Name: fluorescent orthotopic mouse model of pancreatic cancer
Uploaded: 2016-09-20T08:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 48 s
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We thank the Western University of Health Sciences for the Intramural Grant.

以下で説明するプロトコルは、指導とウェスタン大学の動物実験委員会の承認の下に実行されます。すべての実験は、関連するすべてのガイドライン、規則および規制当局に準拠して行われています。 1.細胞培養<ol><li> 完全培地の調製 <ol><li>クラスII生物学的安全キャビネットを使用して、無菌的にRPMI培地、500mlのボトルにウシ胎児血清（FBS）及びペニシリンストレプトマイシン（P / S）を添加することによって、完全培地を調製します。旋回により穏やかに混合します。各サプリメントの最終濃度は、10％FBSおよび1％P / S（v / v）です。例えば、56ミリリットルFBSおよび6ミリリットルP / Sとメディアの500ミリリットルを補足します。 </li><li> 37℃の水浴中で完全培地に置きます。 </li></ol></li><li> 細胞を解凍し、伝播 <ol><li>液体窒素からPANC-1 GFP細胞を取得します。 37℃の水浴中で穏やかに撹拌することによって、バイアルを解凍します。 注意：（ - 3分約2）融解は迅速であるべきです。 </li><li> （a）細胞ライン名で使用するラベルT-75フラスコ、（b）は、継代数、（c）は、日付、および（d）研究者のイニシャル。 </li><li>安全キャビネットに70％エタノールおよび転送バイアルとバイアルを拭いてください。 </li><li>細胞を増殖させるために、15ミリリットルコニカルチューブに完全培地の9.0ミリリットルを追加します。 1.0ミリリットルピペットを使用して、慎重に細胞懸濁液を転送し、完全培地9mlにそれを一時停止。 </li><li>室温で8分間、125×gで遠心分離します。安全キャビネットに円錐バイアルを移し、ペレットを乱すことなく、上清を吸引除去します。 </li><li>優しく上下サスペンションをピペッティングすることによって、新鮮な完全培地10mlにペレットを一時停止します。 </li><li>血球計数器を用いて細胞をカウントし、2.1×10 6細胞/フラスコの密度でT-75フラスコでそれらをプレート。 37℃のインキュベーターにフラスコを置き、5％のCO 2。 </li><li>目で、顕微鏡下で毎日の細胞を監視します。インフルエンザの場合更新が必要とされているIDは、無菌的にフラスコから完全増殖培地を吸引し、廃棄します。新鮮な完全培地を等量加えます。 </li></ol></li><li> 細胞を増殖させます <ol><li>無菌的にフラスコから培地を除去します。細胞を洗浄し、破棄するダルベッコのリン酸緩衝生理食塩水（DPBS）の5ミリリットルを追加します。 </li><li> 0.25％トリプシンを3mlを添加することによってフラスコから細胞を剥離。 5〜10分間、37℃でトリプシンおよび5％CO 2を含有するフラスコをインキュベートします。 </li><li>顕微鏡（倍率10倍）で細胞を観察し、彼らはラウンドと外れていることを確認します。 </li><li>完全培地を等量加えることによって、トリプシンを中和し、穏やかにピペッティングにより塊を壊します。 </li><li>血球計数器を用いて細胞をカウントし、1.2.7で述べた細胞密度で新しいフラスコに適当な細胞懸濁液の体積を移します。最終容量は、フラスコ当たり10ミリリットルであるように、十分な新鮮な培地を追加します。 </li></ol></li><li> 細胞Suspens注射用イオン調製 注意：基底膜マトリックス、高濃度は、室温で固化するので、氷の上にすべての材料を保ちます。一晩冷凍庫内のすべての滅菌ピペットチップおよびバイアルを置き、サスペンションの作業をしながら氷上に保ちます。 <ol><li>氷の上の任意の添加剤を含まないRPMI培地のボトルを保管してください。製造業者の指示に従って、基底膜マトリックス、高濃度を解凍。好ましくは、複数の凍結融解サイクル10を回避するために小さいバイアルにアリコート。 </li><li>吸引すべてのフラスコからメディア、およびDPBSの5ミリリットルですすいでください。 1.3.4ステップまで、前のセクションのすべての手順を繰り返します。 </li><li>室温で8分間、125×gで15ミリリットルコニカルチューブと遠心分離機にコンテンツを転送します。安全キャビネットに円錐バイアルを移し、DPBSの10ミリリットルを使用してペレットを再懸濁。 </li><li>静かにペレットを分割するには、上下サスペンションをピペット。血球計数器を用いて細胞を数えます。 </li><li>秒で概説し、再び遠心分離してくださいTEP 1.4.3。上清を吸引し、細胞の数に応じて、50μlの容量に3×10 6個の細胞を得るために適切な希釈剤を追加します。 1（v / v）の比：希釈剤は1で無血清培地と高濃度基底マトリックス膜の混合物です。 </li><li>優しくサスペンションをボルテックスし、すべての回で氷上に保ちます。サスペンションは今、注射の準備ができています。 </li></ol></li><li> 外科的移植 注：すべての外科手術用材料や器具が滅菌されていることを確認してください。すべての回で無菌技術を練習。 <ol><li>テーブルの上に加熱パッドを配置し、滅菌ドレープでカバー。麻酔マシンをセットアップすると、すべての電源が手の届く範囲内にあることを確認します。 </li><li>麻酔マスクに動物の鼻を配置し、酸素の1リットル/分、2.5％イソフルランに麻酔を設定します。 </li><li>静かにヨウ素と動物の脇腹をスクラブし、70％エタノールですすいでください。 3回繰り返します。 </li><li>確認します動物は完全に後足をつまんで麻酔されています。応答が観察されない場合、動物は完全に麻酔をかけ、手術の準備ができています。しかし、動物がフリンチ行動場合、気化器で十分な麻酔があることを確認し、動物を麻酔下で完全に行くために多くの時間を可能にします。 </li><li>負荷は約18 G針で1.0ミリリットルのTBシリンジに200μlの細胞懸濁液は、（以前に冷却します）。 27 G針で針を交換して使用する準備まで氷上に戻ります。 </li><li>脾臓（腹部の左上の象限）の一般的な領域を見つけ、鉗子は、その領域の上に皮膚をつまんで使用して。手術用はさみを使用すると、ポケットを作成するためには約1.0センチ切開を行います。同様に、脾臓の上に平滑筋をピンチし、腹腔にアクセスするために、カットスルー。 </li><li>ゆっくり脾臓の尾の端をつかみ、体から引き出します。膵臓、脾臓に添付されます。濡れた目を使用して膵臓を広めますerile Qティップは、膵臓の尾を見つけて。 </li><li>膵臓の尾に50μlの注入を提供し、10秒間の内側の針を離れ、ゆっくりと膵臓の外に針を回転させます。移植の成功は、任意の漏れのない表面的な泡のようになります。 </li><li>腹膜腔に膵臓と脾臓を返します。まず筋肉を囲み、その後別々肌を囲みます。切開部を閉じるために、6-0縫合またはステープルを使用してください。管理ケトプロフェン皮下（SC）（5ミリグラム/ kg）を24時間かけて、動物に苦痛を避けるために。 （ - 0.1ミリグラム/キログラム0.05）36時間にわたり12時間ごとあるいは、ブプレノルフィンの皮下投与します。 </li><li>麻酔から動物を回復し、そのケージに戻します。また、痛みのために監視します。手術 - 動物は（先制あるいは前）の時点で疼痛緩和が提供されなければなりません。追加の疼痛緩和がでで規定されIACCUC-プロトコルに従って、または痛みを経験する動物に提供されなければなりません獣医師または指名を傾向。 </li></ol></li><li> in vivoイメージングで 注：画像キャプチャ暗室およびGFPイメージングのための適切なフィルターを備えた商業イメージングシステムを用いて行きました。 （ - ;放出495 nmの455：513 - 557 nmで励起）画像取得は、CCDカメラと互換励起/発光レンズからなる光学系を用いて達成しました。明視野画像は、各時点で、1×1ビニングでフィルタなしで捕捉しました。 GFPの励起は、キセノンマルチスペクトル光源を利用しました。動物は、撮像システムの暗い室内に組み込まガス麻酔マニホールドに麻酔機を接続することにより、画像形成プロセスを通して麻酔下に維持しました。 <ol><li> 1.5.2で概説されるように動物を麻酔。麻酔マスクは、画像中に麻酔下で動物を維持するために商業的イメージングシステムの暗室の内部にありますプロセス。 </li><li>正しい励起および発光フィルタを設定します。 </li><li>白色光だけを使用して初期画像を取得することから始めます。イメージングセッションを通じて動物の同じ位置を維持し、第二の画像を取るために、GFPフィルターに切り替えます。 </li><li>最良の結果を得るために両方の画像を重ね合わせます。蛍光面積と強度のための画像を分析します。 </li></ol></li></ol>

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	<li>Smyth, E., Cunningham, D., Kasper, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2015).</li><li>Mahipal, A., Frakes, J., Hoffe, S., Kim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+borderline+resectable+pancreatic+cancer.">Management of borderline resectable pancreatic cancer.</a> World J Gastrointest Oncol. 7, 241-249 (2015).</li><li>De La Cruz, M. S., Young, A. P., Ruffin, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+and+management+of+pancreatic+cancer.">Diagnosis and management of pancreatic cancer.</a> Am Fam Physician. 89, 626-632 (2014).</li><li>Frese, K. K., Tuveson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximizing+mouse+cancer+models.">Maximizing mouse cancer models.</a> Nat Rev Cancer. 7, 645-658 (2007).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+orthotopic+xenografts:+better+mimic+of+metastasis+than+subcutaneous+xenografts.">Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts.</a> Nat Rev Cancer. 15, 451-452 (2015).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple+uses+of+fluorescent+proteins+to+visualize+cancer+in+vivo.">The multiple uses of fluorescent proteins to visualize cancer in vivo.</a> Nat Rev Cancer. 5, 796-806 (2005).</li><li>Jiang, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+orthotopic+pancreatic+cancer+mouse+model:+cells+suspended+and+injected+in+Matrigel.">Establishment of an orthotopic pancreatic cancer mouse model: cells suspended and injected in Matrigel.</a> World J Gastroenterol. 20, 9476-9485 (2014).</li><li>Arranz, A., Ripoll, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+optical+imaging+for+pharmacological+studies.">Advances in optical imaging for pharmacological studies.</a> Front Pharmacol. 6, 189 (2015).</li><li>Metildi, C. A., Kaushal, S., Hoffman, R. M., Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+serial+selection+of+human+pancreatic+cancer+cells+in+orthotopic+mouse+models+produces+high+metastatic+variants+irrespective+of+Kras+status.">In vivo serial selection of human pancreatic cancer cells in orthotopic mouse models produces high metastatic variants irrespective of Kras status.</a> J Surg Res. 184, 290-298 (2013).</li><li>Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+orthotopic+and+heterotopic+human+pancreatic+cancer+xenografts+in+immunodeficient+mice.">Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice.</a> Nat Protoc. 4, 1670-1680 (2009).</li><li>Katz, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+efficacy+of+adjuvant+cytosine-analogue+CS-682+in+a+fluorescent+orthotopic+model+of+human+pancreatic+cancer.">Survival efficacy of adjuvant cytosine-analogue CS-682 in a fluorescent orthotopic model of human pancreatic cancer.</a> Cancer Res. 64, 1828-1833 (2004).</li><li>Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+optical+imaging+of+primary+tumor+growth+and+multiple+metastatic+events+in+a+pancreatic+cancer+orthotopic+model.">Real-time optical imaging of primary tumor growth and multiple metastatic events in a pancreatic cancer orthotopic model.</a> Cancer Res. 62, 1534-1540 (2002).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

そこで我々は、 生体内蛍光イメージング（ 図1） に全身を使用して、腫瘍増殖の非侵襲的なモニタリングを可能にする、GFPを発現する膵臓癌の同所性マウスモデルを記載します。この技術は、リアルタイムで腫瘍の発生を監視するために私たちをことができます（ 図3）。それは膵臓癌に対する新規薬剤の治療効果を研究する研究者のための重要なツー...

膵がんは他のがんに比べて増加した頻度と診断され、米国における癌関連死の4 番目の主要な原因です。診断時からは、患者の90％以上が5年1,2以内に死亡します。現在、外科的腫瘍摘出は、膵臓癌のための唯一の治療法ですが、診断時に病気が進行した段階にあり、3,4が転移しているので、患者の20％未満は、主に手術を受ける資格があります。特定の症状の欠如は、膵臓癌にサイレント病気になります。症状のいくつかは、腹痛、背部痛、食欲不振、黄疸や吐き気の損失が含まれます。これは、簡単に一般的な消化器の病気4と解釈することができます。このため、膵臓癌の診断及び治療を支援するために、新たな薬理学的ツールを開発することが重要です。 動物モデルの使用は、私たちはpancreの生物学を理解することができます癌ATICと人間にこの知識を適用することへの洞察を提供します。腫瘍が起源5の臓器に成長するため、膵臓癌の異種移植同所性モデルは、現実的です。細胞株または腫瘍断片を皮下移植された異機種とは対照的に、同所性モデルは、腫瘍の微小環境と模倣その周辺6による腫瘍細胞の相互作用を再現することを可能にします。ここで説明する異種移植モデルは、遺伝子、緑色蛍光タンパク質（GFP）を発現するように操作されたヒト膵臓癌細胞株PANC-1 GFPから腫瘍を導出します。 GFPの検出は、腫瘍の増殖および転移7の非侵襲的画像化およびモニタリングのために可能にします。腫瘍の発生は、自発的に、急速に発生し、密接にヒト膵臓癌患者の原発性腫瘍8のそれに似ています。同所性モデルは、一方で、治療薬に応答して、薬効のより正確な予測を提供します腫瘍微小環境を模倣します。 上記のように、この動物モデルは、リアルタイムで腫瘍増殖および転移の蛍光検出を可能にします。蛍光検出は、発光に比べて、より直接的/ライブイメージングを可能にします。蛍光で放出された光は、より短い波長の別の光による励起の結果です。発光のに対し、放射された光は、化学反応の結果であり、強い発光9を有していなくてもよいです。また、 生体内蛍光イメージングにおける全身が動物に有害ではないと研究者は治療的処置に応答して、時間をかけて腫瘍の成長を監視することができます。

<table><tbody><tr><td>RPMI media 1640</td><td>Caisson Labs</td><td>RPL03-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>10437-077</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel HC basement membrane, high concentration</td><td>Corning</td><td>354248</td><td></td></tr><tr><td>SutureVet PGA 6-0 PGA</td><td>Henry Schein</td><td>39010</td><td></td></tr><tr><td>Alcare or Foamed Antiseptic Handrub</td><td>Steris</td><td>639680</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (Dubelcco&#039;s Phosphate-Buffered saline)&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>21300025</td><td></td></tr><tr><td>TB Syringe 27 G 1/2</td><td>Becton Dickinson</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Blutler Schein</td><td>50562</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors, 5.5&quot; straight mayo&amp;nbsp;</td><td>Henry Schein</td><td>22-1600</td><td></td></tr><tr><td>PANC-1 GFP cell line&amp;nbsp;</td><td>Anticancer, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small Animal Imaging System: iBox Scientia</td><td>UVP, LLC. Upland, CA.</td><td></td><td>Small Animal Imaging System to observe the fluorescent tumor in live animals</td></tr></tbody></table>

fluorescent orthotopic mouse model of pancreatic cancer

膵臓癌は生存率は過去数十年で大幅に改善されなかったために癌の一つです。のみで診断された患者の7％が5年以上生存するであろう。理解し、膵臓腫瘍の微小環境を模倣するために、我々は、リアルタイムで腫瘍進行の非侵襲的イメージングを可能にする、膵臓癌のマウス同所性モデルを利用しました。緑色蛍光タンパク質（PANC-1 GFP）を発現する膵臓癌細胞を、無血清培地を用いて基底膜マトリックス、高濃度（ 例えば 、マトリゲルHC）中に懸濁させ、次いで、開腹を介して膵臓の尾部に注射しました。それが室温に達すると、高濃度の基底膜マトリックス中の細胞懸濁液は、ゲル状物質になります。それは注射部位にシールを作成し、任意のセルの漏れを防止、膵臓と接触すると、したがって、それはゲル化します。他の臓器への腫瘍の増殖および転移をライブで監視されています蛍光を使用して動物。 GFPの励起および発光のための適切なフィルターを使用することが重要です。研究者が簡単にヌードマウスでの手順を再現できるように同所移植のための手順は、この記事で詳しく説明しています。このプロトコルの主なステップは、細胞懸濁液の調製、外科的移植、およびin vivoイメージングにおける全身蛍光です。この同所性モデルは、原発性および転移性腫瘍に対する新規治療薬の有効性を調査するために設計されています。

この方法は、注射、げっ歯類のための適切な麻酔、開腹術を介して細胞懸濁液を送達するための細胞懸濁液の調製に焦点を当て、蛍光ヒト膵臓癌細胞の外科的同所移植を記載し、そして蛍光インビボ小動物イメージングの使用。 2と3週間の間に緑色蛍光シグナル（GFP信号）の検出移植後、研究者に開発膵臓癌腫瘍（ 図1）の存在を確認するための視...

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Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

膵臓がんの蛍光同所性マウスモデル

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

16.5K ビュー.  Western University of Health Sciences. A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here. 

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Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

交感性乳癌モデルを用いたトリプルネガティブ乳癌の研究

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

がん研究

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

マウス膵管腺癌の超音波誘導矯正着移植

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer (PC). To address this deficiency, we describe a mouse model involving orthotopic implantation of PC followed by distal pancreatectomy and splenectomy. The model has been demonstrated to be safe and suitably flexible for the study of various therapeutic approaches in adjuvant and neo adjuvant settings.
In this model, a pancreatic tumor is first generated by implanting a mixture of human pancreatic cancer cells (luciferase-tagged AsPC-1) and human cancer associated pancreatic stellate cells into the distal pancreas of Balb/c athymic nude mice. After three weeks, the cancer is resected by re-laparotomy, distal pancreatectomy and splenectomy. In this model, bioluminescence imaging can be used to follow the progress of cancer development and effects of resection/treatments. Following resection, adjuvant therapy can be given. Alternatively, neoadjuvant treatment can be given prior to resection.
Representative data from 45 mice are presented. All mice underwent successful distal pancreatectomy/splenectomy with no issues of hemostasis. A macroscopic proximal pancreatic margin greater than 5 mm was achieved in 43 (96%) mice. The technical success rate of pancreatic resection was 100%, with 0% early mortality and morbidity. None of the animals died during the week after resection.
In summary, we describe a robust and reproducible technique for a surgical resection model of pancreatic cancer in mice which mimics the clinical scenario. The model may be useful for the testing of both adjuvant and neoadjuvant treatments.

In the clinical context, patients with localized pancreatic cancer will undergo pancreatectomy followed by adjuvant treatment. This protocol reported here aims to establish a safe and effective method of modelling this clinical scenario in nude mice, through orthotopic implantation of pancreatic cancer followed by distal pancreatectomy and splenectomy.

膵臓癌の正交性切除マウスモデル

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

膵臓癌の進行の生物発光同所性モデル

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

医学

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, immune cells, vessels, nerves, and extracellular matrix components. Over the years, different mouse models of PDAC have been developed to address the challenges posed by its progression, metastatic potential, and phenotypic heterogeneity. Immunocompetent mouse orthotopic allografts of PDAC have shown good promise owing to their fast and reproducible tumor progression in comparison to genetically engineered mouse models. Moreover, combined with their ability to mimic the biological features observed in autochthonous PDAC, cell line-based orthotopic allograft mouse models enable large-scale in vivo experiments. Thus, these models are widely used in preclinical studies for rapid genotype-phenotype and drug-response analyses. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach to successfully inject primary mouse PDAC cell cultures into the pancreas of syngeneic recipient mice. In addition to the technical details, important information is given that must be considered before performing these experiments.

Syngeneic mouse orthotopic allografts of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) recapitulate the biology, phenotypes, and therapeutic responses of disease subtypes. Owing to their fast, reproducible tumor progression, they are widely used in preclinical studies. Here, we show common practices to generate these models, injecting syngeneic murine PDAC cultures into the pancreas.

膵臓癌モデルへの同系マウス同所性同種移植片

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

同所膵臓癌マウスモデルのダイナミックコントラスト強化磁気共鳴画像

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe ...

<meta charset="utf8"></head><body>膵臓がんモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球を用いた養子縁組療法

Flow Cytometry-Based Isolation and Therapeutic Evaluation of Tumor-Infiltrating Lymphocytes in a Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and activating a patient&#39;s own immune cells, such as tumor-infiltrating lymphocytes (TILs), before re-infusing them, represents a promising experimental approach. However, techniques for adoptive cell transfer in preclinical pancreatic cancer models are not well established. Here, we describe a detailed protocol for adoptive cell therapy using TILs from a syngeneic pancreatic cancer mouse model. The procedure involves implanting live or irradiated mouse pancreatic cancer cells in fluorescence-labeled reporter mice to initiate immune cell influx, then isolating lymphocytes from primary tumors via flow cytometry sorting and/or activating and expanding tumor-reactive T cells ex vivo, and adoptively transferring these activated T cells intraperitoneally into tumor-bearing mice, followed by interleukin-2 administration.&#160;Bioluminescent tumor imaging allows for longitudinal monitoring of orthotopic tumor growth and response to therapy, especially evaluating the tumor-specific cytotoxic effects. This approach recapitulates the logistics involved in developing adoptive cell transfer therapies for pancreatic cancer patients. The results demonstrate enhanced antitumor efficacy of adoptively transferred tumor-reactive T cells compared to irrelevant lymphocyte controls. This versatile methodology enables the in vivo study of adoptive immunotherapy in pancreatic cancer as well as the optimization of cell processing parameters and combination treatment regimens.

<meta charset="utf8"></head><body>膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

We describe a method to utilize tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) from mice through flow cytometry for adoptive cell transfer. This protocol aims to verify the specific cytotoxicity of TILs against tumors in a syngeneic pancreatic cancer mouse model, providing insights into the development of adoptive cell therapies for pancreatic cancer.

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビ ボ における縦方向の安定化

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

膵臓がんの蛍光同所性マウスモデル

要約

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交感性乳癌モデルを用いたトリプルネガティブ乳癌の研究

マウス膵管腺癌の超音波誘導矯正着移植

膵臓癌の正交性切除マウスモデル

膵臓癌の進行の生物発光同所性モデル

膵臓癌モデルへの同系マウス同所性同種移植片

同所膵臓癌マウスモデルのダイナミックコントラスト強化磁気共鳴画像

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビボにおける縦方向の安定化

膵臓がんの蛍光同所性マウスモデル

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交感性乳癌モデルを用いたトリプルネガティブ乳癌の研究

マウス膵管腺癌の超音波誘導矯正着移植

膵臓癌の正交性切除マウスモデル

膵臓癌の進行の生物発光同所性モデル

膵臓癌モデルへの同系マウス同所性同種移植片

同所膵臓癌マウスモデルのダイナミックコントラスト強化磁気共鳴画像

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓癌マウスモデルにおける腫瘍浸潤リンパ球のフローサイトメトリーに基づく単離と治療的評価

膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビ ボ における縦方向の安定化

膵臓内イメージングウィンドウを用いたマウスモデルにおける膵臓の細胞レベル可視化におけるビボにおける縦方向の安定化