き出し」とイメージを保存します。この画像は、分析および/ ​​または実演（ 図3）のために使用することができる関心領域の非常に高解像度の画像を表す。 </li></ol>

<ol>
	<li>Bosch, M., Hayashi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+plasticity+of+dendritic+spines.">Structural plasticity of dendritic spines.</a> Curr Opin Neurobiol. 22 (3), 383-388 (2012).</li><li>Isaac, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+synapse:+center+stage+for+many+brain+diseases.">The synapse: center stage for many brain diseases.</a> The Journal of Physiology. 587 (4), 727-729 (2009).</li><li>Sheng, M., Sabatini, B. L., S&#252;dhof, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synapses+and+Alzheimer&#8217;s+disease.">Synapses and Alzheimer&#8217;s disease.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , a005777 (2012).</li><li>Alvarez, V. A., Sabatini, B. 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この記事の発行手数料はMBFバイオサイエンスが主催している。

ここでは、2つの方法がRTIとEDFIと組み合わせて、従来の染色法を用いて、成熟した、新たに生まれたニューロンにおける樹状突起樹枝状分岐の程度を定量化するために記載された。ニューロンの高解像度画像の取得は、神経変性障害の有害な影響を試験するための非常に有用な方法を提供し、ひいては、海馬神経細胞を標的とする治療戦略を評価するための手段を提供する。 <p class="jove_con...

シナプスの数と構造の動的な変化は、開発の特徴で、高齢化、および多数の神経変性疾患1-3である。シナプスの情報を受信し、統合するための神経細胞の能力は、樹状形態とシナプス結合の動的な変化に依存している。確かに、正の相関が樹状突起棘と認知機能4に影響を与えるの両方シナプス数、間に存在する。従って、樹状突起棘の数のデクリメントが樹状突起棘の定量化に大きな関心を促し、神経疾患5-7多数の認知機能障害と関連していることは驚くべきことではない。それにもかかわらず、背骨密度の定量化は、樹状ツリー全体のシナプスの地形や流通に関する有用な情報を生成するのに失敗し、時間がかかり、面倒な作業のまま。一緒に幸いなことに、染色方法（ 例えば 、ゴルジ-コックスとダブルコルチン（DCX））高度なイメージング技術と現在の障壁を克服し、信頼性が高く、迅速な方法で樹枝状分岐の高解像度画像を生成するために利用することができる。ゴルジ-コックス染色法は、すべてのニューロン8の樹樹枝状分岐の状態を評価するために展開することができますが、DCXは、特に歯状回と脳室下帯9で新たに生まれたニューロンを標識するために展開することができ、重要な考慮事項は、神経新生の両方で発生していることを与えられた寿命10,11を通じて、これらの地域。 染色後、つの撮像方法は、樹状特性を評価するために配備された：i）のリアルタイムイメージング（RTI）及びフィールドイメージング（EDFI）のii）の拡張深度。 RTI技術は、個々の樹状セグメントと枝に沿って樹枝状分岐の長さと順序をトレースし、定量化するための平均値を提供します。したがって、それぞれの樹状ツリー占める総面積と体積を推定するために1を可能にします。以上のSpecifically、RTIの方法では、ユーザは、連続的セグメントを識別し、ソフトウェアを追跡するニューロンは、樹枝状構造のx、y、およびz座標を収集するように反復的に再集束及び3Dにおける樹枝状構造の軌道を再構成する。比較的、EDFI方法は全体z軸に関する情報を提供し、合成画像を生成することではなく、厚い組織標本において、樹状密度を評価するための比較的単純かつ迅速な手段を提供する。そうするために、ユーザは、セクションの厚さ全体の高解像度ビデオファイルを記録し、画素に焦点が完全であることを特徴とするポイントを識別するためにビデオフレームを検索するためのソフトウェアを使用する。その後、フォーカスピクセルがマージされ、高解像度、合成2D画像に統合される。この合成画像は関係なく、z軸での位置の中で、焦点となったすべてのピクセルが含まれています。これらの2D画像の定性的および定量的分析は、濃度を決定するためにその後に使用することができの樹状突起の各分野での分岐。 最後に、関心領域全体における樹枝状結晶の分析および評価のために非常に高解像度の画像を生成するパノラマの方法を提示する。この技術は、非常に高解像度で高価なデジタルカメラへのアクセスの欠如を克服するために展開することができる。この方法を使用して、一方がx軸とy軸に沿った異なる位置で連続画像を取得し、自動的にそれらを一緒にフリーウェアを使用してステッチ（ 例えば 、画像のコンポジット·エディタ）。特に、この方法は、かなり広範囲に樹状樹枝状分岐の定性的および定量的評価のために使用することができる。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="960">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:272px;">Name</td>
			<td style="width:263px;">Company</td>
			<td style="width:267px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:159px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Modified Golgi-cox staining solution&#160;</td>
			<td style="width:263px;">Weill Cornell Medical College</td>
			<td style="width:267px;">NA</td>
			<td style="width:159px;">store at 4&#176;C till use</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">1x Developing Solution (Stock 10x)</td>
			<td style="width:263px;">Weill Cornell Medical College</td>
			<td style="width:267px;">NA</td>
			<td style="width:159px;">store at 4&#176;C till use</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:272px;">30% Sucrose,</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS # 57-50-1</td>
			<td style="width:159px;">make fresh &#160;in ddH2O</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">0.3% Gelatin</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS # 9000-70-8</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:272px;">Graded Ethanol Solutions (20%, 30%, 40%, 50%, 80%. 90%, 95%. 100%)</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS 603-003-00-5</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Xylene</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS # 1330-20-7</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">DPX Medium</td>
			<td style="width:263px;">EMS&#160;</td>
			<td style="width:267px;">#13510</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Superfrost (+) white</td>
			<td style="width:263px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:267px;">71869-10</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Coverslip 22x50mm (VWR #48393-059)</td>
			<td style="width:263px;">VWR&#160;</td>
			<td style="width:267px;">#4811-703</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">DCX Antibody</td>
			<td style="width:263px;">Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td style="width:267px;">sc-8066</td>
			<td style="width:159px;">4 C</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">DAB</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS Number 91-95-2 &#160;</td>
			<td style="width:159px;">-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">OCT</td>
			<td style="width:263px;">Tissue-tek</td>
			<td style="width:267px;">4583</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Tris</td>
			<td style="width:263px;">Sigma</td>
			<td style="width:267px;">CAS Number 77-86-1 &#160;</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">ABC Lite</td>
			<td style="width:263px;">Vector</td>
			<td style="width:267px;">PK4000</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:272px;">Name</td>
			<td style="width:263px;">Company</td>
			<td style="width:267px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:159px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Microscope</td>
			<td style="width:263px;">Nikon</td>
			<td style="width:267px;">Eclipse 80i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Digital Camera</td>
			<td style="width:263px;">Nikon</td>
			<td style="width:267px;">DS-Ri1</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">12 bit Camera&#160;</td>
			<td style="width:263px;">QImaging&#160;</td>
			<td>01 MBF2000RF-CLR-12</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Neurolucida System</td>
			<td>MBF Bioscience</td>
			<td style="width:267px;">V.10</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Image Composite Editor</td>
			<td style="width:263px;">Microsoft</td>
			<td>1.4.4.0</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">NIS Elements</td>
			<td style="width:263px;">Nikon</td>
			<td style="width:267px;">F 3.0</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:272px;">Image Pro Plus</td>
			<td style="width:263px;">Mediacy</td>
			<td>Versin 7.00</td>
			<td style="width:159px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of dendritic arborization in the dentate gyrus of the hippocampal region in mice

Dendritic arborization has been shown to be a reliable marker for examination of structural and functional integrity of neurons. Indeed, the complexity and extent of dendritic arborization correlates well with the synaptic plasticity in these cells. A reliable method for assessment of dendritic arborization is needed to characterize the deleterious effects of neurological disorders on these structures and to determine the effects of therapeutic interventions. However, quantification of these structures has proven to be a formidable task given their complex and dynamic nature. Fortunately, sophisticated imaging techniques can be paired with conventional staining methods to assess the state of dendritic arborization, providing a more reliable and expeditious means of assessment. Below is an example of how these imaging techniques were paired with staining methods to characterize the dendritic arborization in wild type mice. These complementary imaging methods can be used to qualitatively and quantitatively assess dendritic arborization that span a rather wide area within the hippocampal region.

現存及び新生歯状回顆粒細胞から生じる樹枝状分岐の程度は、ゴルジコックスまたはDCX染色（ 図1）のいずれかを使用して、野生型マウスにおいて分析した。 DCX陽性細胞の樹状突起セグメントは、13-36ミクロンの長いことが判明した。樹状長さの正規分布は、コルモゴロフ-スミルノフ検定を用いて試験した（D = 0.1217のp &lt;0.01、Liliefors pは&lt;0.001; 図4および図5?...

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Assessment of Dendritic Arborization in the Dentate Gyrus of the Hippocampal Region in Mice

We describe two methods for visualization and quantification of dendritic arborization in the hippocampus of mouse models: real-time and extended depth of field imaging. While the former method allows sophisticated topographical tracing and quantification of the extent of branching, the latter allows speedy visualization of the dendritic tree.

マウスの海馬領域の歯状回における樹状樹枝状分岐の評価

Dendritic arborization has been shown to be a reliable marker for examination of structural and functional integrity of neurons. Indeed, the complexity ...

assessment-dendritic-arborization-dentate-gyrus-hippocampal-region

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.2K ビュー.  VA Palo Alto Health Care System. We describe two methods for visualization and quantification of dendritic arborization in the hippocampus of mouse models: real-time and extended depth of field imaging. While the former method allows sophisticated topographical tracing and quantification of the extent of branching, the latter allows speedy visualization of the dendritic tree.

ビデオ: Assessment of Dendritic Arborization in the Dentate Gyrus of the Hippocampal Region in Mice

Assessment of Motor Balance and Coordination in Mice using the Balance Beam

Brain injury, genetic manipulations, and pharmacological treatments can result in alterations of motor skills in mice. Fine motor coordination and balance can be assessed by the beam walking assay. The goal of this test is for the mouse to stay upright and walk across an elevated narrow beam to a safe platform. This test takes place over 3 consecutive days: 2 days of training and 1 day of testing. Performance on the beam is quantified by measuring the time it takes for the mouse to traverse the beam and the number of paw slips that occur in the process. Here we report the protocol used in our laboratory, and representative results from a cohort of C57BL/6 mice. This task is particularly useful for detecting subtle deficits in motor skills and balance that may not be detected by other motor tests, such as the Rotarod.

Deficits in fine motor coordination can be assessed with the balance beam test. Performance on the beam is quantified by the speed at which the beam is traversed and the number of times the mouse slips on the beam.

バランスビームを用いてマウスにおける運動バランスとコーディネーションの評価

Brain injury, genetic manipulations, and pharmacological treatments can result in alterations of motor skills in mice.  Fine motor coordination and ...

神経科学

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

でProprioceptorsの可視化<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫および蛹

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

急性海馬スライスにおけるシナプス誘発アストログリアとニューロン活動の二重の電気生理学的記録

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

グルタミン酸とGABAの高速マイクロイオン導入：シナプス統合を調査するために便利なツール

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

The Use of Trace Eyeblink Classical Conditioning to Assess Hippocampal Dysfunction in a Rat Model of Fetal Alcohol Spectrum Disorders

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain undergoes rapid organizational change and is similar to accelerated brain changes that occur during the third trimester in humans. This model of fetal alcohol spectrum disorders (FASDs) produces severe brain damage, mimicking the amount and pattern of binge-drinking that occurs in some pregnant alcoholic mothers. We describe the use of trace eyeblink classical conditioning (ECC), a higher-order variant of associative learning, to assess long-term hippocampal dysfunction that is typically seen in alcohol-exposed adult offspring. At 90 days of age, rodents were surgically prepared with recording and stimulating electrodes, which measured electromyographic (EMG) blink activity from the left eyelid muscle and delivered mild shock posterior to the left eye, respectively. After a 5 day recovery period, they underwent 6 sessions of trace ECC to determine associative learning differences between alcohol-exposed and control rats. Trace ECC is one of many possible ECC procedures that can be easily modified using the same equipment and software, so that different neural systems can be assessed. ECC procedures in general, can be used as diagnostic tools for detecting neural pathology in different brain systems and different conditions that insult the brain.

Trace eyeblink classical conditioning (ECC) was used to assess hippocampal-dependent associative learning in adult rats that were administered a high concentration (11.9% v/v) of alcohol during early neonatal brain development. In general, ECC procedures are sound diagnostic tools for detecting brain dysfunction across many psychological and biomedical settings.

胎児アルコール スペクトルの無秩序のモデルラットにおける海馬機能障害を評価するためにトレース瞬目反射条件づけの使用

Neonatal rats were administered a relatively high concentration of ethyl alcohol (11.9% v/v) during postnatal days 4-9, a time when the fetal brain ...

Assessment of Hippocampal Dendritic Complexity in Aged Mice Using the Golgi-Cox Method

Dendritic spines are the protuberances from the neuronal dendritic shafts that contain&#160; excitatory synapses. The morphological and branching variations of the neuronal dendrites within the hippocampus are implicated in cognition and memory formation. There are several approaches to Golgi staining, all of which have been useful for determining the morphological characteristics of dendritic arbors and produce a clear background. The present Golgi-Cox method, (a slight variation of the protocol that is provided with a commercial Golgi staining kit), was designed to assess how a relatively low dose of the chemotherapeutic drug 5-flurouracil (5-Fu) would affect dendritic morphology, the number of spines, and the complexity of arborization within the hippocampus. The 5-Fu significantly modulated the dendritic complexity and decreased the spine density throughout the hippocampus in a region-specific manner. The data presented show that the Golgi staining method effectively stained the mature neurons in the CA1, the CA3, and the dentate gyrus (DG) of the hippocampus. This protocol reports the details for each step so that other researchers can reliably stain tissue throughout the brain with high quality results and minimal troubleshooting.

Here we present a Golgi-Cox protocol in extensive detail. This reliable tissue stain method allows for a high-quality assessment of the cytoarchitecture in the hippocampus, and throughout the entire brain, with minimal troubleshooting.

Golgi-Cox法を用いた老齢マウスにおける海馬の樹状突起の複雑さの評価

Dendritic spines are the protuberances from the neuronal dendritic shafts that contain&#160; excitatory synapses. The morphological and branching ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

少量循環、血流 - と水没型チャンバー システムで管理急性海馬スライスにおけるシナプス可塑性を記録

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Thy1を用いた一次体性感覚野における神経活動のイメージング-GCaMP6s トランスジェニック マウス

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Diffuse Reflectance Spectroscopy: Getting the Capillary Refill Test Under One's Thumb

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill should occur within 2 s after releasing 5 s of firm pressure (e.g., by the physician&#39;s finger) in the normal healthy supine patient. A slower refill time indicates poor skin perfusion, which can be caused by conditions including sepsis, blood loss, hypoperfusion, and hypothermia. Since its introduction, the clinical usefulness of the test has been debated. Advocates point out its feasibility and simplicity and claim that it can indicate changes in vascular status earlier than changes in vital signs such as heart rate. Critics, on the other hand, stress that the lack of standardization in how the test is performed and the highly subjective nature of the naked eye assessment, as well as the test&#39;s susceptibility to ambient factors, markedly lowers the clinical value. The aim of the present work is to describe in detail the course of the refill event and to suggest potentially more objective and exact endpoint values for the capillary refill test using diffuse polarization spectroscopy.

This protocol describes how the use of diffuse polarization spectroscopy can improve the clinical usefulness of the capillary refill test. We suggest a more detailed analysis of the course of the capillary refill in healthy volunteers using diffuse reflectance spectroscopy videos and new informatic endpoints.

拡散反射率分光: 取得 1 つの親指の下の毛細血管リフィル テスト

The capillary refill test was introduced in 1947 to help estimate circulatory status in critically ill patients. Guidelines commonly state that refill ...

Quantitative Analysis of Neuronal Dendritic Arborization Complexity in Drosophila

Dendrites are the branched projections of a neuron, and dendritic morphology reflects synaptic organization during the development of the nervous system. Drosophila larval neuronal dendritic arborization (da) is an ideal model for studying morphogenesis of neural dendrites and gene function in the development of nervous system. There are four classes of da neurons. Class IV is the most complex with a branching pattern that covers almost the entire area of the larval body wall. We have previously characterized the effect of silencing the Drosophila ortholog of SOX5 on class IV neuronal dendritic arborization complexity (NDAC) using four parameters: the length of dendrites, the surface area of dendrite coverage, the total number of branches, and the branching structure. This protocol presents the workflow of NDAC quantitative analysis, consisting of larval dissection, confocal microscopy, and image analysis procedures using ImageJ software. Further insight into da neuronal development and its underlying mechanisms will improve the understanding of neuronal function and provide clues about the fundamental causes of neurological and neurodevelopmental disorders.

Quantitative Analysis of Neuronal Dendritic Arborization Complexity in Drosophila

This protocol focuses on quantitative analysis of neuronal dendritic arborization complexity (NDAC) in Drosophila, which can be used for studies of dendritic morphogenesis.

ショウジョウバエのニューロン樹状分枝複雑さの定量解析

Dendrites are the branched projections of a neuron, and dendritic morphology reflects synaptic organization during the development of the nervous system. ...