This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

1.マスター製作<ol><li>前者の作品32、33に記載されるように、マスターシリコンウェハを製造するために、絶縁体（SOI）ウェハ上にシリコンの深い反応性イオンエッチング（DRIE）を使用します。 注：DRIEが原因で高アスペクト比の特徴（幅40μmと90μmのディープトレンチ）に標準SU-8微細加工に好適です。 </li></ol> 2.鋳造およびマイクロ流体デバイスのシーリング<ol><li>例えば、プラスチック秤量皿のようにきれいな小さな容器内の1の重量比：10でPDMSと硬化剤を混ぜます。 </li><li>すべての気泡が除去されるまで真空下でデシケーター中の混合物を脱気。 注：すべての後続のステップのための十分なPDMSを準備します。 1 PDMS：ここでは以下、頭文字「PDMS」は脱気10を常に指しステップ2.1および2.2で調製した硬化剤混合物。 </li><li>マスターウエハ上約1ミリメートルの高さに脱気し、混合物を注ぎます。少なくともため再びドガウェハ上にすべての気泡を除去し、ウエハ下の気泡を最小限にするために40分。 注：ウエハがプレートの底にできるだけ近いことを確認します。底に緩やかに必要なキーを押したウエハは、再び2攪拌棒と脱ガスを使用している場合。 </li><li>自然対流オーブン内で20分間65℃で焼きます。 注：20分後、PDMSが硬化し、ほぼ完全に硬化されます。長い焼成時間は可能であるが20分間ベーキングは、最初の1に（下記参照）、時間を節約し、第二のPDMS層の密着性を向上させます。 </li><li> PDMSへの接着性を向上させるために微細なグリットサンドペーパーを使用してプラスチック2ミリリットルの注射器の胴部をファイル。また、平らな面にサンドペーパーを置き、その上にシリンジバレルのベースをスライドさせることにより、シリンジバレルの底を平らにするサンドペーパーを使用します。加圧された空気を使用して注射器を清掃してください。 </li><li>ラとの最初のPDMS層の上に注射器の胴部を配置RGE開口PDMSの表面に直面し、そして〜5ミリメ​​ートルの高さと第1の上部にPDMSの第二の層を注ぎ、そしてデシケーター中で再びPDMSを脱気。 注：第PDMS層は、バレルの周りの小容器から注がれるべきであり、その中に入るべきではありません。 </li><li>自然対流オーブン中で少なくとも2時間、65℃で全体設定を焼きます。 注：バレルの広いベースに押し付けPDMSの重量が所定の位置にしっかりとバレルを保持しているため、硬化プロセスの間に所定の位置にバレルを保持する必要はありません。 </li><li>メスを使用して、マスターウエハのパターン領域の周りにPDMSモールドカットスルー。切断が、メスは弱く、ウェハの表面に触れなければなりません。そして、静かにメスによって作成されたノッチに、ウェハの鉗子のような薄い工具を挿入して、マスターウェーハからPDMSキャ​​ストをはがします。 </li><li>パターン形成された側とアルミ箔で覆われた柔らかい物の上にキャストを置きます上を向いて（ すなわち 、バレルは、テーブルの端からハングアップする必要があります）、および1ミリメートル生検パンチを使用して、チャンバ入口とチャネル入口でPDMSに穴をパンチ。 </li><li>コー​​ト（脱気）10ときれいなガラススライド：1 PDMS：硬化剤混合物を30秒間3000rpmでプログラムされたスピンコーターを用いて、65℃で&gt; 1時間焼きます。その後、スライドをきれいにし、PDMSは、明確なテープを使用してキャストします。 </li><li> 1分間のO 2プラズマ（ 例えば、手持ちのコロナ処理機を使用して）とPDMSモールドとPDMSコーティングされたスライドガラスの表面を処理し、その後緩やかに65℃で一晩（O / N）で一緒に焼くの表面を押します。 </li></ol> 3.デバイスの充填と作動<ol><li> 0.25％（w / w）の粒子との64/36（v / v）のグリセロール/水混合物を得るために、ガラスバイアル中で水とグリセロールとの蛍光ポリスチレン粒子の懸濁水を混合.. </li><li>チャネル入口の上にグリセロール溶液の液滴とDIワットのドロップを置きますER室入口には、〜5分間デシケーター真空内部の装置を配置します。 注：ポップするグリセロール溶液及びDI水の液滴に形成泡のための真空待機を解除する前に。真空放出されると、液体は、装置内部の空隙に吸い込まれています。残留空気がチャネル内部のままである場合、（ 例えば 、注射器を用いて）流体に外部圧力を加えることによって、それを除去し、空気をPDMS中に拡散することを可能にします。 </li><li>上部チャンバーにDI水の約2ミリリットル注入（ すなわち、注射器のバレルは、 図2b）、それは完全に水で満たされるまで。その後、19ゲージの鈍注射器の先端で上部チャンバーをカバーする別の鈍19ゲージの注射器の先端部の先端をカットし、側室の入口にこのヒントを挿入します。薄いテフロンチューブとT字型コネクタを介して1ミリリットル注射器の両方のシリンジの先端を接続します。 注：することを確認し1ミリリットルの注射器、テフロンチューブ、T字型コネクタと上部チャンバー（2ミリリットルの注射器バールEL）すべての気泡を含まない水で満たされています。これは、接続ポイントをオープン管の空のセクションを通して水を押し、接続点を再接続することによって達成することができます。 </li><li>から、1秒に分/ゼロ1.8ミリリットルから、 すなわち 、例えば線形ランプで構成される（T = 4秒の周期で）静かな潮の呼吸サイクルを模倣するように事前にプログラムされたシリンジポンプに1 mlシリンジを接続します2秒で1秒でゼロに戻るml /分-1.8から-1.8 ml /分1.8 ml /分。 </li></ol> 4.流れの可視化実験：マイクロ粒子画像流速（μPIV） <ol><li>粒子シードの流れの12位相ロックダブルフレーム画像デュアルフレーム多重露光CCDの例については、からなる微小粒子画像速度測定（μPIV）システムを用いて - 装置が作動している間、9の系列を得ますカメラ（ 例えば 、十分な分解能を達成するために1,600×1200ピクセル）、ダブルパルスNd-YAGレーザー（波長532nm、出力エネルギー：400ミリジュール、パルス持続時間：4ナノ秒）、そして倒立顕微鏡。 注：このようなシステムは、第1および第2のフレームとの間の数マイクロ秒までの時間差でフレーム対を得ることができます。位相ロック二重フレーム画像を達成するために、 例えば、二重フレーム系列を取得するのに有用である。、10ヘルツを（フレーム対は、互いに0.1秒によって分離されます）。完全なサイクル時間（ここではT = 4秒）によって分離されているすべてのフレームペアが新しい時系列を形成するように、その後、データを再編成することができます。各フレームペアの第一及び第二のフレーム間の遅延時間を修正しながら、画像の取得は複数回繰り返されるべきである（ すなわち 、100マイクロ秒秒〜0.1）を歯槽キャビティ内の異なる流れ領域を解決します。 注：画像取得システムの最高の組み合わせに関して有する代替のセットアップ（。 すなわち 、カメラ）と、照明源（ すなわち 、レーザ）などの画像へマイクロフローはまた、34、35ご利用いただけます。 </li><li>使用されるそれぞれのタイムラグのための画像系列から得られた流れ場の位相ロック速度ベクトルマップを計算するために、和の相関アルゴリズムを使用します。歯槽キャビティ内の異なる流れ領域を解決するための各フレームペアの第一及び第二のフレーム間の遅延時間を変化させて、このプロセスを数回繰り返します。次に、重複データ点33を平均化することにより、フローパターンの完全かつ高詳細な地図にまとめ、個々のフローマップをステッチするために、データ解析プログラムを使用します。 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

<html>ここで紹介するマイクロ流体腺房プラットフォームの重要な特徴は、腺房ダクト内および肺胞の中に生理的流れプロファイルと速度を生じさせる生理的に現実的な呼吸の動きを再現する能力です。マイクロ流体チャネルは、比較的低いアスペクト比で製造されているので（ すなわち 、D / H≈3.9、W dは 、ダクト幅であり、...

遠位の呼吸器流動力学の詳細な定量化、肺のハチの巣状の領域は、肺腺房に混合し、最も深い気道1-3の吸入エアロゾルの運命を予測する空気の流れを理解することに向けて非常に重要です。一方で吸入汚染物質粒子の危険性に対処したり、逆にローカライズされた肺サイト4、5にだけでなく、全身送達のための吸入治療薬の改善されたと標的薬物送達のための新規の戦略を模索中と、この後者の側面は、特に懸念されます。 現在までに、深い肺の腺房領域における呼吸の流れは、典型的には、流体力学的類似性マッチング以下の計算流体力学（CFD）または代わりにスケールアップ実験モデルを用いたin vitroでを使用して、in silicoで研究されてきました。過去数十年では、CFDの方法は、ますますSINGLから、腺房流動現象を研究するために適用されていますハチの巣状のダクトの複数世代で、個々の肺胞13-15の数百までの解剖学的に現実的な腺房ツリー構造を取り込むシリコモデルで電子肺胞モデル6、7、ハチの巣状のダクト8-12に、より精巧な。 一緒に、数値の努力が腺房気流パターンをその後の動きを呼吸の間に壁運動の役割と影響力に光を流しに極めて重要でした。呼吸運動が存在しない場合には、静的な肺胞機能の再循環は、腺房ダクトと歯槽6、7との間に空気の対流交換を示さないそれらの空洞内を流れます。換言すれば、歯槽フローが完全に腺房ツリー内の流れから単離されるであろう空気の交換は拡散機構から一意に生じます。歯槽ドメインの巡回拡張の​​存在と、しかし、肺胞の流れトポロジは大幅に変更されたとRESUされています肺胞の内部lting流れのパターンは、密接腺房ツリー（ 例えば 、遠位世代対近位）に沿って歯槽の場所に関連付けられています。 特に、それは、肺胞の流れパターンが強く、この比率が比較的大きい肺の腺房ツリーの近位世代ツリー構造を横切る質量保存以下のように導管流量に肺胞の比によって影響されるシミュレーションで機能を仮定されています複雑な再循環は、不可逆的な流体パスラインと歯槽空洞内部を流れます。各深い腺房発生で、乳管の流量に肺胞の比率が徐々に遠位腺房世代はシンプルinflationsとバルーンのデフレーションを連想させるより放射状のような流線を示すように減少します。近代的なイメージングモダリティの進歩により、ラットやマウスなどの肺イメージングデータ16、げっ歯類の17は 、最初にCFDサイマルのいくつかに上昇を与えています解剖学的に再構築された腺房のationsが再構築された肺胞に流れます。そのような有望な進歩にもかかわらず、これらの最近の研究では、依然として、端末肺胞嚢のみ18、19または単一ダクト20を囲むいくつかの肺胞に気流現象に対処することに限定されています。その結果、腺房の呼吸器流動現象の最先端の研究が腺房環境2の一般的な解剖学的にインスピレーションを得たジオメトリに焦点を当てた研究によって支配されたまま。 実験側では、1つまたはいくつかの肺胞で気道をフィーチャーした各種設定は年間21-24にわたって開発されてきました。しかし、呼吸状に伸縮することにより、生理的呼吸を模倣することが可能であるハチの巣状の気道を分岐のない実験モデルは存在しません。手元にある魅力的な実験プラットフォームの欠如を考えると、腺房輸送現象の研究はvalidaに関して制限されたままティン計算の研究と批判的に、利用可能な実験データの不足が残っています。 。近年では、馬ら （2009）は、3つの房の世代から成る腺房のスケールアップ剛体壁モデルを構築しました。しかしながら、このモデルにおける壁運動の欠如は、呼吸条件下での現実的な肺胞の流れのパターンを捕捉する能力を制限しました。 最近25を導入されたキャストレプリカからの解剖学的データに基づいて、移動壁モデルを含む他のスケールアップ実験。モデルは最後の2腺房世代（ すなわち 、ターミナル嚢）を捕捉したので、しかし、それは、より近位の腺房世代を特徴づける複雑な再循環フローをキャプチャするために失敗しました。スケールアップ実験のこれらの後者の実施例は、このようなアプローチとの継続的な限界を強調しています。具体的には、既存の実験はこれまでに沿って半径方向の流れに再循環させるから仮説の移行を示しませんでした腺房、それによって実際の肺の腺房の木7に存在すると仮定流れトポロジの数値予測、15を確認。おそらく最も批判的に、スケールアップ実験は極めてにより、関連するすべての非マッチングの難しさに吸入粒子輸送と沈着ダイナミクス26を捜査に限定されています次元のパラメータ（ 例えば 、粒子拡散、サブミクロン粒子のための重要な輸送機構は、完全に無視されます）。 現在進行中の実験的な課題、複雑な移動壁内の空気の流れと粒子ダイナミクス呼吸の調査を可能にする新しい実験プラットフォームと腺房ネットワークが求められています。ここでは、 生体外房モデルに解剖学的にインスピレーションを得導入されます。このマイクロ流体プラットフォームを模倣肺腺房は、代表的な腺房スケールで直接流れ、気管支液体プラグ-floのを含め、肺微小流体モデル27、の成長の範囲を広げますWS 28-30と肺胞毛細血管関門31。 すなわち、本発明の設計は、環状運動、薄いPDMS側壁を取り囲み、上壁を追加の水で変形される水室の内部圧力を制御することによって達成されて周期的に伸縮壁と簡略化5世代胞状の気道ツリーを備え腺房構造の上に直接座っ室。一般的な多層マイクロ流体デバイスとは異なり、このチャンバは、単純にPDMS装置内の注射器の胴部を埋め込むことにより形成され、追加のPDMSモールドの調製を必要としません。 ここで紹介する小型化されたアプローチは、腺房の流れ環境の基礎となる特性をキャプチャしながらスケールアップモデルと比較して、壁を移動すると、複雑な腺房構造を再生するためのシンプルで汎用性の高い手段を提供しています。このプラットフォームは、FLOのために使用することができます気道内の流体懸濁​​粒子を用いワット可視化（以下代表的な結果を参照してください）​​。近い将来には、モデルは、吸入腺房粒子のダイナミクスを研究するための浮遊粒子に使用されます。

<table><tbody><tr><td>Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agent</td><td>Dow Corning</td><td>(240)4019862</td><td>Sylgard&amp;reg; 184 Silicone Elastomer Kit</td></tr><tr><td>Plastipak 2 ml syringe</td><td>BD</td><td>300185</td><td></td></tr><tr><td>Norm-Ject Luer slip 1 ml syringe</td><td>Henke Sass Wolf </td><td>4010-200V0</td><td></td></tr><tr><td>1 mm Biopsy punch</td><td>Kai Medical</td><td>BP-10F</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory Corona Treater</td><td>Electro-Technic Products</td><td>BD-20AC</td><td></td></tr><tr><td>PHD Ultra Syringe pump</td><td>Harvard apparatus</td><td>703006</td><td></td></tr><tr><td>Dyed red rqueous fluorescent particles</td><td>Thermo-Scientific</td><td></td><td>Uncatalloged 0.86 &amp;micro;m beads were used</td></tr><tr><td>Glycerin AR</td><td>Gadot</td><td>830131320</td><td></td></tr><tr><td>FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (&amp;micro;PIV) system </td><td>LaVision</td><td>1108630</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways

肺腺房の深さで呼吸流動特性を定量化し、それらがどのように吸入エアロゾルの輸送に影響を与えることは、薬剤の吸入技術を最適化するだけでなく、肺胞における潜在的に有毒な浮遊粒子の堆積パターンを予測に向けて非常に重要です。ここでは、ソフトリソグラフィ技術は、光学的にアクセス可能なシステム生理腺房流現象を再現真実解剖学的な長さスケールで複雑な腺房様気道構造体を製造するために使用されます。マイクロ流体デバイスは、定期的に伸縮壁とハチの巣状のダクトを分岐の5世代を備えています。壁の作動は、側面と装置の上部から両方薄いPDMS腺房チャネル壁を周囲の水充填チャンバ内の圧力を変化させることによって達成されます。いくつかのPDMSモールドの積層が必要とされる共通の多層マイクロ流体デバイスとは対照的に、簡単な方法は、トップを製造するために提示されていますPDMSモールドの中に注射器の胴部を埋め込むことにより、チャンバ。この小説マイクロ流体セットアップは、順番に特徴的な腺房空気の流れを生じさせる生理的な呼吸運動を実現します。現在の研究では、液体の懸濁粒子とミクロ粒子画像速度測定（μPIV）は、流体力学的類似性マッチングに基づいて、そのような空気の流れを定量しました。 μPIV結果と期待される腺房流動現象の間の良好な一致は、マイクロ流体プラットフォームは、肺の腺房領域に直接空気中の代表的な粒子輸送と沈着を調査する試験管ツールで魅力として近い将来に役立つことができることを示唆しています。

インビトロ腺房プラットフォームのコンピュータ支援設計（CAD）、顕微鏡画像は、図に示されています。 1。バイオミメティック腺房モデルは、肺胞のような円筒形の空洞（ 図1）と並ぶ長方形のチャネルを分岐の5世代を備えています。ここでは、モデルの世代は（最も遠位の世代のために）（最も近位の世代のための）1世代から第5世代に番号?...

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A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

肺腺房エアウェイズ呼吸バイオミメティックのマイクロ流体モデル

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

a-microfluidic-model-biomimetically-breathing-pulmonary-acinar

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.9K ビュー.  Technion - Israel Institute of Technology. Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

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The WinCF Model - An Inexpensive and Tractable Microcosm of a Mucus Plugged Bronchiole to Study the Microbiology of Lung Infections

Many chronic airway diseases result in mucus plugging of the airways. Lungs of an individual with cystic fibrosis are an exemplary case where their mucus-plugged bronchioles create a favorable habitat for microbial colonization. Various pathogens thrive in this environment interacting with each other and driving many of the symptoms associated with CF disease. Like any microbial community, the chemical conditions of their habitat have a significant impact on the community structure and dynamics. For example, different microorganisms thrive in differing levels of oxygen or other solute concentrations. This is also true in the CF lung, where oxygen concentrations are believed to drive community physiology and structure. The methods described here are designed to mimic the lung environment and grow pathogens in a manner more similar to that from which they cause disease. Manipulation of the chemical surroundings of these microbes is then used to study how the chemistry of lung infections governs its microbial ecology. The method, called the WinCF system, is based on artificial sputum medium and narrow capillary tubes meant to provide an oxygen gradient similar to that which exists in mucus-plugged bronchioles. Manipulating chemical conditions, such as the media pH of the sputum or antibiotics pressure, allows for visualization of the microbiological differences in those samples using colored indicators, watching for gas or biofilm production, or extracting and sequencing the nucleic acid contents of each sample.

The mucus plugged airways of cystic fibrosis (CF) patients are an ideal environment for microbial pathogens to thrive. The manuscript describes a novel method for studying the CF lung microbiome in an environment that mimics where they cause disease and how alterations of chemical conditions can drive microbial dynamics.

WinCFモデル - 肺感染症の微生物学を研究するための粘液で閉鎖された細気管支の安価で収縮可能なマイクロコスモス

Many chronic airway diseases result in mucus plugging of the airways. Lungs of an individual with cystic fibrosis are an exemplary case where their ...

免疫・感染学

Label-free Neutrophil Enrichment from Patient-derived Airway Secretion Using Closed-loop Inertial Microfluidics

Airway secretions contain a large number of immune-related cells, e.g., neutrophils, macrophages, and lymphocytes, which can be used as a major resource to evaluate a variety of pulmonary diseases, both for research and clinical purposes. However, due to the heterogeneous and viscous nature of patient mucus, there is currently no reliable dissociation method that does not damage the host immune cells in the patient airway secretion. In this research, we introduce a sample preparation method that uses inertial microfluidics for the patient&#39;s immune assessment. Regardless of the heterogeneous fluidic properties of the clinical samples, the proposed method recovers more than 95% of neutrophils from airway secretion samples that are diluted 1,000-fold with milliliters of clean saline. By recirculating the concentrated output stream to the initial sample reservoir, a high concentration, recovery, and purity of the immune cells are provided; recirculation is considered a trade-off to the single-run syringe-based operation of inertial microfluidics. The closed-loop operation of spiral microfluidics provides leukocytes without physical or chemical disturbance, as demonstrated by the phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA)-induced elastase release of sorted neutrophils.

In this research, we demonstrate a label-free neutrophil separation method from clinical airway secretions using closed-loop operation of spiral inertial microfluidics. The proposed method would expand the clinical in vitro assays for various respiratory diseases.

閉ループ慣性マイクロ流路を用いた患者由来気道分泌からラベル無料好中球の濃縮

Airway secretions contain a large number of immune-related cells, e.g., neutrophils, macrophages, and lymphocytes, which can be used as a major resource ...

Evaluating Regional Pulmonary Deposition using Patient-Specific 3D Printed Lung Models

Development of targeted therapies for pulmonary diseases is limited by the availability of preclinical testing methods with the ability to predict regional aerosol delivery. Leveraging 3D printing to generate patient-specific lung models, we outline the design of a high-throughput, in vitro experimental setup for quantifying lobular pulmonary deposition. This system is made with a combination of commercially available and 3D printed components and allows the flow rate through each lobe of the lung to be independently controlled. Delivery of fluorescent aerosols to each lobe is measured using fluorescence microscopy. This protocol has the potential to promote the growth of personalized medicine for respiratory diseases through its ability to model a wide range of patient demographics and disease states. Both the geometry of the 3D printed lung model and the air flow profile setting can be easily modulated to reflect clinical data for patients with varying age, race, and gender. Clinically relevant drug delivery devices, such as the endotracheal tube shown here, can be incorporated into the testing setup to more accurately predict a device&#8217;s capacity to target therapeutic delivery to a diseased region of the lung. The versatility of this experimental setup allows it to be customized to reflect a multitude of inhalation conditions, enhancing the rigor of preclinical therapeutic testing.

We present a high-throughput, in vitro method for quantifying regional pulmonary deposition at the lobe level using CT scan-derived, 3D printed lung models with tunable air flow profiles.

患者固有の3Dプリント肺モデルを用いた局所肺堆積の評価

Development of targeted therapies for pulmonary diseases is limited by the availability of preclinical testing methods with the ability to predict ...

生物工学

Microfluidic Model to Mimic Initial Event of Neovascularization

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the initial stage varies dramatically from the following process of neovascularization. Although there are plenty of models to simulate different stages of neovascularization, an in vitro 3D model that capitulates the initial process of neovascularization under the corresponding stimulations of normal vasculature microenvironments is still lacking. Here, we reconstructed an in vitro 3D model that mimics the initial event of neovascularization (MIEN). The MIEN model contains a microfluidic sprouting chip and an automatic control, highly efficient circulation system. A functional, perfusable microchannel coated with endothelium was formed and the process of sprouting was simulated in the microfluidic sprouting chip. The initially physiological microenvironment of neovascularization was recapitulated with the microfluidic control system, by which ECs would be exposed to high luminal shear stress, physiological transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distributions simultaneously. The MIEN model can be readily applied to the study of neovascularization mechanism and holds a potential promise as a low-cost platform for drug screening and toxicology applications.

Here, we provide a microfluidic chip and an automatically controlled, highly efficient circulation microfluidic system that recapitulates the initial microenvironment of neovascularization, allowing endothelial cells (ECs) to be stimulated by high luminal shear stress, physiological level of transendothelial flow, and various vascular endothelial growth factor (VEGF) distribution simultaneously.

新血管新生初期事象を模倣する微発性モデル

Neovascularization is usually initialized from an existing normal vasculature and the biomechanical microenvironment of endothelial cells (ECs) in the ...

A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of activated leukocytes across the vascular endothelium into key organs can lead to organ failure. A physiologically relevant biomimetic microfluidic assay (bMFA) has been developed and validated using several experimental and computational techniques, which can reproduce the entire leukocyte rolling/adhesion/migration cascade to study leukocyte-endothelial cell interactions. Microvascular networks obtained from in vivo images in rodents were digitized using a Geographic Information System (GIS) approach and microfabricated with polydimethylsiloxane (PDMS) on a microscope slide. To study the effect of shear rate and vascular topology on leukocyte-endothelial cell interactions, a Computational Fluid Dynamics (CFD) model was developed to generate a corresponding map of shear rates and velocities throughout the network. The bMFA enables the quantification of leukocyte-endothelial cells interactions, including rolling velocity, number of adhered leukocytes in response to different shear rates, number of migrated leukocytes, endothelial cell permeability, adhesion molecule expression and other important variables. Furthermore, by using human-related samples, such as human endothelial cells and leukocytes, bMFA provides a tool for rapid screening of potential therapeutics to increase their clinical translatability.

In this protocol, a biomimetic microfluid assay, which can reproduce a physiologically relevant microvascular environment and reproduce the entire leukocyte adhesion/migration cascade, is employed to study leukocyte-endothelial cell interactions in inflammatory disease.

炎症時の白血球-内皮細胞相互作用を研究するための微生理学的システム

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of ...

Imaging-Guided Bioreactor for Generating Bioengineered Airway Tissue

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in regenerative medicine and bioreactor technologies offer opportunities to produce lab-grown functional tissue and organ constructs that can be used to screen drugs, model disease, and engineer tissue replacements. Here, a miniaturized bioreactor coupled with an imaging modality that allows in situ visualization of the inner lumen of explanted rat trachea during in vitro tissue manipulation and&#160;culture is described. Using this bioreactor, the protocol demonstrates imaging-guided selective removal of endogenous cellular components while preserving the intrinsic biochemical features and ultrastructure of the airway tissue matrix. Furthermore, the delivery, uniform distribution, and subsequent prolonged culture of exogenous cells on the decellularized airway lumen with optical monitoring in situ are shown. The results highlight that the imaging-guided bioreactor can potentially be used to facilitate the generation of functional in vitro airway tissues.

The protocol describes an imaging-enabled bioreactor that allows the selective removal of the endogenous epithelium from the rat trachea and homogenous distribution of exogenous cells on the lumen surface, followed by long-term in vitro culture of the cell-tissue construct.

バイオエンジニアリング気道組織を生成するためのイメージング誘導バイオリアクター

Repeated injury to airway tissue can impair lung function and cause chronic lung disease, such as chronic obstructive pulmonary disease. Advances in ...

Preparation and Structural Evaluation of Epithelial Cell Monolayers in a Physiologically Sized Microfluidic Culture Device

In vitro microfluidic experimentation holds great potential to reveal many insights into the microphysiological phenomena occurring in conditions such as acute respiratory distress syndrome (ARDS) and ventilator-induced lung injury (VILI). However, studies in microfluidic channels with dimensions physiologically relevant to the terminal bronchioles of the human lung currently face several challenges, especially due to difficulties in establishing appropriate cell culture conditions, including media flow rates, within a given culture environment. The presented protocol describes an image-based approach to evaluate the structure of NCI-H441 human lung epithelial cells cultured in an oxygen-impermeable microfluidic channel with dimensions physiologically relevant to the terminal bronchioles of the human lung. Using phalloidin-based filamentous-actin staining, the cytoskeletal structures of the cells are revealed by confocal laser scanning microscopy, allowing for the visualization of individual as well as layered cells. Subsequent quantification determines whether the cell culture conditions being employed are producing uniform monolayers suitable for further experimentation. The protocol describes cell culture and layer evaluation methods in microfluidic channels and traditional fixed-well environments. This includes channel construction, cell culture and requisite conditions, fixation, permeabilization and staining, confocal microscopic imaging, image processing, and data analysis.

The presented protocol describes the development and use of a phalloidin-based filamentous-actin staining technique with confocal laser scanning microscopy (CLSM) to visualize adherent cell layer structure in microfluidic dynamic-culture channels and traditional fixed-well static-culture chambers. This approach aids in evaluating cell layer confluency, monolayer formation, and layer-thickness uniformity.

生理的サイズのマイクロ流体培養装置における上皮細胞単層の作製と構造評価

In vitro microfluidic experimentation holds great potential to reveal many insights into the microphysiological phenomena occurring in conditions such as ...

呼吸器感染症研究のための肺オンチップモデルの確立

Immunocompetent Alveolus-on-Chip Model for Studying Alveolar Mucosal Immune Responses

We introduce an advanced immunocompetent lung-on-chip model designed to replicate the human alveolar structure and function. This innovative model employs a microfluidic-perfused biochip that supports an air-liquid interface mimicking the environment in the human alveoli. Tissue engineering is used to integrate key cellular components, including endothelial cells, macrophages, and epithelial cells, to create a representative tissue model of the alveolus. The model facilitates in-depth examinations of the mucosal immune responses to various pathogens, including viruses, bacteria, and fungi, thereby advancing our understanding of lung immunity. The primary goal of this protocol is to provide details for establishing this alveolus-on-chip model as a robust in vitro platform for infection studies, enabling researchers to closely observe and analyze the complex interactions between pathogens and the host's immune system within the pulmonary environment. This is achieved through the application of microfluidic-based techniques to simulate key physiological conditions of the human alveoli, including blood flow and biomechanical stimulation of endothelial cells, alongside maintaining an air-liquid interface crucial for the realistic exposure of epithelial cells to air. The model system is compatible with a range of standardized assays, such as immunofluorescence staining, cytokine profiling, and colony-forming unit (CFU)/plaque analysis, allowing for comprehensive insights into immune dynamics during infection. The Alveolus-on-chip is composed of essential cell types, including human distal lung epithelial cells (H441) and human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) separated by porous polyethylene terephthalate (PET) membranes, with primary monocyte-derived macrophages strategically positioned between the epithelial and endothelial layers. The tissue model enhances the ability to dissect and analyze the nuanced factors involved in pulmonary immune responses in vitro. As a valuable tool, it should contribute to the advancement of lung research, providing a more accurate and dynamic in vitro model for studying the pathogenesis of respiratory infections and testing potential therapeutic interventions.

著者スポットライト:ヒトの免疫応答と感染メカニズムの詳細な研究のためのマイクロ流体肺オンチップモデルの開発

Lung-on-chip models surpass traditional 2D cultures by mimicking the air-liquid interface and endothelial cell perfusion, simulating blood flow and nutrient exchange crucial for lung physiology studies. This enhances lung research relevance, offering a dynamic, physiologically accurate environment to advance the understanding and treatment of respiratory infections.

肺胞粘膜免疫応答を研究するための免疫適格肺胞オンチップモデル

We introduce an advanced immunocompetent lung-on-chip model designed to replicate the human alveolar structure and function. This innovative model employs ...

肺腺房エアウェイズ呼吸バイオミメティックのマイクロ流体モデル

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WinCFモデル - 肺感染症の微生物学を研究するための粘液で閉鎖された細気管支の安価で収縮可能なマイクロコスモス

閉ループ慣性マイクロ流路を用いた患者由来気道分泌からラベル無料好中球の濃縮

患者固有の3Dプリント肺モデルを用いた局所肺堆積の評価

新血管新生初期事象を模倣する微発性モデル

炎症時の白血球-内皮細胞相互作用を研究するための微生理学的システム

バイオエンジニアリング気道組織を生成するためのイメージング誘導バイオリアクター

生理的サイズのマイクロ流体培養装置における上皮細胞単層の作製と構造評価

肺胞粘膜免疫応答を研究するための免疫適格肺胞オンチップモデル

肺胞粘膜免疫応答を研究するための免疫適格肺胞オンチップモデル

肺胞粘膜免疫応答を研究するための免疫適格肺胞オンチップモデル