This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 fabricação principal (Figura 2) Nota: Execute a fabricação dos SU-8 moldes de mestre em uma sala limpa para evitar defeitos causados ​​por partículas de poeira. Duas bolachas são necessários para a fabricação, uma bolacha com características de microfluidos e um sem. <ol><li> Prepare os moldes de mestre para o chip microfluídico. Primeiro, aplicar uma camada de adesão para a bolacha de silício. <ol><li> Desidratar uma bolacha de silício de 10 min a 200 ° C. Arrefecer o wafer até RT e carregá-lo em um coater rotação e rotação revesti-la com SU-8 2002, com o seguinte protocolo. </li><li> Dispensar cerca de 3 ml para resistir a bolacha. </li><li> Girar a bolacha a 500 rpm durante 10 segundos para espalhar a resistir ao longo de toda a bolacha. </li><li> Girar a bolacha a 2.000 rpm durante 30 segundos para atingir uma altura de resistir aproximadamente 2 mm. </li></ol></li><li> Remover o excesso de resistir a partir da borda da pastilha com um algodão embebido em acetona embebido, para evitardegola da bolacha para a placa quente no passo seguinte. Cozer a bolacha durante 60 segundos a 95 ° C sobre uma placa quente. </li><li> Expor toda a bolacha com luz ultravioleta (80 mJ / cm2 a 365 nm). Pós-coza a bolacha, durante 120 segundos a 95 ° C. </li><li> Arrefecer a bolacha para baixo e imediatamente revestimento girar a bolacha novamente utilizando o seguinte protocolo para SU-8 2050: <ol><li> Girar a bolacha a 100 rpm durante 20 seg (cerca de 3 ml dispensar SU-8 resistir durante este passo). </li><li> Girar a bolacha a 500 rpm durante 10 segundos para espalhar a resistir ao longo de toda a bolacha. </li><li> Girar a bolacha em 3250 rpm durante 30 segundos, resultando em uma espessura de resistir a cerca de 40 mm. </li></ol></li><li> Novamente, remover o excesso de resistir a partir da borda da pastilha com um algodão embebido em acetona e embebido coza a bolacha mole em uma placa quente para 180 segundos a 65 ° C e durante 360 ​​segundos a 95 ° C. </li><li> Prepare o photomask por sticking-lo a um vidro de soda-lime. Veja a Figura 3 para o projecto de máscara. Usar um alinhador de máscara para expor a resistir com luz ultravioleta (160 mJ / cm2, medido a 365 nm) através da máscara preparado. Cozer a bolacha novamente exposta sobre uma placa quente durante 60 segundos a 65 ° C e durante 360 ​​segundos a 95 ° C. </li><li> Depois de arrefecer o wafer de RT, mergulhá-lo em uma placa de Petri de vidro cheio de desenvolvedor para 5 min para desenvolver a resistir. Agite suavemente a placa de Petri para remover não impressionados SU-8. Lavar o wafer com isopropanol e explodi-lo seco, com uma arma de nitrogênio. </li><li> Examinar a bolacha sob um microscópio. No caso pouco desenvolvida resistir restos sobre as características, desenvolver a bolacha de novo durante alguns minutos, tal como descrito na etapa 1.7. </li><li> Remover qualquer solvente residual cozendo as bolachas durante 2 horas a 200 ° C. Verifique a altura das características com um perfilador passo. No caso da altura medida difere da altura desejada começar com este protocol novamente e se adaptar a velocidade de centrifugação na etapa 1.1.4. </li><li> Para prevenir a aderência do PDMS para a bolacha silanizar-lo, colocando-o em exsicador em conjunto com 50 ul de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane em um pequeno prato de porcelana. Reduzir a pressão no exsicador para 100 mbar e incubar a bolacha durante 12 h. <ol><li> Para as peças em branco de PDMS silanizar outra pastilha de silício utilizando o método do passo 1.10. Para poupar tempo, ambos os silanizar bolachas, ao mesmo tempo num único exsicador. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chip Fabrication NOTA: O chip CARREGAR é feita de dois PDMS peças que são ligadas uma à outra por ligação adesiva 24. A primeira parte contém as características microfluídicos. A outra parte é plana e utilizado para selar os canais. Bonded juntos, eles formam a forma redonda necessário para fazer a interface do chip com o sistema de transporte da gota. Aqui, a fabricação deas duas peças e a sua ligação é descrito. Todos os passos do processo são mostrados na Figura 4. <ol><li> Preparar 44 g de PDMS por mistura de 40 g de pré-polímero com 4 g do PDMS agente de cura (isto irá resultar em até 6 batatas fritas). Desgasificar os PDMS em um dessecador até que esteja livre de bolhas (isso vai levar cerca de 20 min). </li><li> Replica moldagem das metades estruturadas. <ol><li> Coloque a forma de fundição em cima do wafer e encaixá-la utilizando as estruturas de orientação em torno do projeto (ver Figura 5). Ir a rotura no lugar para o halve PDMS plana. </li><li> Pour cerca de 3 a 4 g do PDMS desgaseificados sob a forma de fundição e coloque-o durante 6 minutos num prato quente a 150 ° C. Arrefecer o PDMS curados sob a forma de fundição e levante cuidadosamente o wafer forma de fundição com uma espátula. </li><li> A fim de evitar qualquer contaminação dos canais de microfluidos cobrir o lado do chip que foi previamente em contacto with da bolacha com fita. Corte cuidadosamente a fita ao longo da borda da parte PDMS para remover o excesso de PDMS. </li></ol></li><li> Para fabricar as metades PDMS planas repetir o 2.2.1 passos acima mencionados para 2.2.3 com a bolacha silanizada branco. </li><li> Peel da fita e furos de conexão fluido para as metades estruturadas com um perfurador de biópsia. Proteger as estruturas com fita durante o armazenamento. </li><li> Unir as partes PDMS juntos por colagem utilizando as PDMS agente 24 de cura. <ol><li> Tome uma pastilha de silício não tratada e girar revesti-la com PDMS agente de cura para 30 segundos a 6.000 rpm. Pegue o wafer fora do coater rodada. </li><li> Remover a fita a partir das metades estruturadas e colocá-los com as estruturas voltadas para baixo sobre a bolacha. Empurrar suavemente no topo dos PDMS para remover bolhas de ar. </li><li> Retire a fita dos PDMS em branco metades. Dê uma halve estruturado a partir do wafer e alinhá-lo manualmente em cima do halve PDMS plana. Aperte delicadamente oseparar em conjunto para remover as bolhas de ar e deixar a cura de chip montado durante 24 horas à temperatura ambiente. Não empurre as partes em conjunto com força, pois isso pode fazer com que os canais a entrar em colapso. </li></ol></li><li> Cortar o bico do chip ao longo da linha indicadora ortogonal para o canal do bocal com uma faca para abrir o bocal de saída. Use um dispositivo de alinhamento para garantir um corte em linha reta, o que é necessário para uma ejeção de líquido em linha reta. Inspecione o circuito sob um microscópio para defeitos nos canais microfluídicos e partículas de poeira. Coloque uma fita adesiva sobre os orifícios de entrada para proteger os chips durante o armazenamento. </li><li> Ligue uma garrafa Woulff com tubulação a uma fonte de nitrogênio seco e para todas as entradas do chip LADE. Depósito de 50 ul de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane na parte inferior da garrafa Woulff e fechar. </li><li> Silanizadas os canais de microfluidos por lavagem todos os canais de 20 min com a corrente de azoto que contém 1 H, 1 H </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane a uma taxa de fluxo de aproximadamente 1 ml / s. Os chips são pronto para experimentos e pode ser armazenado durante pelo menos várias semanas à temperatura ambiente. </li></ol> 3. Preparação para o Sistema de Medição / Gota Transportes NOTA: construir todo o sistema de transporte de gotícula em cima de uma mesa óptica, uma vez que é necessário para construir uma estrutura de suporte estável para a configuração. Um esquema de todo o sistema de transporte de gotas é representado na Figura 6. <ol><li> Instale um poli ciclônica personalizado (metacrilato de metila) adaptador (PMMA) com mais 50 cm acoplada tubo de aço inoxidável na vertical. Ligue o adaptador a uma fonte de hélio com um controlador de fluxo de massa. Anexar uma câmera (alta velocidade) e uma lâmpada para o adaptador nos locais opostos para visualização gota. </li><li> Coloque um aquecedor de cartucho no meio do tubo de aço e usar poli (cloreto de vinilo) (PVC) e tubagem um tubo Legrisconector para ligar a extremidade do tubo de aço com a entrada do desolvator membrana. </li><li> Ligue a saída do desolvator com outro tubo de PVC de um adaptador de fluxo laminar, que está directamente ligada à entrada ICPMS. Conecte o adaptador de fluxo laminar a uma fonte de argônio com um controlador de fluxo de massa e, mais tarde, usá-lo para misturar Argon para alcançar uma condição de operação estável. </li><li> Alinhar o adaptador, bem como o tubo de aço vertical, com um nível de bolha. Se o alinhamento não é preciso, pois pode levar a perdas significativas de gotículas. Colocar um tampão no adaptador para evitar gases vazando durante o tempo de aquecimento do sistema. </li><li> Comece fluxos de gás todos acima mencionados e dispositivos usando as configurações a partir da Tabela 1. Permitir que o sistema aquecer por 15 min. O aquecedor de cartucho tem 2 horas para estabilizar a temperatura, ligue-o com antecedência. </li><li> Coloque as bombas de seringa em uma cremalheira na altura do adaptador de hélio ciclônica. Manter a distância entre obombas de seringa e o adaptador tão curto quanto possível. </li></ol> 4. Medições NOTA: O protocolo seguinte é escrita em termos gerais, devido à variedade de soluções e suspensões, que podem ser utilizados. No entanto, as suspensões de células devem ser diluídas a uma concentração de &lt;1 x 10 7 células / ml, quando a análise de célula única é realizado, para assegurar que a maior parte das gotículas de transportar apenas uma célula. Para medições com células colocar as bombas de seringa com um ângulo de modo a que a saída das seringas apontar para baixo e instalar o tubo de tal maneira que eles apontam para baixo. <ol><li> Anexar a tubulação para as seringas. Carga duas seringas de 5 ml com perf luoro-hexano e uma seringa de 1 ml com uma solução ou suspensão de amostra. Remova todas as bolhas de ar nas seringas e tubos. </li><li> Instale as seringas em uma bomba de seringa e conectá-los às entradas do chip. Comece as bombas de seringa usando as configurações iniciais deTabela 1 (ou as taxas de fluxo mais elevadas). Dê os fluxos de 3 a 5 min para estabilizar. <ol><li> Remover o excesso de líquido a partir da ponta do chip com um tecido. Os líquidos devem agora ejetar do chip em um jato direto. Se uma ejecção não linear pode ser alcançada, limpando com um tecido substituir o chip e começar de novo com este passo. </li></ol></li><li> Remova o plugue do adaptador e insira cuidadosamente o chip no adaptador. Lubrifique o chip com FC-40, se necessário. Um chip pode ser utilizado para, pelo menos, 2 horas de experiências. </li><li> Alterar a velocidade de fluxo para estar dentro das configurações de medição recomendadas da Tabela 1. Taxa mais baixa de fluxo do PFH não só economiza PFH, mas também reduz o fundo do sinal, causado por interferências isobáricas. </li><li> Submeter o sistema de 2-5 min para estabilizar (dependendo dos caudais escolhidos). Otimizar os ICPMS para a maior intensidade do sinal dos analitos de interesse. <ol><li> Ajustar sucessivamente os fluxos de todos os gases nos controladores de fluxo de massa (ver as gamas recomendadas na Tabela 1) até que a intensidade máxima do sinal dos analitos de interesse é conseguida. Sintonizar a energia do plasma e as tensões de lentes de focagem (de acordo com gamas recomendadas pelo fabricante) sobre os ICPMS da mesma maneira. </li></ol></li><li> Definir as ICPMS para um tempo de pausa de 10 ms (aplicada para obter as ICPMS usados ​​mas pode ser ajustada com outros instrumentos para assegurar uma aquisição resolvida no tempo). Iniciar a gravação do sinal de um m / z particular, utilizando o protocolo do fabricante. </li><li> Após a medição, transferir os dados em bruto para o programa de análise de dados para a avaliação. Bin os dados, dados em contagens por 10 ms, com um built-in-função, e gráfico resultante valores centro bin contra contagens. Encaixe cada pico no histograma de distribuição de freqüência plotados com uma função de Gauss. A média e o ajuste de sigma representam a intensidade de sinal média e o seu desvio padrão, respectivamente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. A calibração Concept <ol><li> Medir uma solução única ou padrão multi-elemento que contém o elemento ou os elementos de interesse nas mesmas taxas de fluxo como a amostra. </li><li> Coloque um chip CARREGAR numa placa de Petri sobre um microscópio. Para uma melhor qualidade de imagem usar um chip não-round. Fabricar este chip conforme descrito na etapa 2, mas usando uma forma de fundição retangular simples em vez de um parcialmente em forma redonda. </li><li> Siga os passos 4.1 a 4.2.1 para iniciar a geração de gotículas. Defina as taxas de fluxo para as taxas de fluxo utilizadas na etapa 5.1. </li><li> Grava imagens das gotículas aquosas com uma câmera de alta velocidade acoplada a um microscópio (objetiva 20X). Use um software de análise de imagem como a morfometria gota e software velocimetria por Basu 25 para obter o diâmetro médio de gota a partir das gravações. </li><li> Utilizar o diâmetro médio das gotículas de calcular o volume de gotícula, assumindo que a gotícula é um objecto esférico. <ol><li> Deste volume e o knprópria concentração de um analito na gotícula calcular o número de átomos correspondentes. Dividir o número de iões medidos por gota ao número de átomos de obter a eficiência de detecção. Utilizar esta eficiência de detecção para calcular o número de átomos presentes numa amostra desconhecida. NOTA: Uma vez que as variações entre os chips individuais são pequenos 22, não é necessário repetir a medição do tamanho das gotas para cada chip ou solução se as taxas de fluxo permanecer o mesmo. A lista dos tamanhos de gotas e frequências de acordo com as taxas de fluxo específicos é publicado pela Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

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R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Embora a fabricação dos chips é muito confiável há alguns pontos críticos durante a fabricação que requerem atenção especial. Em primeiro lugar, a limpeza durante a montagem é muito importante para evitar a contaminação do chip pela poeira. A poeira pode bloquear os canais e prevenir uma geração de gotículas estável. Em segundo lugar, é especialmente importante que a ponta é cortada ortogonal para o canal do bocal. O ângulo de corte influencia fortemente o ângulo de ejecção. Se o líquido é eject...

Análise elementar de amostras líquidas por espectrometria de massas com plasma (ICPMS) é comumente realizada utilizando nebulizadores em combinação com câmaras de pulverização como o sistema de introdução 1. Neste sistema de introdução da amostra, a amostra é pulverizada através de um nebulizador para gerar um aerossol polidispersa. A câmara de pulverização downstream é usado para filtrar grandes gotas. Este método está associado a um elevado consumo de amostra (&gt; 0,3 ml min -1) 2 e um meio de transporte da amostra incompleta. Assim, torna-se impraticável para aplicações onde os volumes de amostra apenas microlitro estão disponíveis, como em estudos biológicos, forenses, toxicológicos e clínicos 3. Para reduzir o consumo de amostra, os nebulizadores com dimensões de bicos menores foram desenvolvidos 3. No entanto, o tamanho do bico reduzida aumenta o risco de entupimento quando amostras de fluidos biológicos não digeridas ou soluções salinas concentradas têm de ser analisados ​​3. et al. 4. Os autores injectado um líquido em ICPMS sob a forma de microgotículas monodispersas discretas, que foram produzidos por uma microbomba conduzido piezo-electricamente. Mesmo que esse mesmo sistema não encontrou a aplicação larga, iniciou o desenvolvimento do conceito de introdução gota discreta em ICPMS. Hoje, piezo-electricamente impulsionada sistemas, o que pode gerar gotículas de tamanho de 30, 50, 70 e 100 ^ m e a frequências de 100-2,000 Hz distribuição, podem ser adquiridos. As gotas podem ser transportadas para ICPMS com perto de 100% de eficiência 5. Estes distribuidores microgotícula foram aplicadas para medir quantitativamente nanopartículas individuais 5,6, bem como caracterizar as células biológicas individuais 7. Um sistema semelhante com base na tecnologia de jacto de tinta térmico 8 foi testado para análise de amostras biológicas 9. Embora o available sistemas individuais de introdução das gotículas são muito eficientes, podem ser utilizados para pequenos volumes de amostra e são promissores para a análise de células e nanopartículas, eles têm várias limitações. Para um tamanho fixo do bocal, o tamanho das gotas pode ser variada apenas ligeiramente (a menos que ajustes personalizados são utilizados 10). As alterações das propriedades físicas do líquido (pH, teor de sal) podem alterar as características de gotículas (tamanho, velocidade de injecção). Além disso, estes dispositivos são bastante caros, propensos a entupimento e são difíceis de limpar. Outro método para gerar gotículas é conhecido no campo da gota de 11 microfluidos. Nos últimos anos gota microfluidics ganhou interesse para (bio) reações químicas 12-15 e para estudos de células únicas 16,17. Além disso, esta técnica foi aplicada para a introdução de amostras em espectrometria de massa por ionização por electropulverização 18,19 e para a preparação de amostras de laser assistida por matriz dessorção / ionizatioespectrometria de massa n 20,21. Recentemente, nós introduzimos um sistema baseado microfluídicos para a introdução da amostra em ICPMS 22. O principal componente do nosso sistema de introdução é a ejecção de gotículas (LADE) chip de líquido assistida. Este chip consiste totalmente de poli (dimetilsiloxano) (PDMS). Na primeira junção do canal de fluxo a focagem é usado para gerar gotículas monodispersas de uma solução aquosa a amostra (Figura 1). Para este efeito, a altamente volátil (ponto de 58-60 ° C de ebulição 23) e o transportador de fase imiscível perfluoro (PFH) é utilizado (Figura 1). Estas propriedades de PFH permitir uma geração de gotículas estável e rápida remoção da fase da portadora. As alterações nas propriedades do líquido de amostra influência este método de geração menos, em comparação com outros geradores de gotas. O tamanho das gotículas é ajustável ao longo de uma vasta gama, alterando as taxas de fluxo da fase aquosa e a PSF. Numa secondar jusantey junção, mais PFH é adicionado para aumentar a velocidade do fluxo de, pelo menos, 1 m seg -1. A esta velocidade, o líquido pode ser ejetado do chip no jet estável e reto (Figura 1), sem destruição das gotículas (Figura 1 caixa). Este projeto de junção dupla permite controlar a estabilidade jet independente de geração de gotículas. As gotículas são transportados para os ICPMS com um sistema de transporte personalizado. Este sistema compreende um tubo de queda e uma desolvator membrana para remover o PFH. Os resíduos secos das gotículas aquosas são subsequentemente ionizado no plasma do ICPMS e um detector mede os iões de massa. A parte da frente do chip é garantir uma conexão firme com o sistema de transporte de gotícula em forma de barril. A ejecção da amostra aquosa como gotículas de PFH é benéfica, porque o contacto com o bocal é evitada. Isto reduz consideravelmente o risco de entupimento do bico, o qual pode ser um problema quando se trabalha com suspensões de células ou de cosoluções salinas ncentrated. Os chips LADE, fabricados por PDMS litografia macia, são baratas (custo do material de aproximadamente US $ 2 por chip), descartáveis ​​e fácil de modificar. Em combinação com a fabricação, que requer apenas uma pequena quantidade de trabalho manual cada experiência pode ser realizada com um novo chip. Portanto, uma limpeza laboriosa não é necessário e é minimizada a contaminação cruzada. Aqui, a fabricação do chip CARREGAR por litografia macia e sua aplicação para ICPMS são descritos. Exemplos de medições com uma solução aquosa e uma suspensão de células são apresentados.

<table><tbody><tr><td>Silicon wafer 100 mm</td><td>Si-Mat (Kaufering, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>100014</td><td></td></tr><tr><td>MR-developer 600</td><td>Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;-perfluorodecyltrichlorosilane</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB111155</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td><td>Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td><td>39100000</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorohexane 99%</td><td>Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td><td>281042</td><td></td></tr><tr><td>FC-40</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB103511</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies (Paisley, U.K.)&amp;nbsp;</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Red blood cells in phosphate-buffered saline</td><td>Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td>R400-0100</td><td></td></tr><tr><td>Single-element standard solutions Na, Fe</td><td>Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multielement standard solution&amp;nbsp;</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>IV</td><td></td></tr><tr><td>Nitric acid</td><td>Sub-boiled</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrahigh-purity water</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate HP 160 III BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>Spin modules SM 180 BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>High resolution film photomask</td><td>Microlitho (Essex, U.K.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Step profiler Dektak XT advanced</td><td>Bruker&amp;nbsp; (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate MR 3002</td><td>Heidolph (Schwabach, Germany)</td><td></td><td>used for replica molding&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1.5 mm biopsy puncher</td><td>Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td>33-31AA/33-31A</td><td></td></tr><tr><td>Spin coater&amp;nbsp; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td><td>Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td></td><td>used for adhesive bonding</td></tr><tr><td>Syringe pump neMESYS</td><td>Cetoni (Korbussen, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>Codan (Lensahn, Germany)&amp;nbsp;</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>B. Braun (Melsungen, Germany)&amp;nbsp;</td><td>4606051V</td><td></td></tr><tr><td>PTFE tubing&amp;nbsp;</td><td>PKM SA (Lyss, Switzerland)&amp;nbsp;</td><td>PTFE-AWG-TFT20.N</td><td></td></tr><tr><td>Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td><td>PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrane desolvator CETAC6000AT+</td><td>CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td>only the desolvator unit is used</td></tr><tr><td>High speed camera Miro M110</td><td>Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data analysis program Origin pro</td><td>OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>version 8.6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus (Tokyo, Japan)</td><td>IX71</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Este protocolo discute a fabricação e uso de um baixo custo chip microfluídico descartável como o sistema de introdução de amostras para a espectrometria de massas com plasma (ICPMS). O chip produz gotículas monodispersas em amostras aquosas de perfluoro-hexano (PFH). Tamanho e frequência das gotículas aquosas pode ser variada no intervalo de 40 a 60 mm e de 90 a 7000 Hz, respectivamente. As gotículas são ejectadas a partir do chip com um segundo fluxo de PFH e permanecer intacta durante a ejecção. Um sistema de dessolvatação construído sob encomenda remove o PFH e transporta as gotas para os ICPMS. Aqui, os sinais muito estáveis ​​com uma estreita distribuição de intensidade pode ser medido, mostrando o monodispersity das gotículas. Mostra-se que o sistema de introdução podem ser utilizados para a determinação quantitativa de ferro nas células vermelhas do sangue de bovinos individuais. No futuro, as capacidades do dispositivo de introdução pode ser facilmente estendido pela integração de módulos microfluídicos adicionais.

O sistema apresentado pode ser empregue para medir pequenos volumes de soluções ou suspensões que contêm células ou nanopartículas. Exemplos de uma medição de uma solução padrão e caracterização de células individuais são mostradas aqui. Mais exemplos podem ser encontrados em Verboket et ai. 22. Tipicamente, o sinal de uma única gota de uma solução é um evento muito curto. Ele geralmente dura alguns 100 ms 26. Com os ICPMS utilizados aqui (te...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Nós apresentamos um sistema de introdução de amostras de gotículas discreto para espectrometria de massas com plasma (ICPMS). Baseia-se um chip de microfluidos barato e descartável, que gera gotículas altamente monodispersas numa gama de tamanhos de 40-60 mm a frequências de 90 a 7.000 Hz.

Um chip microfluídico para ICPMS Amostra Introdução

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K visualizações.  ETH Zurich.  Nós apresentamos um sistema de introdução de amostras de gotículas discreto para espectrometria de massas com plasma (ICPMS). Baseia-se um chip de microfluidos barato e descartável, que gera gotículas altamente monodispersas numa gama de tamanhos de 40-60 mm a frequências de 90 a 7.000 Hz. 

Vídeo: A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

A Armadilha hidrodinâmica microfluídicos baseados em partículas individuais

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

Bioengenharia

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

Chips microfluídicos controlados com Arrays microválvula elastoméricos

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

Biologia

On-chip Isotachophoresis for Separation of Ions and Purification of Nucleic Acids

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic processes in simple, compact systems with no moving parts. Isotachophoresis (ITP) is a simple and very robust electrokinetic technique that can achieve million-fold preconcentration1,2 and efficient separation and extraction based on ionic mobility.3 For example, we have demonstrated the application of ITP to separation and sensitive detection of unlabeled ionic molecules (e.g. toxins, DNA, rRNA, miRNA) with little or no sample preparation4-8 and to extraction and purification of nucleic acids from complex matrices including cell culture, urine, and blood.9-12
ITP achieves focusing and separation using an applied electric field and two buffers within a fluidic channel system. For anionic analytes, the leading electrolyte (LE) buffer is chosen such that its anions have higher effective electrophoretic mobility than the anions of the trailing electrolyte (TE) buffer (Effective mobility describes the observable drift velocity of an ion and takes into account the ionization state of the ion, as described in detail by Persat et al.13). After establishing an interface between the TE and LE, an electric field is applied such that LE ions move away from the region occupied by TE ions. Sample ions of intermediate effective mobility race ahead of TE ions but cannot overtake LE ions, and so they focus at the LE-TE interface (hereafter called the "ITP interface"). Further, the TE and LE form regions of respectively low and high conductivity, which establish a steep electric field gradient at the ITP interface. This field gradient preconcentrates sample species as they focus. Proper choice of TE and LE results in focusing and purification of target species from other non-focused species and, eventually, separation and segregation of sample species.
We here review the physical principles underlying ITP and discuss two standard modes of operation: "peak" and "plateau" modes. In peak mode, relatively dilute sample ions focus together within overlapping narrow peaks at the ITP interface. In plateau mode, more abundant sample ions reach a steady-state concentration and segregate into adjoining plateau-like zones ordered by their effective mobility. Peak and plateau modes arise out of the same underlying physics, but represent distinct regimes differentiated by the initial analyte concentration and/or the amount of time allotted for sample accumulation.
We first describe in detail a model peak mode experiment and then demonstrate a peak mode assay for the extraction of nucleic acids from E. coli cell culture. We conclude by presenting a plateau mode assay, where we use a non-focusing tracer (NFT) species to visualize the separation and perform quantitation of amino acids.

Isotachophoresis (ITP) is a robust electrokinetic separation and preconcentration technique with applications ranging from toxin detection to sample preparation. We review the physical principles of ITP and the methodology of applying this technique to two specific example applications: separation and detection of small molecules and purification of nucleic acids from cell culture lysate.

On-chip Isotachophoresis para separação dos íons e purificação de ácidos nucléicos

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic ...

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its transparency. Due to the softness of the PDMS material, however, it is challenging to use PDMS for building nanochannels. The channels tend to collapse easily during plasma bonding. In this paper, we present an evaporation-driven self-assembly method of silica colloidal nanoparticles to create nanofluidic junctions with sub-50 nm pores between two microchannels. The pore size as well as the surface charge of the nanofluidic junction is tunable simply by changing the colloidal silica bead size and surface functionalization outside of the assembled microfluidic device in a vial before the self-assembly process. Using the self-assembly of nanoparticles with a bead size of 300 nm, 500 nm, and 900 nm, it was possible to fabricate a porous membrane with a pore size of ~45 nm, ~75 nm and ~135 nm, respectively. Under electrical potential, this nanoporous membrane initiated ion concentration polarization (ICP) acting as a cation-selective membrane to concentrate DNA by ~1,700 times within 15 min. This non-lithographic nanofabrication process opens up a new opportunity to build a tunable nanofluidic junction for the study of nanoscale transport processes of ions and molecules inside a PDMS microfluidic chip.

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

Criação de Sub-50 nm nanofluidic Junções em PDMS Microfluidic Chip via processo de automontagem de coloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Engenharia

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Um chip microfluídico para a Versátil Análise Química de células individuais

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The devices are patterned from epoxy glue using soft lithography and are suitable for in situ X-ray diffraction experiments at room temperature. The sample wells are lidded on both sides with polymeric polyimide foil windows that allow diffraction data collection with low X-ray background. This fabrication method is undemanding and inexpensive. After the sourcing of a SU-8 master wafer, all fabrication can be completed outside of a cleanroom in a typical research lab environment. The chip design and fabrication protocol utilize capillary valving to microfluidically split an aqueous reaction into defined nanoliter sized droplets. This loading mechanism avoids the sample loss from channel dead-volume and can easily be performed manually without using pumps or other equipment for fluid actuation. We describe how isolated nanoliter sized drops of protein solution can be monitored in situ by dynamic light scattering to control protein crystal nucleation and growth. After suitable crystals are grown, complete X-ray diffraction datasets can be collected using goniometer based in situ fixed target serial X-ray crystallography at room temperature. The protocol provides custom scripts to process diffraction datasets using a suite of software tools to solve and refine the protein crystal structure. This approach avoids the artefacts possibly induced during cryo-preservation or manual crystal handling in conventional crystallography experiments. We present and compare three protein structures that were solved using small crystals with dimensions of approximately 10-20 &#181;m grown in chip. By crystallizing and diffracting in situ, handling and hence mechanical disturbances of fragile crystals is minimized. The protocol details how to fabricate a custom X-ray transparent microfluidic chip suitable for in situ serial crystallography. As almost every crystal can be used for diffraction data collection, these microfluidic chips are a very efficient crystal delivery method.

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes in detail how to fabricate and operate microfluidic devices for X-ray diffraction data collection at room temperature. Additionally, it describes how to monitor protein crystallization by dynamic light scattering and how to process and analyze obtained diffraction data.

Chips microfluídicos por difração de raio x de cristal In Situ e In Situ Difusão dinâmica da luz de cristalografia de Serial

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The ...

Química

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

A Biochip eletroquímica microfluídica à base de Análise de hibridação DNA livre-Label

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Uma plataforma microfluídica para processamento de precisão de pequeno volume de amostra e respectiva utilização para Tamanho partículas biológicas separadas com um microdispositivos Acústico

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Fabrication of a Dipole-assisted Solid Phase Extraction Microchip for Trace Metal Analysis in Water Samples

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water samples. A brief overview of the evolution of chip-based SPE techniques is provided. This is followed by an introduction to specific polymeric materials and their role in SPE. To develop an innovative dipole-assisted SPE technique, a chlorine (Cl)-containing SPE functionality was implanted into a poly(methyl methacrylate) (PMMA) microchip. Herein, diverse analytical techniques including contact angle analysis, Raman spectroscopic analysis, and laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry (LA-ICP-MS) analysis were employed to validate the utility of the implantation protocol of the C-Cl moieties on the PMMA. The analytical results of the X-ray absorption near-edge structure (XANES) analysis also demonstrated the feasibility of the Cl-containing PMMA used as an extraction medium by virtue of the dipole-ion interactions between the highly electronegative C-Cl moieties and the positively charged metal ions.

The fabrication protocol of a dipole-assisted solid phase extraction microchip for the trace metal analysis is presented.

Fabricação de um dipolo-assistida Fase Sólida Extração Microchip para análise de metais traço em amostras de água

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water ...

Fast Enzymatic Processing of Proteins for MS Detection with a Flow-through Microreactor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. This step is necessary for the generation of small molecular weight peptides, generally with MW &#60; 3,000-4,000 Da, that fall within the effective scan range of mass spectrometry instrumentation. Conventional protocols involve O/N enzymatic digestion at 37 &#186;C. Recent advances have led to the development of a variety of strategies, typically involving the use of a microreactor with immobilized enzymes or of a range of complementary physical processes that reduce the time necessary for proteolytic digestion to a few minutes (e.g., microwave or high-pressure). In this work, we describe a simple and cost-effective approach that can be implemented in any laboratory for achieving fast enzymatic digestion of a protein. The protein (or protein mixture) is adsorbed on C18-bonded reversed-phase high performance liquid chromatography (HPLC) silica particles preloaded in a capillary column, and trypsin in aqueous buffer is infused over the particles for a short period of time. To enable on-line MS detection, the tryptic peptides are eluted with a solvent system with increased organic content directly in the MS ion source. This approach avoids the use of high-priced immobilized enzyme particles and does not necessitate any aid for completing the process. Protein digestion and complete sample analysis can be accomplished in less than ~3 min and ~30 min, respectively.

A quick protocol for proteolytic digestion with an in-house built flow-through tryptic microreactor coupled to an electrospray ionization (ESI) mass spectrometer is presented. The fabrication of the microreactor, the experimental setup and the data acquisition process are described.

Enzimática processamento rápido de proteínas para a detecção MS com um micro-reator de fluxo-through

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. ...