This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1 SU-8マスター作製（図2） 注：ダスト粒子による欠陥を防ぐためにクリーンルームでSU-8マスターモールドの製造を行います。二枚のウエハは、製造、マイクロ流体機構とせずに1と1のウエハのために必要とされる。 <ol><li>マイクロ流体チップのマスター金型を準備します。最初のシリコンウエハに接着層を適用する。 <ol><li> 200℃で10分間、シリコンウェーハを脱水する。 RTまでウエハを冷却し、以下のプロトコルでSU-8 2002をスピンコーター、スピンコートにそれをそれをロードします。 </li><li>分配約3mlのウェハ上のレジスト。 </li><li>全体ウエハ上にレジストを広めるために10秒間500rpmでウエハをスピン。 </li><li>約2μmのレジストの高さを達成するために30秒間2000rpmでウェハをスピン。 </li></ol></li><li>過剰取り除く防ぐために、アセトンに浸した綿棒で、ウェハの縁部からレジスト次のステップでホットプレートにウェハのこだわり。ホットプレート上で95℃で60秒間ウェハを焼く。 </li><li>紫外線（365nmにおけるを80mJ / cm 2）を用いて、ウェハ全体を露光する。ポストベークウェハ95℃〜120秒間。 </li><li>ダウンウエハを冷却し、すぐにコートに再びSU-8 2050年のための以下のプロトコルを用いてウェハをスピン： <ol><li> （このステップの間に約3ml SU-8レジストを分配する）20秒間100rpmでウエハを回転。 </li><li>全体ウエハ上にレジストを広めるために10秒間500rpmでウエハをスピン。 </li><li>約40μmのレジストの厚さが、結果30秒間3,250 rpmでウェーハをスピン。 </li></ol></li><li>再び、過剰の65℃でのアセトンに浸した綿棒およびソフトベーク180秒間ホットプレート上のウエハとウエハのエッジから、および95℃で360秒間、レジストを除去する。 </li><li> STIによるフォトマスクを準備ソーダ石灰ガラスに弄ぶ。マスク設計については、図3を参照してください。準備されたマスクを介して紫外光（365 nmで測定された160 MJ / cm 2の）でレジストを露光するためにマスクアライナーを使用してください。 65℃で60秒間及び95℃で360秒間ホットプレート上で再び露光されたウエハ焼く。 </li><li> RTにウェハを冷却した後、レジストを現像するために5分間現像剤を充填したガラスペトリ皿にそれを浸す。静かに未露光SU-8を除去するためのペトリ皿を攪拌する。イソプロパノールでウェハをすすぎ、窒素銃で乾燥したそれを吹く。 </li><li>顕微鏡下でウェハを調べます。場合はステップ1.7で説明したように、数分間、再びウェハを開発、機能にレジストが残存している未開発。 </li><li> 200℃で2時間、ウェーハを焼成することにより、残留溶剤を除去します。ステッププロファイラでの機能の高さを確認してください。測定された高さが所望の高さとは異なる場合がprotoで始まる再び欄第ステップ1.1.4でスピン速度を適応させる。 </li><li>ウェハのPDMSの付着を防止するために、小さい磁製皿に1 H、1 H、2 H、2 Hの -perfluorodecyltrichlorosilane50μlと一緒にデシケーター内に配置することによって、それをsilanize。 100ミリバールにデシケーター内の圧力を低下させ、12時間ウェハをインキュベート。 <ol><li>ブランクPDMSのための部品、ステップ1.10の方法を使用して別のシリコンウエハをsilanize。時間を節約するためには、単一のデシケーター中で同時に両方のウェーハをsilanize。 </li></ol></li></ol> 2. LADEチップ製造 NOTE：LADEチップを接着24により接合二つPDMS片から作られる。最初の部分は、マイクロ流体機能が含まれています。他の部分は平坦でチャネルをシールするために使用される。貼り合わせ、それらは液滴輸送システムを有するチップをインタフェースするのに必要な円形の形状を形成する。ここでは、の製造二つの部分、それらの結合が記載されている。全ての工程は、 図4に示されている。 <ol><li>硬化剤PDMS 4gをプレポリマー40gとを混合することにより、PDMSの44グラムを調製し（これは、最大6チップで生じる）。それは気泡のない（これは約20分かかります）になるまで、デシケーター中にPDMSを脱気。 </li><li>構造化された半分のレプリカ成形。 <ol><li>ウェハの上にキャスティングフォームを配置し、デザインを中心に、案内構造体を使用して所定の位置にはめ込みます（ 図5を参照）。フラットPDMS半体のための場所にスナップをスキップします。 </li><li>鋳造形で脱気PDMSの約3〜4グラムを注ぎ、150℃のホットプレート上で6分間に置きます。鋳造形で硬化したPDMSを冷却し、慎重にスパチュラを用いて鋳造フォームウエハを持ち上げる。 </li><li>マイクロ流体チャネルの汚染を防止するために、コンタクトのWiに以前にあったチップの側面をカバーテープでウェハを番目。慎重に過剰PDMSを除去するために、PDMS部分の縁に沿ってテープを切った。 </li></ol></li><li>フラットPDMSの半分が空白シラン化ウェハで2.2.3に上記のステップ2.2.1を繰り返して作製した。 </li><li>テープのピールと生検パンチャーとの構造化された半分に流体接続穴をパンチ。貯蔵中にテープを有する構造を保護します。 </li><li>剤24を硬化PDMSを用いた接着によって一緒にPDMS部分を接着。 <ol><li>未処理のシリコンウェハを取り、PDMSは、6000 rpmで30秒間硬化剤でコーティングしてスピン。スピンコーターからウェハを取る。 </li><li>構造化された半分からテープを取り出し、ウェハ上に下に向けた構造でそれらを配置します。穏やかに気泡を除去するためにPDMSの上に押し出す。 </li><li>空白のPDMSの半分からテープを外します。ウェハから構造化された半体を取り、手動でフラットPDMSの半体の上に合わせます。静かに絞る気泡を除去し、室温で24時間、組み立てられたチップ硬化させるために一緒に別れる。チャンネルが崩壊する可能性があります。このような力で部品を一緒に押さないでください。 </li></ol></li><li>出口ノズルを開くには、カッターナイフでノズルチャネルに直交するインジケータ線に沿ったチップの先端をカットします。ストレート液体吐出するために必要なストレートカットを、確実にするために整列装置を使用してください。マイクロ流体チャネルとダスト粒子の欠陥のために、顕微鏡下でチップを点検。貯蔵中にチップを保護するために、入口穴の上にテープを入れてください。 </li><li>乾燥窒素源にとLADEチップのすべての注入口にチューブをWoulffボトルを接続します。預金50 Woulff瓶の底の1 H、1 H、2 H、2 Hの -perfluorodecyltrichlorosilaneのμLして閉じます。 </li><li> 1 H、1 Hを担持する窒素流で20分間、すべてのチャネルをフラッシュすることによってマイクロ流体チャネルをSilanize </em&gt;、2 H、約1ml /秒の流速で2 Hの -perfluorodecyltrichlorosilane。チップは、実験のための準備ができて、室温で少なくとも数週間保存することができる。 </li></ol>測定/液滴交通システム3.準備注記：セットアップ安定支持構造を構築する必要があるため、光学テーブルの上に全体の液滴輸送システムを構築する。全液滴輸送システムのスキームを図6に示されている。 <ol><li>垂直にステンレス鋼管を添付50センチメートルでカスタムサイクロンポリ（メチルメタクリレート）（PMMA）アダプタをインストールします。マスフローコントローラとヘリウム源にアダプタを接続します。液滴可視化のための反対のサイトでアダプターに（高速）カメラとランプを取り付けます。 </li><li>鋼管の中央にカートリッジヒータを配置し、ポリ（塩化ビニル）（PVC）チューブおよびルグリチューブを使用膜desolvatorの入口と鋼管の端部を接続するためのコネクタ。 </li><li>直接ICPMS入口に接続されている層流アダプタの別のPVCチューブをdesolvatorの出口を接続する。マスフローコントローラアルゴン源に層流アダプタを接続し、後に安定した動作条件を達成するために、アルゴンを混合するために使用する。 </li><li>アダプターだけでなく、精神レベルの垂直鋼管を合わせます。位置合わせが正確でない場合には、液滴の大きな損失につながる可能性がある。ガスがシステムのウォームアップ時間中に漏れ出し防止するために、アダプタにプラグを差し込みます。 </li><li> 表1の設定を使用して、すべての上記ガス流およびデバイスが起動し、システムが15分間のウォームアップを許可する。カートリッジヒータは、事前にスイッチを入れ、温度を安定化させるために2時間を必要とする。 </li><li>サイクロンヘリウムアダプタの高さでラックにシリンジポンプを配置します。間の距離を保つシリンジポンプできるだけ短くアダプタ。 </li></ol> 4.測定注：以下のプロトコルが原因で使用することができ溶液および懸濁液の様々な一般的な用語で書かれている。しかしながら、細胞懸濁液は、単一細胞分析は、液滴の大部分が1つだけのセルを運ぶことを保証するために、実行され、&lt;1×10 7細胞/ mlの濃度に希釈されるべきである。注射器の出口が下向き指し、それらが下向きに指すようにチューブを取り付けるように細胞を用いた測定では角度でシリンジポンプを配置します。 <ol><li>注射器にチューブを取り付けます。負荷フルオロヘキサン二つ5ミリリットルの注射器と試料溶液または懸濁液で1 1mlシリンジ。注射器とチューブの中に閉じ込めすべての気泡を除去。 </li><li>シリンジポンプに注射器を取り付け、チップの入口に接続します。からスタート設定を使用してシリンジポンプを起動します。表1（またはそれ以上の流量）。フローを安定させるために3から5分を与える。 <ol><li>組織とチップの先端から余分な液体を除去します。液体は今ストレートジェットでチップから排出する必要があります。ストレート吐出をティッシュで拭くことによって達成することができない場合はチップを交換し、このステップでやり直す。 </li></ol></li><li>アダプタからプラグを外し、慎重にアダプタにチップを挿入します。必要に応じて、FC-40でチップに注油。チップは、実験の少なくとも2時間のために使用することができる。 </li><li> 表1の推奨測定設定範囲内であると流量を変更する。PFHの下部流量がPFH節約するだけでなく、同重体干渉による信号のバックグラウンドを減少させるだけでなく。 </li><li> （選ばれた流速に応じて）安定させるためにシステムを2-5分を与えます。目的の分析物の最も高い信号強度をICPMSを最適化します。 <ol><li>続いて、すべてのGの流れを調節するマスフローコントローラでアーゼ（ 表1の推奨される範囲を参照）、目的の分析物の最大信号強度が達成されるまで。プラズマパワーと同じようにICPMSに（製造者が推奨する範囲に応じて）フォーカスレンズ電圧チューン。 </li></ol></li><li> 10ミリ秒の滞留時間にICPMSを設定します（使用される非常にICPMSを申請したが、時間分解買収を確実にするために他の楽器と調整することができます）。製造業者のプロトコルを使用して、特定のm / zの信号の記録を開始。 </li><li>測定後、評価のためにデータ解析プログラムに生データを転送する。カウントに対するビンの中心値を生じたビン内蔵の機能を持つ10ミリ秒あたりのカウントに与えられたデータ、およびプロット。ガウス関数でプロット頻度分布ヒストグラムの各ピークを取り付け。フィットの平均およびσは、それぞれ、平均信号強度とその標準偏差を表す。 </li></ol> &lt;Pクラス= &quot;jove_title&quot;&gt; 5。キャリブレーションコンセプト<ol><li>サンプルと同じ流量で要素または目的のエレメントを含む単一または多元素標準溶液を測定する。 </li><li>顕微鏡上のペトリ皿にLADEチップを置きます。より良い画質のための非円形のチップを使用しています。ステップ2で説明したように、このチップを製造するが、単純な長方形の鋳造フォームの代わりに、部分的に丸い形のいずれかを使用。 </li><li>液滴の生成を開始するには、手順4.2.1に4.1に従ってください。ステップ5.1で使用される流量と流量を設定します。 </li><li>顕微鏡（20倍対物レンズ）に取り付けられた高速カメラで水性液滴の画像を記録する。記録から平均液滴直径を得るために、Basuの25による液滴形態計測と速度測定ソフトウェアと同様に画像解析ソフトウェアを使用してください。 </li><li>液滴が球体であると仮定して、液滴の体積を計算するために平均液滴直径を使用する。 <ol><li>このボリュームとknから液滴中の分析物の独自の濃度は、対応する原子の数を計算する。検出効率を得るために原子の数によって測定された滴あたりのイオン数を分割する。未知試料中の原子の数を計算し、この検出効率を使用する。 注：個々のチップ間の変動は22小さいので、その流量が同じままであれば、すべてのチップまたは溶液のための液滴サイズの測定を繰り返す必要はない。特定の流量に応じて、液滴サイズおよび周波数のリストはVerboket らによって公開されている。22。 </li></ol></li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

チップの製造は、非常に信頼性が高いですが、特別な注意が必要な製造中のいくつかの重要なポイントがあります。まず、組み立て時の清浄度は、ほこり、チップの汚染を防ぐために非常に重要である。ダストはチャンネルをブロックし、安定した液滴の生成を防止することができる。第二に、先端がノズル流路と直交する切断されることが特に重要である。カットの角度が強く、吐出角度?...

誘導結合プラズマ質量分析（ICPMS）による液体試料の元素分析は、一般に、導入装置1のようにスプレーチャンバーとの組み合わせでネブライザーを用いて行われる。この試料導入システム内にサンプルが多分散エアロゾルを生成するために、噴霧器によって噴霧される。下流噴霧室は、大きな液滴を除去するために使用される。この方法は、高いサンプル消費量（&gt; 0.3ミリリットル分-1）2及び不完全なサンプル輸送と関連している。したがって、唯一のマイクロリットルの試料体積は、生物学、法医学、毒物学および臨床研究3のように、使用可能なアプリケーションには非実用的となる。サンプル消費量を減らすために、より小さなノズル寸法を有する噴霧器3を開発した。しかし、縮小ノズルサイズは、未消化の生体液または濃縮塩溶液のサンプルが3を分析しなければならないとき、目詰まりのリスクを増大させる。 ら 4によって提案された。著者らは、ピエゾ電気駆動マイクロポンプにより製造された単分散離散微小液滴の形でICPMSに液体を注入した。この非常にシステムが広いアプリケーションを見つけられませんでしたにもかかわらず、それがICPMSで離散液滴導入の概念のさらなる発展を開始した。今日、30、50、70および100μmの大きさと100〜2,000ヘルツの周波数で液滴を生成することができるピエゾ電気的に駆動される分注システムは、購入することができる。液滴は、ほぼ100％の効率5でICPMSに輸送することができる。これらの微小液滴ディスペンサーを定量的に、単一のナノ粒子5,6を測定するだけでなく、個々の生物細胞7を特徴付けるため適用されている。サーマルインクジェット技術8に基づいて、同様のシステムは、生物学的試料9の分析のために試験した。 AvaIであるが可能な標識、単一の液滴を導入するシステムは、少量の試料に使用することができ、非常に効率的であり、ナノ粒子および細胞の分析のために期待され、それらはいくつかの制限を有する。 （カスタム設定10を使用しない限り）は、固定ノズルサイズ、液滴サイズがわずかに変化させることができる。液（pH、塩含有量）の物理的特性の変化は、液滴の特性（サイズ、射出速度）を変更することができる。また、これらのデバイスは、目詰まりを起こしやすい、かなり高価であり、清掃が困難である。 液滴を生成するための別の方法は、液滴マイクロ流体11の分野でよく知られている。近年、液滴マイクロ流体は、（バイオ）化学反応12-15のための、単一細胞の研究16,17のための関心を集めている。さらに、この技術は、エレクトロスプレーイオン化質量分析法18,19でサンプルを導入するためのマトリックス支援レーザー脱離/ ionizatioにサンプルを調製するために適用したn個の質量分析20,21。 最近、我々はICPMS 22における試料導入のためのマイクロ流体ベースのシステムを導入しました。私たちの導入システムの重要な構成要素は、液体補助滴吐出（LADE）チップである。このチップは、完全にポリ（ジメチルシロキサン）（PDMS）からなる。焦点第チャネル接合流に試料水溶液（ 図1）の単分散液滴を生成するために使用される。この目的のために、揮発性の高い（58〜60°C 23の沸点）と非混和性キャリア位相パーフルオロヘキサン（PFH）は（ 図1）が使用される。これらのPFHプロパティは、安定した液滴の生成とキャリア位相の高速な除去を可能にする。この生成方法は以下のサンプル液の影響の特性の変化は、他の液滴発生器と比較して。液滴サイズは水性相およびPFHの流量を変更することによって広い範囲にわたって調整可能である。下流secondarでyの接合は、よりPFHは少なくとも1m秒の流速を増加させるために添加されている-1。この速度で液体が液滴破壊（ 図1の挿入図）することなく安定した直進ジェットチップ（ 図1）から排出することができる。このダブルジャンクショ​​ンの設計は、液滴発生の独立した吐出安定性を制御することができる。液滴は、カスタマイズされた輸送システムをICPMSに輸送される。このシステムは、落下管およびPFHを除去するための膜desolvatorを含む。水性液滴の乾燥した残渣は、その後ICPMSと質量検出器は、イオンのプラズマ中でイオン化される。チップの前部は、樽型の液滴搬送システムとの緊密な接続を確保することである。ノズルとの接触が回避されるためPFH液滴として水性試料の吐出が、有益である。これはかなりの細胞懸濁液または共で作業するとき問題になる可能性がノズルの目詰まりのリスクを、低下ncentrated塩溶液。 PDMSソフトリソグラフィーによって作製LADEチップは、、、（材料費チップあたり約2ドル）安い使い捨ておよび変更が容易です。手作業の少量のみを必要とする加工と組み合わせて、各実験は、新しいチップを用いて行うことができる。したがって、面倒な清掃が必要とされず、相互汚染が最小化される。 ここでは、ソフトリソグラフィによるLADEチップの製造とICPMSへの応用が記載されている。水溶液細胞懸濁液を用いた測定の例が提示されている。

<table><tbody><tr><td>Silicon wafer 100 mm</td><td>Si-Mat (Kaufering, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>100014</td><td></td></tr><tr><td>MR-developer 600</td><td>Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;-perfluorodecyltrichlorosilane</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB111155</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td><td>Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td><td>39100000</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorohexane 99%</td><td>Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td><td>281042</td><td></td></tr><tr><td>FC-40</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB103511</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies (Paisley, U.K.)&amp;nbsp;</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Red blood cells in phosphate-buffered saline</td><td>Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td>R400-0100</td><td></td></tr><tr><td>Single-element standard solutions Na, Fe</td><td>Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multielement standard solution&amp;nbsp;</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>IV</td><td></td></tr><tr><td>Nitric acid</td><td>Sub-boiled</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrahigh-purity water</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate HP 160 III BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>Spin modules SM 180 BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>High resolution film photomask</td><td>Microlitho (Essex, U.K.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Step profiler Dektak XT advanced</td><td>Bruker&amp;nbsp; (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate MR 3002</td><td>Heidolph (Schwabach, Germany)</td><td></td><td>used for replica molding&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1.5 mm biopsy puncher</td><td>Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td>33-31AA/33-31A</td><td></td></tr><tr><td>Spin coater&amp;nbsp; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td><td>Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td></td><td>used for adhesive bonding</td></tr><tr><td>Syringe pump neMESYS</td><td>Cetoni (Korbussen, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>Codan (Lensahn, Germany)&amp;nbsp;</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>B. Braun (Melsungen, Germany)&amp;nbsp;</td><td>4606051V</td><td></td></tr><tr><td>PTFE tubing&amp;nbsp;</td><td>PKM SA (Lyss, Switzerland)&amp;nbsp;</td><td>PTFE-AWG-TFT20.N</td><td></td></tr><tr><td>Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td><td>PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrane desolvator CETAC6000AT+</td><td>CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td>only the desolvator unit is used</td></tr><tr><td>High speed camera Miro M110</td><td>Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data analysis program Origin pro</td><td>OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>version 8.6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus (Tokyo, Japan)</td><td>IX71</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

このプロトコルは、誘導結合プラズマ質量分析（ICPMS）用の試料導入システムのような使い捨ての低コストのマイクロ流体チップの製造および使用方法を説明します。チップは、パーフルオロヘキサン（PFH）で単分散水性試料液滴を生成します。水性液滴の大きさと頻度は40〜60ミクロンの範囲で、それぞれ90〜7,000ヘルツから変化させることができる。液滴は、PFHの第二の流れとチップから排出され、排出時に無傷のままされている。特注の脱溶媒和システムはPFHを削除し、ICPMSに液滴を輸送する。ここで、狭い強度分布に非常に安定した信号は、液滴の単分散性を示し、測定することができる。我々は、導入システムは、定量的に、単一のウシ赤血球の鉄を決定するために使用できることを示している。将来的には、導入装置の機能を容易に追加のマイクロ流体モジュールを統合することによって拡張することができる。

提示システムは、細胞又はナノ粒子を含む溶液または懸濁液の小体積を測定するために用いることができる。単一細胞の標準溶液および特性の測定の例は、ここに示されている。以上の例はVerboket ら 22に見出すことができる。 典型的には溶液の単一の液滴の信号が非常に短いイベントがある。これは、通常、数百マイクロ秒26のために持続する。?...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

我々は、誘導結合プラズマ質量分析（ICPMS）離散液滴試料導入システムを提示する。これは、90から7000 Hzまでの周波数で40〜60ミクロンのサイズ範囲で非常に単分散液滴を生成し、安価で使い捨てマイクロ流体チップに基づいています。

ICPMSサンプル導入のためのマイクロ流体チップ

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K ビュー.  ETH Zurich. 我々は、誘導結合プラズマ質量分析（ICPMS）離散液滴試料導入システムを提示する。これは、90から7000 Hzまでの周波数で40〜60ミクロンのサイズ範囲で非常に単分散液滴を生成し、安価で使い捨てマイクロ流体チップに基づいています。 

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

単一粒子のためのマイクロ流体ベースの流体力学的トラップ

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

生物工学

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

エラストマーのマイクロバルブの配列で制御マイクロ流体チップ

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

生物学

On-chip Isotachophoresis for Separation of Ions and Purification of Nucleic Acids

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic processes in simple, compact systems with no moving parts. Isotachophoresis (ITP) is a simple and very robust electrokinetic technique that can achieve million-fold preconcentration1,2 and efficient separation and extraction based on ionic mobility.3 For example, we have demonstrated the application of ITP to separation and sensitive detection of unlabeled ionic molecules (e.g. toxins, DNA, rRNA, miRNA) with little or no sample preparation4-8 and to extraction and purification of nucleic acids from complex matrices including cell culture, urine, and blood.9-12
ITP achieves focusing and separation using an applied electric field and two buffers within a fluidic channel system. For anionic analytes, the leading electrolyte (LE) buffer is chosen such that its anions have higher effective electrophoretic mobility than the anions of the trailing electrolyte (TE) buffer (Effective mobility describes the observable drift velocity of an ion and takes into account the ionization state of the ion, as described in detail by Persat et al.13). After establishing an interface between the TE and LE, an electric field is applied such that LE ions move away from the region occupied by TE ions. Sample ions of intermediate effective mobility race ahead of TE ions but cannot overtake LE ions, and so they focus at the LE-TE interface (hereafter called the "ITP interface"). Further, the TE and LE form regions of respectively low and high conductivity, which establish a steep electric field gradient at the ITP interface. This field gradient preconcentrates sample species as they focus. Proper choice of TE and LE results in focusing and purification of target species from other non-focused species and, eventually, separation and segregation of sample species.
We here review the physical principles underlying ITP and discuss two standard modes of operation: "peak" and "plateau" modes. In peak mode, relatively dilute sample ions focus together within overlapping narrow peaks at the ITP interface. In plateau mode, more abundant sample ions reach a steady-state concentration and segregate into adjoining plateau-like zones ordered by their effective mobility. Peak and plateau modes arise out of the same underlying physics, but represent distinct regimes differentiated by the initial analyte concentration and/or the amount of time allotted for sample accumulation.
We first describe in detail a model peak mode experiment and then demonstrate a peak mode assay for the extraction of nucleic acids from E. coli cell culture. We conclude by presenting a plateau mode assay, where we use a non-focusing tracer (NFT) species to visualize the separation and perform quantitation of amino acids.

Isotachophoresis (ITP) is a robust electrokinetic separation and preconcentration technique with applications ranging from toxin detection to sample preparation. We review the physical principles of ITP and the methodology of applying this technique to two specific example applications: separation and detection of small molecules and purification of nucleic acids from cell culture lysate.

イオンの分離及び核酸の精製のためのオンチップ等速電気泳動

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic ...

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its transparency. Due to the softness of the PDMS material, however, it is challenging to use PDMS for building nanochannels. The channels tend to collapse easily during plasma bonding. In this paper, we present an evaporation-driven self-assembly method of silica colloidal nanoparticles to create nanofluidic junctions with sub-50 nm pores between two microchannels. The pore size as well as the surface charge of the nanofluidic junction is tunable simply by changing the colloidal silica bead size and surface functionalization outside of the assembled microfluidic device in a vial before the self-assembly process. Using the self-assembly of nanoparticles with a bead size of 300 nm, 500 nm, and 900 nm, it was possible to fabricate a porous membrane with a pore size of ~45 nm, ~75 nm and ~135 nm, respectively. Under electrical potential, this nanoporous membrane initiated ion concentration polarization (ICP) acting as a cation-selective membrane to concentrate DNA by ~1,700 times within 15 min. This non-lithographic nanofabrication process opens up a new opportunity to build a tunable nanofluidic junction for the study of nanoscale transport processes of ions and molecules inside a PDMS microfluidic chip.

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

コロイド粒子の自己組織化プロセスを介して、PDMSマイクロ流体チップ内のサブ50 Nmのナノ流体ジャンクショ​​ンを作成します

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

工学

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

単一細胞の多彩な化学分析マイクロ流体チップ

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The devices are patterned from epoxy glue using soft lithography and are suitable for in situ X-ray diffraction experiments at room temperature. The sample wells are lidded on both sides with polymeric polyimide foil windows that allow diffraction data collection with low X-ray background. This fabrication method is undemanding and inexpensive. After the sourcing of a SU-8 master wafer, all fabrication can be completed outside of a cleanroom in a typical research lab environment. The chip design and fabrication protocol utilize capillary valving to microfluidically split an aqueous reaction into defined nanoliter sized droplets. This loading mechanism avoids the sample loss from channel dead-volume and can easily be performed manually without using pumps or other equipment for fluid actuation. We describe how isolated nanoliter sized drops of protein solution can be monitored in situ by dynamic light scattering to control protein crystal nucleation and growth. After suitable crystals are grown, complete X-ray diffraction datasets can be collected using goniometer based in situ fixed target serial X-ray crystallography at room temperature. The protocol provides custom scripts to process diffraction datasets using a suite of software tools to solve and refine the protein crystal structure. This approach avoids the artefacts possibly induced during cryo-preservation or manual crystal handling in conventional crystallography experiments. We present and compare three protein structures that were solved using small crystals with dimensions of approximately 10-20 &#181;m grown in chip. By crystallizing and diffracting in situ, handling and hence mechanical disturbances of fragile crystals is minimized. The protocol details how to fabricate a custom X-ray transparent microfluidic chip suitable for in situ serial crystallography. As almost every crystal can be used for diffraction data collection, these microfluidic chips are a very efficient crystal delivery method.

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes in detail how to fabricate and operate microfluidic devices for X-ray diffraction data collection at room temperature. Additionally, it describes how to monitor protein crystallization by dynamic light scattering and how to process and analyze obtained diffraction data.

シリアル結晶の結晶 x 線回折その場その場での動的光散乱のためのマイクロ流体チップ

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The ...

化学

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

ラベルフリーDNAハイブリダイゼーション分析のためのマイクロ流体ベースの電気化学バイオチップ

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

マイクロ流体精密小容量サンプル処理のためのプラットフォームとアコースティックマイクロデバイスで区切り生物学的粒子サイズのためのその使用

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Fabrication of a Dipole-assisted Solid Phase Extraction Microchip for Trace Metal Analysis in Water Samples

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water samples. A brief overview of the evolution of chip-based SPE techniques is provided. This is followed by an introduction to specific polymeric materials and their role in SPE. To develop an innovative dipole-assisted SPE technique, a chlorine (Cl)-containing SPE functionality was implanted into a poly(methyl methacrylate) (PMMA) microchip. Herein, diverse analytical techniques including contact angle analysis, Raman spectroscopic analysis, and laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry (LA-ICP-MS) analysis were employed to validate the utility of the implantation protocol of the C-Cl moieties on the PMMA. The analytical results of the X-ray absorption near-edge structure (XANES) analysis also demonstrated the feasibility of the Cl-containing PMMA used as an extraction medium by virtue of the dipole-ion interactions between the highly electronegative C-Cl moieties and the positively charged metal ions.

The fabrication protocol of a dipole-assisted solid phase extraction microchip for the trace metal analysis is presented.

水試料中の微量金属分析のためのダイポールアシスト固相抽出マイクロチップの作製

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water ...

Fast Enzymatic Processing of Proteins for MS Detection with a Flow-through Microreactor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. This step is necessary for the generation of small molecular weight peptides, generally with MW &#60; 3,000-4,000 Da, that fall within the effective scan range of mass spectrometry instrumentation. Conventional protocols involve O/N enzymatic digestion at 37 &#186;C. Recent advances have led to the development of a variety of strategies, typically involving the use of a microreactor with immobilized enzymes or of a range of complementary physical processes that reduce the time necessary for proteolytic digestion to a few minutes (e.g., microwave or high-pressure). In this work, we describe a simple and cost-effective approach that can be implemented in any laboratory for achieving fast enzymatic digestion of a protein. The protein (or protein mixture) is adsorbed on C18-bonded reversed-phase high performance liquid chromatography (HPLC) silica particles preloaded in a capillary column, and trypsin in aqueous buffer is infused over the particles for a short period of time. To enable on-line MS detection, the tryptic peptides are eluted with a solvent system with increased organic content directly in the MS ion source. This approach avoids the use of high-priced immobilized enzyme particles and does not necessitate any aid for completing the process. Protein digestion and complete sample analysis can be accomplished in less than ~3 min and ~30 min, respectively.

A quick protocol for proteolytic digestion with an in-house built flow-through tryptic microreactor coupled to an electrospray ionization (ESI) mass spectrometer is presented. The fabrication of the microreactor, the experimental setup and the data acquisition process are described.

フロースルーマイクロリアクターとMS検出のためのタンパク質の高速酵素処理

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. ...

ICPMSサンプル導入のためのマイクロ流体チップ

要約

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単一粒子のためのマイクロ流体ベースの流体力学的トラップ

エラストマーのマイクロバルブの配列で制御マイクロ流体チップ

イオンの分離及び核酸の精製のためのオンチップ等速電気泳動

コロイド粒子の自己組織化プロセスを介して、PDMSマイクロ流体チップ内のサブ50 Nmのナノ流体ジャンクションを作成します

単一細胞の多彩な化学分析マイクロ流体チップ

シリアル結晶の結晶 x 線回折その場その場での動的光散乱のためのマイクロ流体チップ

ラベルフリーDNAハイブリダイゼーション分析のためのマイクロ流体ベースの電気化学バイオチップ

マイクロ流体精密小容量サンプル処理のためのプラットフォームとアコースティックマイクロデバイスで区切り生物学的粒子サイズのためのその使用

水試料中の微量金属分析のためのダイポールアシスト固相抽出マイクロチップの作製

フロースルーマイクロリアクターとMS検出のためのタンパク質の高速酵素処理

ICPMSサンプル導入のためのマイクロ流体チップ

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単一粒子のためのマイクロ流体ベースの流体力学的トラップ

エラストマーのマイクロバルブの配列で制御マイクロ流体チップ

イオンの分離及び核酸の精製のためのオンチップ等速電気泳動

コロイド粒子の自己組織化プロセスを介して、PDMSマイクロ流体チップ内のサブ50 Nmのナノ流体ジャンクショ​​ンを作成します

単一細胞の多彩な化学分析マイクロ流体チップ

シリアル結晶の結晶 x 線回折その場その場での動的光散乱のためのマイクロ流体チップ

ラベルフリーDNAハイブリダイゼーション分析のためのマイクロ流体ベースの電気化学バイオチップ

マイクロ流体精密小容量サンプル処理のためのプラットフォームとアコースティックマイクロデバイスで区切り生物学的粒子サイズのためのその使用

水試料中の微量金属分析のためのダイポールアシスト固相抽出マイクロチップの作製

フロースルーマイクロリアクターとMS検出のためのタンパク質の高速酵素処理

コロイド粒子の自己組織化プロセスを介して、PDMSマイクロ流体チップ内のサブ50 Nmのナノ流体ジャンクションを作成します