This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 Master-Fabrication (Abbildung 2) HINWEIS: Führen Sie die Fertigung der SU-8 Master-Formen in einem Reinraum, um Mängel, die durch Staubpartikel zu verhindern. Zwei Wafer für die Herstellung, ein Wafer mit mikrofluidischen Eigenschaften und eine ohne benötigt. <ol><li> Bereiten Sie die Stammformen für die Mikrofluid-Chip. Zuerst an eine Haftschicht auf dem Siliciumwafer. <ol><li> Dehydrieren eines Silizium-Wafers für 10 min bei 200 ° C. Kühlen Sie die Wafer auf RT und laden Sie es auf, um eine Lackschleuder und Schleuderbeschichtung mit SU-8 2002 mit dem folgenden Protokoll. </li><li> Dispense ca. 3 ml wider auf den Wafer. </li><li> Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer. </li><li> Spin den Wafer bei 2000 Upm für 30 sec, um eine Resisthöhe von ungefähr 2 &amp; mgr; m zu erzielen. </li></ol></li><li> Entfernen überschüssigen Resist vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer, um zu verhindern,Aufkleben des Wafers auf der heißen Platte in dem nächsten Schritt. Backen Sie den Wafer für 60 Sekunden bei 95 ° C auf einer Heizplatte. </li><li> Setzen Sie den gesamten Wafer mit ultraviolettem Licht (80 mJ / cm 2 bei 365 nm). Post-Bake dem Wafer für 120 Sekunden auf 95 ° C. </li><li> Kühle das Wafer nach unten und unmittelbar Schleuderbeschichtung des Wafers wieder mit dem folgenden Protokoll für SU-8 2050: <ol><li> Drehen Sie das Wafer bei 100 Upm für 20 s (verzichten bei diesem Schritt ca. 3 ml SU-8 wider). </li><li> Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer. </li><li> Spin der Wafer bei 3250 Upm für 30 sec, was zu einer Resistdicke von etwa 40 um. </li></ol></li><li> Auch überschüssiges wider vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer und Weichbacken der Wafer auf einer heißen Platte für 180 s bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C. </li><li> Bereiten Sie die Fotomaske von sticking es zu einem Kalk-Natron-Glas. Abbildung 3 zeigt das Maskendesign. Verwenden Sie einen Mask Aligner zu entlarven mit UV-Licht (160 mJ / cm 2, gemessen bei 365 nm) durch die vorbereitete Maske des Resists. Backen der belichteten Wafer wieder auf einer Heizplatte für 60 Sekunden bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C. </li><li> Nach dem Abkühlen des Wafers auf RT, tauchen Sie sie in einem Glaspetrischale mit Entwickler gefüllt für 5 min zur Entwicklung des Resists. Rühren Sie vorsichtig die Petrischale zu unbelichteten SU-8 zu entfernen. Mit Isopropanol spülen Wafer und blasen sie trocken mit einem Stickstoff-Pistole. </li><li> Untersuchen Sie die Wafer unter dem Mikroskop. Bei unbebauten wider Überreste von den Funktionen, die Entwicklung der Wafer wieder für ein paar Minuten, wie in Schritt 1.7 beschrieben. </li><li> Eventuell verbleibenden Lösungsmittel durch Backen der Waffeln für 2 Stunden bei 200 ° C. Überprüfen Sie die Höhe der Merkmale mit einem Schritt-Profiler. Falls die gemessene Höhe nicht der gewünschten Höhe beginnen mit diesem protocol wieder und passen die Schleuderdrehzahl in Schritt 1.1.4. </li><li> Um ein Verkleben der PDMS zum Wafer verhindern silanisiert ist, indem es in Exsikkator zusammen mit 50 ul 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane in einem kleinen Porzellanschale. Reduzieren Sie den Druck im Exsikkator bis 100 mbar und Inkubation des Wafers 12 Stunden. <ol><li> Für die Blindteile PDMS silanisieren weiteres Siliziumwafer unter Verwendung des Verfahrens von Schritt 1.10. Um Zeit zu silanisieren gleichzeitig in einem einzigen Exsikkator sparen beide Wafer. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chipfertigungs HINWEIS: Der LADE-Chip aus zwei PDMS Stücke, die miteinander durch Verklebung 24 verbunden sind, hergestellt. Der erste Teil enthält die mikrofluidische Funktionen. Der andere Teil ist flach und verwendet werden, um die Kanäle zu verschließen. Miteinander verbunden sind, die runde Form notwendig, den Chip mit der Tröpfchentransportsystem-Schnittstelle bilden sie. Hier ist die Herstellung vondie beiden Teile und deren Bindung beschrieben. Alle Verfahrensschritte sind in Abbildung 4 dargestellt. <ol><li> Vorbereitung 44 g PDMS, indem man 40 g des Prepolymers mit 4 g des PDMS Härter (dies führt zu bis zu 6 Chips). Entgasen Sie die PDMS im Exsikkator bis es blasenfrei ist (dies wird ca. 20 Minuten dauern). </li><li> Replica Form der strukturierten Hälften. <ol><li> Legen Sie die Gussform auf der Oberseite des Wafers und lassen Sie sie einrasten mit den Führungsstrukturen rund um die Gestaltung (siehe Abbildung 5). Überspringen Sie das Einrasten der flachen PDMS halbieren. </li><li> Gießen Sie ca. 3 bis 4 g der entgasten PDMS in der Gussform und legen Sie sie für 6 Minuten auf einer Heizplatte bei 150 ° C. Kühlen Sie sich die gehärteten PDMS in der Gussform und heben Sie die Gießform Wafer mit einem Spatel. </li><li> Um jegliche Verunreinigung der mikrofluidischen Kanälen verhindern decken die Seite des Chips, die zuvor in Kontakt war with des Wafers mit Klebeband. Schneiden Sie vorsichtig das Band entlang der Kante des PDMS Teil um überschüssige PDMS zu entfernen. </li></ol></li><li> Zur Herstellung der flachen PDMS Hälften wiederholen Sie die oben genannten Schritte 2.2.1 bis 2.2.3 mit dem Rohling silanisierte Wafer. </li><li> Peel des Bandes und Punch Fluidanschlussöffnungen in die strukturierte Hälften mit einer Biopsie Locher. Schützen Sie die Strukturen mit Klebeband während der Lagerung. </li><li> Bindung der PDMS Teile zusammen durch Kleben mit den PDMS Härter 24. <ol><li> Nehmen Sie einen unbehandelten Siliciumwafer und Spin Mantel mit PDMS Härter für 30 sec bei 6000 Umdrehungen pro Minute. Nehmen Sie die Fladen aus dem Spin-Coater. </li><li> Entfernen Sie das Klebeband von den strukturierten Hälften und legen Sie sie mit den Strukturen nach unten auf den Wafer. Drücken Sie vorsichtig oben auf den PDMS, um Luftblasen zu entfernen. </li><li> Entfernen Sie das Klebeband von den leeren PDMS Hälften. Werfen Sie einen strukturierten Hälfte aus dem Wafer und von Hand auf der Oberseite des flachen PDMS Hälfte ausrichten. Drücken Sie vorsichtig dietrennen zusammen, um Luftblasen zu entfernen und lassen Sie den montierten Chip Heilung für 24 Stunden bei Raumtemperatur. Die Teile zusammen Drücken Sie nicht mit Gewalt, da dies kann dazu führen, die Kanäle zu kollabieren. </li></ol></li><li> Schneiden Sie die Spitze des Chips entlang der Markierungslinie orthogonal zur Düsenkanal mit einem Messer, um die Austrittsdüse öffnen. Verwenden einer Ausrichtungsvorrichtung, um einen geraden Schnitt, der für einen geraden Flüssigkeitsausstoß erforderlich ist zu gewährleisten. Untersuchen Sie den Chip unter dem Mikroskop auf Defekte in den mikrofluidischen Kanälen und Staubpartikel. Setzen eines Bandes über die Einlasslöcher, um die Chips während der Lagerung zu schützen. </li><li> Schließen Sie eine Woulff&#39;sche Flasche mit Schlauch an einem trockenen Stickstoffquelle und für alle Eingänge des LADE-Chip. Kaution 50 ul von 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane am unteren Rand der Woulff&#39;sche Flasche und schließen. </li><li> Silanisieren die mikrofluidischen Kanälen durch Spülen aller Kanäle für 20 min mit dem Stickstoffstrom, der 1 H, 1 H- </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane bei einer Fließgeschwindigkeit von etwa 1 ml / sec. Die Chips sind bereit für Experimente und für mindestens mehrere Wochen lang bei RT gelagert werden. </li></ol> 3. Vorbereitung Mess- / Droplet Transport System HINWEIS: Baue die gesamte Tröpfchentransportsystem auf einer optischen Tisch, da es notwendig ist, um eine stabile Tragkonstruktion für den Aufbau zu konstruieren. Ein Schema des gesamten Tröpfchentransportsystem ist in Abbildung 6 dargestellt. <ol><li> Installieren einer angepaßten Zyklon-Poly (methylmethacrylat) (PMMA) Adapter mit einer 50 cm befestigt Edelstahlrohr vertikal. Schließen Sie den Adapter an eine Heliumquelle mit einem Massendurchflussregler. Bringen Sie eine (schnelle) Kamera und eine Lampe an den Adapter an den gegenüberliegenden Stellen für Tröpfchen Visualisierung. </li><li> Platzieren einer Heizpatrone in der Mitte des Stahlrohrs und mit Poly (vinylchlorid) (PVC) Rohrleitung und einem Rohr LegrisVerbinder, um das Ende des Stahlrohrs mit dem Einlaß der Membran desolvator verbinden. </li><li> Verbinden des Auslasses des desolvator mit weiteren PVC-Schlauch zu einer laminaren Strömung Adapter, der direkt mit dem ICP-MS Einlass verbunden ist. Verbinden der laminaren Strömung Adapter an einer Argonquelle mit einem Massendurchflussregler und später verwenden, um Argon beigemischt werden, um einen stabilen Betriebszustand zu erreichen. </li><li> Richten Sie den Adapter als auch die vertikalen Stahlrohr mit einer Wasserwaage. Wenn die Ausrichtung nicht korrekt ist, kann es zu erheblichen Verlusten von Tröpfchen führt. Setzen Sie einen Stecker in den Adapter Gase austreten während des Systemaufwärmzeit zu verhindern. </li><li> Starten Sie alle oben genannten Gasströme und Geräte mit den Einstellungen aus der Tabelle 1. Lassen Sie das System zum Aufwärmen 15 min. Die Heizpatrone muss 2 Stunden zur Stabilisierung der Temperatur, schalten Sie es im Voraus. </li><li> Legen Sie die Spritzenpumpen auf einem Gestell auf der Höhe der Zyklon-Helium-Adapter. Halten Sie den Abstand zwischen derSpritzenpumpen und der Adapter so kurz wie möglich. </li></ol> 4. Messungen HINWEIS: Das folgende Protokoll ist allgemein wegen der Vielfalt von Lösungen und Suspensionen, die verwendet werden können, geschrieben. Jedoch sollten die Zellsuspensionen in einer Konzentration von &lt;1 x 10 7 Zellen / ml, wenn Einzelzellanalyse durchgeführt wird, verdünnt werden, um sicherzustellen, dass die Mehrheit der Tropfen zu lediglich einer Zelle. Für Messungen mit Zellen setzen die Spritzenpumpen in einem Winkel, so dass der Auslass der Spritze nach unten zeigen und die Rohrleitung zu installieren in einer Weise, dass sie nach unten weisen. <ol><li> Befestigen Sie Schlauch an den Spritzen. Last zwei 5 ml Spritzen mit Perfluorhexan und eine 1 ml-Spritze mit einer Probenlösung oder Suspension. Entfernen Sie alle Luftblasen in den Spritzen und Schläuche eingeklemmt. </li><li> Installieren Sie die Spritze in eine Spritzenpumpe und schließen Sie sie an den Eingängen des Chips. Starten Sie die Spritzenpumpen über die Starteinstellungen vonTabelle 1 (oder höhere Durchflussraten). Geben Sie den Ströme 3 bis 5 min zu stabilisieren. <ol><li> Entfernen überschüssiger Flüssigkeit von der Spitze des Chips mit einem Gewebe. Die Flüssigkeiten sollten nun von der Chip Auswerfen der Luftstrahl. Wenn ein geraden Auswurf nicht durch Abwischen mit einem Gewebe erreicht werden ersetzen Sie den Chip und von vorn beginnen zu diesem Schritt. </li></ol></li><li> Ziehen Sie den Stecker aus dem Adapter und den Chip in den Adapter vorsichtig einführen. Schmieren Sie den Chip mit FC-40, wenn nötig. Ein Chip kann für mindestens 2 h Experimente eingesetzt werden. </li><li> Ändern Sie die Durchflussrate innerhalb der empfohlenen Messeinstellungen aus Tabelle 1 sein. Niedrigere Durchflussrate der PFH spart nicht nur PFH sondern reduziert auch Signaluntergrund, durch isobare Interferenzen verursacht. </li><li> Geben Sie dem System 2-5 min zu stabilisieren (abhängig von der gewählten Durchflussmengen). Optimieren Sie die ICP-MS für die höchste Signalintensität der interessierenden Analyten. <ol><li> Nacheinander die Ströme von allen g einstellenAses auf den Massendurchflussregler (siehe die empfohlenen Bereiche in Tabelle 1), bis die maximale Signalintensität der Analyten erreicht. Tune die Plasmaleistung und die Fokussierlinse Spannungen (entsprechend dem vom Hersteller empfohlenen Bereiche) an den ICP-MS in der gleichen Weise. </li></ol></li><li> Festlegen der ICPMS um eine Verweilzeit von 10 msec (um die ICP-MS angewandt, kann aber mit anderen Instrumenten angepasst werden, um eine zeitaufgelöste Erfassung zu gewährleisten). Starten Sie die Aufnahme des Signals eines bestimmten m / z mit dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Nach der Messung übertragen die Rohdaten an Datenanalyseprogramm zur Auswertung. Bin die Daten, in Counts vorgegeben pro 10 msec, mit einem eingebauten-in-Funktion und Handlung resultierenden bin Zentrum Werte gegen zählt. Setzen Sie jede Spitze im Histogramm aufgetragen Häufigkeitsverteilung mit einer Gauss-Funktion. Der Mittelwert und die sigma der Passung stellen die mittlere Signalintensität und die Standardabweichung sind. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Kalibrierung Konzept <ol><li> Messen Sie ein Einzel- oder Mehrelementstandardlösung, die das Element oder die Elemente von Interesse an den gleichen Flussraten wie die Probe. </li><li> Legen Sie eine LADE-Chip in einer Petrischale auf einem Mikroskop. Für eine bessere Bildqualität mit einem unrunden Chip. Herzustellen diesen Chip, wie in Schritt 2 beschrieben, aber unter Verwendung einer einfachen rechteckigen Gussform anstelle des teilweise runden förmigen. </li><li> Führen Sie die Schritte 4.1 bis 4.2.1, um die Tropfenerzeugung zu beginnen. Stellen Sie die Durchflussmengen, um die Durchflussmengen in Schritt 5.1 verwendet. </li><li> Aufzeichnung von Bildern der wässrigen Tröpfchen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera mit einem Mikroskop (20fach-Objektiv) befestigt. Verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware wie der Tröpfchen Morphometrie und Geschwindigkeitsmessung Software Basu 25, um die durchschnittliche Tröpfchendurchmesser von den Aufnahmen zu erhalten. </li><li> Verwenden mittlere Tropfendurchmesser, um das Tropfenvolumen zu berechnen, vorausgesetzt, die Tröpfchen ist ein kugelförmiges Objekt. <ol><li> Von diesem Volumen und der kneigenen Konzentration eines Analyten in der Tröpfchen Berechnung der Anzahl der entsprechenden Atome. Dividieren der Anzahl der gemessenen Ionen pro Tröpfchen von der Anzahl der Atome, die Nachweiseffizienz zu erhalten. Verwenden dieses Detektionseffizienz, um die Anzahl von Atomen in einer unbekannten Probe zu berechnen. Anmerkung: Da die Schwankungen zwischen einzelnen Chips sind kleiner 22 ist es nicht erforderlich, die Messung der Tröpfchengröße für jeden Chip oder Lösung zu wiederholen, wenn die Flussraten gleich bleiben. Eine Liste der Tröpfchengrößen und Frequenzen entsprechend den spezifischen Strömungsraten durch Verboket et al. Veröffentlicht 22. </li></ol></li></ol>

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	<li>Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , 10-1016 (2008).</li><li>Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultraviolet+absorbance+and+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometric+detection+for+capillary+electrophoresis+-+A+comparison+of+detection+modes+and+interface+designs.">Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs.</a> J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).</li><li>Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sample+introduction+systems+for+the+analysis+of+liquid+microsamples+by+ICP-AES+and+ICP-MS.">Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS.</a> Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).</li><li>Olesik, J. W., Hobbs, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monodisperse+dried+microparticulate+injector+-+A+new+tool+for+studying+fundamental+processes+in+inductively-coupled+plasma.">Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma.</a> Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).</li><li>Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., G&#252;nther, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mass+quantification+of+nanoparticles+by+single+droplet+calibration+using+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry.">Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).</li><li>Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+single+Au+and+SiO2+nano-+and+microparticles+by+ICP-OES+using+monodisperse+droplets+of+standard+solutions+for+calibration.">Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration.</a> J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).</li><li>Shigeta, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sample+introduction+of+single+selenized+yeast+cells+(Saccharomyces+cerevisiae)+by+micro+droplet+generation+into+an+ICP-sector+field+mass+spectrometer+for+label-free+detection+of+trace+elements.">Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements.</a> J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).</li><li>Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+characterization+of+a+thermal+inkjet-based+aerosol+generator+for+micro-volume+sample+introduction+in+analytical+atomic+spectrometry.">Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry.</a> J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).</li><li>Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+novel+and+conventional+calibration+techniques+for+the+analysis+of+urine+samples+using+plasma+source+mass+spectrometry+combined+with+a+new+dual-drop-on-demand+aerosol+generator.">Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator.</a> J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).</li><li>Shigeta, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+micro-droplet+generator+for+an+ICP-sector+field+mass+spectrometer+-+optimization+and+analytical+characterization.">Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization.</a> J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).</li><li>Teh, S. -. Y., Lin, R., Hung, L. -. H., Lee, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics.">Droplet microfluidics.</a> Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).</li><li>Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+arrayed+droplets+by+soft+lithography+and+two-phase+fluid+flow,+and+application+in+protein+crystallization.">Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization.</a> Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).</li><li>Theberge, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+platform+for+combinatorial+synthesis+in+picolitre+droplets.">Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets.</a> Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).</li><li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoliter+microfluidic+hybrid+method+for+simultaneous+screening+and+optimization+validated+with+crystallization+of+membrane+proteins.">Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).</li><li>Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-small+droplet+generation+via+volatile+component+evaporation.">Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation.</a> Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).</li><li>Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+cell-based+reporter+gene+assays+using+droplet-based+microfluidics.">Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics.</a> Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).</li><li>Brouzes, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidic+technology+for+single-cell+high-throughput+screening.">Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).</li><li>Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+samples+stored+as+individual+plugs+in+a+capillary+by+electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry.</a> Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).</li><li>Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dilution-free+analysis+from+picoliter+droplets+by+nano-electrospray+ionization+mass+spectrometry.">Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).</li><li>K&#252;ster, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interfacing+droplet+microfluidics+with+matrix-assisted+laser+desorption/ionization+mass+spectrometry:+label-free+content+analysis+of+single+droplets.">Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets.</a> Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).</li><li>Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Droplet-Based+Fractionation+of+Nano-LC+Separations+onto+Microarrays+for+MALDI-MS+Analysis.">High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis.</a> Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).</li><li>Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., G&#252;nther, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+New+Microfluidics-Based+Droplet+Dispenser+for+ICPMS.">A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS.</a> Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).</li><li>Ammerman, C. N., You, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+the+boiling+enhancement+mechanism+caused+by+surfactant+addition+to+water.">Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water.</a> J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).</li><li>Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fabrication+of+microfluidic+structures+by+means+of+full-wafer+adhesive+bonding+using+a+poly(dimethylsiloxane)+catalyst.">The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst.</a> J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).</li><li>Basu, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+morphometry+and+velocimetry+(DMV):+a+video+processing+software+for+time-resolved,+label-free+tracking+of+droplet+parameters.">Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters.</a> Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).</li><li>Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-resolved+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry+measurements+with+individual,+monodisperse+drop+sample+introduction.">Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction.</a> Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).</li><li>Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Obwohl die Herstellung der Chips ist sehr zuverlässig sind einige kritische Punkte bei der Herstellung, die besondere Aufmerksamkeit erfordern. Erstens ist die Sauberkeit bei der Montage sehr wichtig, um eine Kontamination des Chips durch Staub zu verhindern. Der Staub kann die Kanäle zu blockieren und verhindern eine stabile Tropfenerzeugung. Zweitens, ist es besonders wichtig, dass die Spitze senkrecht zur Düsenkanal geschnitten wird. Der Winkel des Schnittes beeinflusst stark die Ausstoßwinkel. Wenn die Flüssigk...

Die Elementaranalyse von flüssigen Proben durch induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS) wird üblicherweise unter Verwendung von Zerstäubern mit Sprühkammern als Einführungssystem 1 durchgeführt in Kombination. In diesem Probeneinführungssystem wird die Probe durch einen Zerstäuber gesprüht, um eine polydisperse Aerosol zu erzeugen. Ein nachgeschalteter Sprühkammer wird verwendet, um herauszufiltern, große Tropfen. Diese Methode wird mit hohem Probenverbrauch (&gt; 0,3 ml min -1) 2 und einer unvollständigen Probentransport verbunden. Somit wird es unpraktisch für Anwendungen, bei denen nur Mikroliter Probenmengen zur Verfügung stehen, wie in biologischen, Forensik, toxikologische und klinische Studien 3. Um das Beispiel Verbrauch zu reduzieren, wurden Vernebler mit kleineren Düsenabmessungen entwickelt 3. Allerdings erhöht die reduzierte Düsengröße das Risiko von Verstopfungen, wenn die Proben von unverdauten biologischen Flüssigkeiten oder konzentrierten Salzlösungen müssen analysiert werden 3. et al. 4 vorgeschlagen. Die Autoren injiziert einer Flüssigkeit in ICP-MS in Form monodisperser diskrete Mikrotröpfchen, die von einer piezoelektrisch angetriebenen Mikropumpe hergestellt. Auch wenn dieses System nicht sehr breite Anwendung finden, leitete sie die Weiterentwicklung des Konzepts der diskreten Tröpfchen Einführung in ICPMS. Heute piezoelektrisch angetriebenen Abgabesysteme, die Tröpfchen in der Größe von 30, 50, 70 und 100 &amp; mgr; m und bei Frequenzen von 100-2000 Hz erzeugen kann, können erworben werden. Die Tröpfchen können in ICP-MS mit nahezu 100% Effizienz 5 transportiert werden. Diese Mikrotröpfchen Spender haben zur quantitativen Messung einzelner Nanopartikel 5,6 sowie die Charakterisierung einzelner biologischer Zellen 7 angewendet. Ein ähnliches System, basierend auf die thermische Tintenstrahltechnologie 8 wurde für die Analyse von biologischen Proben 9 getestet. Obwohl der avaiLabel einzelnen Tröpfchens Einführung Systeme sind sehr effizient, kann für kleine Probenvolumina verwendet werden und sind vielversprechend für die Analyse von Nanopartikeln und Zellen, haben sie einige Einschränkungen. Bei einer festen Düsengröße kann die Tröpfchengröße nur geringfügig verändert werden (es sei denn, die benutzerdefinierten Einstellungen werden verwendet, 10). Veränderungen der physikalischen Eigenschaften der Flüssigkeit (pH-Wert, Salzgehalt) kann die Tröpfchen Eigenschaften (Größe, Einspritzgeschwindigkeit) zu ändern. Auch sind diese Vorrichtungen relativ teuer, anfällig für Verstopfungen und sind schwer zu reinigen. Ein anderes Verfahren, um Tröpfchen zu erzeugen, ist im Bereich der Tröpfchen Mikrofluidik 11 bekannt. In den letzten Jahren hat Tröpfchen Mikrofluidik Interesse für (bio-) chemische Reaktionen 12 bis 15 und für die Einzelzellstudien 16,17 gewonnen. Zusätzlich wurde diese Technik zur Einführung Proben in Elektrospray-Ionisation Massenspektrometrie 18,19 und zur Herstellung von Proben in Matrix-unterstützte Laser-Desorption / ionizatio angewendetn Massenspektrometrie 20,21. Vor kurzem haben wir eine mikrofluidische basiertes System für die Probenaufgabe in ICPMS 22. Die Schlüsselkomponente unserer Einführungssystem ist die Flüssigkeit unterstützt Tröpfchenausstoß (LADE) Chip. Dieser Chip ist vollständig aus Poly (dimethylsiloxan) (PDMS). In dem ersten Kanal-Sperrschicht fließen Fokussierung verwendet wird, um monodisperse Tröpfchen einer wässrigen Probelösung (Figur 1) zu erzeugen. Dazu wird die hohe Volatilität (Siedepunkt von 58-60 ° C 23) und nicht mischbare Trägerphase Perfluorhexan (PFH) verwendet (Abbildung 1). Diese PFH Eigenschaften ermöglichen eine stabile Tropfenerzeugung und schnelle Entfernung der Trägerphase. Die Eigenschaften der Probenflüssigkeit Einfluß dieser Generation Verfahren weniger, im Vergleich zu anderen Tröpfchengeneratoren. Die Tröpfchengröße ist über einen weiten Bereich einstellbar durch Veränderung der Durchsätze der wässrigen Phase und der PFH. In einem nachgeschalteten NEBENTy Kreuzung weiter PFH wird zugegeben, um die Fließgeschwindigkeit von mindestens 1 m sec -1 zu erhöhen. Bei dieser Geschwindigkeit kann die Flüssigkeit aus dem Chip in einer stabilen und geraden Strahl (1) ohne Tröpfchen Zerstörung (Abbildung 1 Einschub) ausgeworfen. Das Double-Junction-Design ermöglicht die Steuerung der Strahlstabilität unabhängig von der Tropfenerzeugung. Die Tröpfchen werden an den ICP-MS mit einem kundenTransportSystem transportiert. Dieses System besteht aus einem Fallrohr und eine Membran desolvator die PFH entfernen. Die getrockneten Rückstände der wßrigen Tröpfchen werden anschließend in dem Plasma der ICP-MS und einem Massendetektor misst die Ionen ionisiert. Der vordere Teil des Chips ist tonnenförmig, um eine enge Verbindung mit der Tröpfchentransportsystem zu gewährleisten. Das Ausstoßen der wässrigen Probe in Form von Tröpfchen in PFH ist vorteilhaft, weil der Kontakt mit der Düse vermieden wird. Dies erhöht das Risiko der Düsenverstopfung, was ein Problem beim Arbeiten mit Zellsuspensionen oder Co sein kann, senkt erheblichncentrated Salzlösungen. Die LADE-Chips, von PDMS hergestellt Softlithographie, sind billig (Materialkosten ca. $ 2 pro Chip), Einweg- und einfach zu verändern. In Verbindung mit der Herstellung, die nur einen geringen Anteil an Handarbeit erfordern, können jedes Experiment mit einem neuen Chip durchgeführt werden. Daher wird eine aufwendige Reinigung nicht erforderlich und Kreuzkontamination minimiert wird. Hier wird die Herstellung des LADE-Chip von Softlithographie und ihre Anwendung für ICPMS beschrieben. Beispiele von Messungen mit einer wässrigen Lösung und einer Zellsuspension werden vorgestellt.

<table><tbody><tr><td>Silicon wafer 100 mm</td><td>Si-Mat (Kaufering, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>100014</td><td></td></tr><tr><td>MR-developer 600</td><td>Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;-perfluorodecyltrichlorosilane</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB111155</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td><td>Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td><td>39100000</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorohexane 99%</td><td>Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td><td>281042</td><td></td></tr><tr><td>FC-40</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB103511</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies (Paisley, U.K.)&amp;nbsp;</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Red blood cells in phosphate-buffered saline</td><td>Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td>R400-0100</td><td></td></tr><tr><td>Single-element standard solutions Na, Fe</td><td>Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multielement standard solution&amp;nbsp;</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>IV</td><td></td></tr><tr><td>Nitric acid</td><td>Sub-boiled</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrahigh-purity water</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate HP 160 III BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>Spin modules SM 180 BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>High resolution film photomask</td><td>Microlitho (Essex, U.K.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Step profiler Dektak XT advanced</td><td>Bruker&amp;nbsp; (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate MR 3002</td><td>Heidolph (Schwabach, Germany)</td><td></td><td>used for replica molding&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1.5 mm biopsy puncher</td><td>Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td>33-31AA/33-31A</td><td></td></tr><tr><td>Spin coater&amp;nbsp; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td><td>Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td></td><td>used for adhesive bonding</td></tr><tr><td>Syringe pump neMESYS</td><td>Cetoni (Korbussen, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>Codan (Lensahn, Germany)&amp;nbsp;</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>B. Braun (Melsungen, Germany)&amp;nbsp;</td><td>4606051V</td><td></td></tr><tr><td>PTFE tubing&amp;nbsp;</td><td>PKM SA (Lyss, Switzerland)&amp;nbsp;</td><td>PTFE-AWG-TFT20.N</td><td></td></tr><tr><td>Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td><td>PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrane desolvator CETAC6000AT+</td><td>CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td>only the desolvator unit is used</td></tr><tr><td>High speed camera Miro M110</td><td>Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data analysis program Origin pro</td><td>OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>version 8.6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus (Tokyo, Japan)</td><td>IX71</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und Verwendung einer Einweg kostengünstige Mikrofluid-Chip als Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Der Chip erzeugt monodisperse wässrige Probentröpfchen in Perfluorhexan (PFH). Größe und Frequenz der wässrigen Tröpfchen im Bereich von 40 bis 60 &amp; mgr; m und von 90 bis 7000 Hz verändert werden kann, auf. Die Tröpfchen werden von dem Chip mit einem zweiten Strom von PFH ausgeworfen und während der Ausstoß intakt bleiben. Ein speziell angefertigten Desolvatation System entfernt den PFH und transportiert die Tröpfchen in den ICPMS. Dabei können sehr stabile Signale mit einem schmalen Intensitätsverteilung gemessen werden und zeigt die Monodispersität der Tröpfchen. Wir zeigen, daß das Einführungssystem kann verwendet werden, um quantitativ Eisen im einzelnen roten Rinderblutzellen. In Zukunft kann die Fähigkeiten der Einführungsvorrichtung leicht durch die Integration zusätzlicher mikrofluidische Module erweitert werden.

Das vorgestellte System kann verwendet werden, um kleine Volumina von Lösungen oder Suspensionen, die Zellen oder Nanopartikel zu messen. Beispiele einer Messung einer Standardlösung und Charakterisierung von Einzelzellen werden hier gezeigt. Weitere Beispiele finden Sie in Verboket et al. 22 gefunden werden. Typischerweise ist das Signal eines einzelnen Tröpfchen einer Lösung ist eine sehr kurze Ereignis. Es dauert in der Regel einige 100 &amp; mgr; s 26. ...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Wir präsentieren eine diskrete Tröpfchen Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Es basiert auf einem günstigen und Einweg-Mikrofluidik-Chip, hochmonodispersen Tröpfchen von 90 bis 7000 Hz erzeugt in einem Größenbereich von 40 bis 60 &amp; mgr; m bei Frequenzen basiert.

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K Aufrufe.  ETH Zurich.  Wir präsentieren eine diskrete Tröpfchen Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Es basiert auf einem günstigen und Einweg-Mikrofluidik-Chip, hochmonodispersen Tröpfchen von 90 bis 7000 Hz erzeugt in einem Größenbereich von 40 bis 60 & mgr; m bei Frequenzen basiert. 

Serie: A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

Einem mikrofluidischen-basierte Hydrodynamische Trap für einzelne Teilchen

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

Forschung

Biotechnik

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Mikroventil Arrays Controlled

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

Biologie

On-chip Isotachophoresis for Separation of Ions and Purification of Nucleic Acids

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic processes in simple, compact systems with no moving parts. Isotachophoresis (ITP) is a simple and very robust electrokinetic technique that can achieve million-fold preconcentration1,2 and efficient separation and extraction based on ionic mobility.3 For example, we have demonstrated the application of ITP to separation and sensitive detection of unlabeled ionic molecules (e.g. toxins, DNA, rRNA, miRNA) with little or no sample preparation4-8 and to extraction and purification of nucleic acids from complex matrices including cell culture, urine, and blood.9-12
ITP achieves focusing and separation using an applied electric field and two buffers within a fluidic channel system. For anionic analytes, the leading electrolyte (LE) buffer is chosen such that its anions have higher effective electrophoretic mobility than the anions of the trailing electrolyte (TE) buffer (Effective mobility describes the observable drift velocity of an ion and takes into account the ionization state of the ion, as described in detail by Persat et al.13). After establishing an interface between the TE and LE, an electric field is applied such that LE ions move away from the region occupied by TE ions. Sample ions of intermediate effective mobility race ahead of TE ions but cannot overtake LE ions, and so they focus at the LE-TE interface (hereafter called the "ITP interface"). Further, the TE and LE form regions of respectively low and high conductivity, which establish a steep electric field gradient at the ITP interface. This field gradient preconcentrates sample species as they focus. Proper choice of TE and LE results in focusing and purification of target species from other non-focused species and, eventually, separation and segregation of sample species.
We here review the physical principles underlying ITP and discuss two standard modes of operation: "peak" and "plateau" modes. In peak mode, relatively dilute sample ions focus together within overlapping narrow peaks at the ITP interface. In plateau mode, more abundant sample ions reach a steady-state concentration and segregate into adjoining plateau-like zones ordered by their effective mobility. Peak and plateau modes arise out of the same underlying physics, but represent distinct regimes differentiated by the initial analyte concentration and/or the amount of time allotted for sample accumulation.
We first describe in detail a model peak mode experiment and then demonstrate a peak mode assay for the extraction of nucleic acids from E. coli cell culture. We conclude by presenting a plateau mode assay, where we use a non-focusing tracer (NFT) species to visualize the separation and perform quantitation of amino acids.

Isotachophoresis (ITP) is a robust electrokinetic separation and preconcentration technique with applications ranging from toxin detection to sample preparation. We review the physical principles of ITP and the methodology of applying this technique to two specific example applications: separation and detection of small molecules and purification of nucleic acids from cell culture lysate.

On-chip Isotachophorese für Separierung von Ionen und Aufreinigung von Nukleinsäuren

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic ...

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its transparency. Due to the softness of the PDMS material, however, it is challenging to use PDMS for building nanochannels. The channels tend to collapse easily during plasma bonding. In this paper, we present an evaporation-driven self-assembly method of silica colloidal nanoparticles to create nanofluidic junctions with sub-50 nm pores between two microchannels. The pore size as well as the surface charge of the nanofluidic junction is tunable simply by changing the colloidal silica bead size and surface functionalization outside of the assembled microfluidic device in a vial before the self-assembly process. Using the self-assembly of nanoparticles with a bead size of 300 nm, 500 nm, and 900 nm, it was possible to fabricate a porous membrane with a pore size of ~45 nm, ~75 nm and ~135 nm, respectively. Under electrical potential, this nanoporous membrane initiated ion concentration polarization (ICP) acting as a cation-selective membrane to concentrate DNA by ~1,700 times within 15 min. This non-lithographic nanofabrication process opens up a new opportunity to build a tunable nanofluidic junction for the study of nanoscale transport processes of ions and molecules inside a PDMS microfluidic chip.

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

Erstellen von Unter 50 Nm nanofluidische Junctions in PDMS mikrofluidischen Chip über Selbstorganisation von kolloidalen Teilchen

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Ingenieurwesen

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Eine mikrofluidische Chip für die vielseitige chemische Analyse von Einzelzellen

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The devices are patterned from epoxy glue using soft lithography and are suitable for in situ X-ray diffraction experiments at room temperature. The sample wells are lidded on both sides with polymeric polyimide foil windows that allow diffraction data collection with low X-ray background. This fabrication method is undemanding and inexpensive. After the sourcing of a SU-8 master wafer, all fabrication can be completed outside of a cleanroom in a typical research lab environment. The chip design and fabrication protocol utilize capillary valving to microfluidically split an aqueous reaction into defined nanoliter sized droplets. This loading mechanism avoids the sample loss from channel dead-volume and can easily be performed manually without using pumps or other equipment for fluid actuation. We describe how isolated nanoliter sized drops of protein solution can be monitored in situ by dynamic light scattering to control protein crystal nucleation and growth. After suitable crystals are grown, complete X-ray diffraction datasets can be collected using goniometer based in situ fixed target serial X-ray crystallography at room temperature. The protocol provides custom scripts to process diffraction datasets using a suite of software tools to solve and refine the protein crystal structure. This approach avoids the artefacts possibly induced during cryo-preservation or manual crystal handling in conventional crystallography experiments. We present and compare three protein structures that were solved using small crystals with dimensions of approximately 10-20 &#181;m grown in chip. By crystallizing and diffracting in situ, handling and hence mechanical disturbances of fragile crystals is minimized. The protocol details how to fabricate a custom X-ray transparent microfluidic chip suitable for in situ serial crystallography. As almost every crystal can be used for diffraction data collection, these microfluidic chips are a very efficient crystal delivery method.

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes in detail how to fabricate and operate microfluidic devices for X-ray diffraction data collection at room temperature. Additionally, it describes how to monitor protein crystallization by dynamic light scattering and how to process and analyze obtained diffraction data.

Mikrofluidische Chips für In Situ Crystal-Röntgenbeugung und In Situ dynamische Lichtstreuung für serielle Kristallographie

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The ...

Chemie

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Einem mikrofluidischen Biochip-basierte Elektrochemische für Markierungsfreie DNA-Hybridisierungsanalyse

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Einem mikrofluidischen Plattform für Präzisions-Kleinvolumen Probenbearbeitung und seine Verwendung zur Größe Separate biologische Partikel mit einem Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Fabrication of a Dipole-assisted Solid Phase Extraction Microchip for Trace Metal Analysis in Water Samples

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water samples. A brief overview of the evolution of chip-based SPE techniques is provided. This is followed by an introduction to specific polymeric materials and their role in SPE. To develop an innovative dipole-assisted SPE technique, a chlorine (Cl)-containing SPE functionality was implanted into a poly(methyl methacrylate) (PMMA) microchip. Herein, diverse analytical techniques including contact angle analysis, Raman spectroscopic analysis, and laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry (LA-ICP-MS) analysis were employed to validate the utility of the implantation protocol of the C-Cl moieties on the PMMA. The analytical results of the X-ray absorption near-edge structure (XANES) analysis also demonstrated the feasibility of the Cl-containing PMMA used as an extraction medium by virtue of the dipole-ion interactions between the highly electronegative C-Cl moieties and the positively charged metal ions.

The fabrication protocol of a dipole-assisted solid phase extraction microchip for the trace metal analysis is presented.

Die Herstellung einer Dipole-unterstützte Festphasenextraktion Microchip für die Spurenanalyse in Wasserproben

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water ...

Fast Enzymatic Processing of Proteins for MS Detection with a Flow-through Microreactor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. This step is necessary for the generation of small molecular weight peptides, generally with MW &#60; 3,000-4,000 Da, that fall within the effective scan range of mass spectrometry instrumentation. Conventional protocols involve O/N enzymatic digestion at 37 &#186;C. Recent advances have led to the development of a variety of strategies, typically involving the use of a microreactor with immobilized enzymes or of a range of complementary physical processes that reduce the time necessary for proteolytic digestion to a few minutes (e.g., microwave or high-pressure). In this work, we describe a simple and cost-effective approach that can be implemented in any laboratory for achieving fast enzymatic digestion of a protein. The protein (or protein mixture) is adsorbed on C18-bonded reversed-phase high performance liquid chromatography (HPLC) silica particles preloaded in a capillary column, and trypsin in aqueous buffer is infused over the particles for a short period of time. To enable on-line MS detection, the tryptic peptides are eluted with a solvent system with increased organic content directly in the MS ion source. This approach avoids the use of high-priced immobilized enzyme particles and does not necessitate any aid for completing the process. Protein digestion and complete sample analysis can be accomplished in less than ~3 min and ~30 min, respectively.

A quick protocol for proteolytic digestion with an in-house built flow-through tryptic microreactor coupled to an electrospray ionization (ESI) mass spectrometer is presented. The fabrication of the microreactor, the experimental setup and the data acquisition process are described.

Schnelle enzymatische Prozessierung von Proteinen für MS-Detektion mit einem Durchfluss-Mikroreaktor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. ...