我々 は、恒林 Yeap、クリス ペイトン、Petrina ジョンソンと我々 の植民地のメンテナンス方法の開発への貢献のクレア ・ ドイグ、原稿を改善するを助けた彼らの提案の 3 つの匿名レビューを認めます。私たちの研究は国民の健康からアーッにプログラム助成と交わりによってサポートされ、Wellcome の信頼からの医学研究評議会と翻訳を与えます。PAR は、オーストラリア政府研究研修プログラム奨学の受信者です。

メルボルン人間倫理委員会の大学によって承認されたヒトに蚊の吸血 (承認 #: 0723847)。提供すべてのボランティアは、書面による同意を通知しました。
1. 仔魚飼育
注: 蚊は、26 ± 0.5 ° C、50-70% 相対湿度、このコロニーの管理用プロトコルの 12:12 h (明暗): 日長で開催されます。これらの条件は、 Ae。 ネッタイシマカ生存の開発44,45,46平均気候条件でケアンズ、オーストラリアと最適な熱設計レンジ内に似ています。高温ボルバキア感染蚊の植民地の損失につながるし、回避47をする必要があります。近親交配; を最小限に抑えるため人口あたりの少なくとも 500 の個人を維持します。小さいサイズの植民地を維持するフィットネス結果 [ロスら未発表] を持つことができます。[これらの条件と仮定して十分な栄養、平均世代時間は 28 日 (表 1参照) です。
<ol><li>魚料理の ~ 300 mg 基板上 3 L の水 (逆浸透膜水または高齢者の水道水、24 h 使用前のトレイで水道水を残すことによって生成された) を含んでいる (図 1 a) 皿に卵が水没 (押しつぶさ 1 タブレット、材料表を参照してください)、孵化48を誘導するためにアクティブな乾燥酵母のいくつかの穀物。</li>
	<li>孵化後 1 日約 500 幼虫を 4 リットルの水 (図 1 b) を含んでいる皿に転送、クリッカーのカウンターを使用してカウントするガラス ピペットを使用します。各トレイに 2 つの砕いた魚食品錠剤を追加します。必要な場合、飼育幼虫 (図 1 a)、異なるサイズのコンテナーを使用してが、混雑を避けるため 0.5 幼虫/mL 以下の幼虫の密度を保ちます。</li>
	<li>十分な食べ物がある幼虫を毎日トレイを確認します。約 2 つの食品の錠剤カセット 2 日毎に追加します。食品広告の自由を提供するが、0.5 mg/幼虫/日は開発は同期し、本体サイズを確保するためこの期間中に利用可能な一貫性のあるは、実験の結果が混同されることがありますそれ以外の場合 (代表の結果を参照してください)。</li>
	<li>幼虫の過食を避けるために世話をする、特に小型飼育容器少ない表面積および体積の水します。水に見える曇りまたは有意な幼虫の死亡率がある場合は、新鮮な水と交換します。死亡率は幼虫が最適に供給される場合は無視する必要があります。</li>
</ol>2. 羽化
注: は、よく供給される場合、孵化後 5 日目から蛹になる幼虫が開始され、大半が孵化後 7 日で蛹。大人は 26 ° C に最適維持した場合蛹化後約 2 日を新たな開始されます (代表の結果を参照してください)。十分な食べ物が23,,3949を提供されるとき、幼虫の発育は通常ボルバキア感染によって影響を受ける。
<ol><li>孵化後 7 日間は細かいメッシュを通してトレイの内容全体を注ぐ (細孔サイズ 0.4 mm)。Ovicups で後で使用できるフィルター処理された幼虫水を保つ (「血の摂食と産卵」セクションを参照).メッシュを反転し、蛹を転送するための水の 200 mL のプラスチック製の容器にそれをつけます。任意の幼虫が残っている場合は、追加の食糧を提供します。</li>
	<li>10% ショ糖液 (図 1 階) の 2 つのカップと乾燥 (図 1E) を防ぐために湿ったコットン ウールの 2 つのカップを提供することで羽化ケージ (図 1) を準備します。</li>
	<li>蛹は、セックスでソートする必要はありません、ケージに蛹の蓋付きの容器を配置し、蓋を少しケージに出現する大人を許可するように半開き。また、逆漏斗を溺死を最小限に抑えるためコンテナーにかぶせます。すべての大人が遅い開発者に対して選択を防ぐためにケージからコンテナーを削除する前に浮上しているを確認します。</li>
</ol>3. 蛹アウトブ リードを雌雄鑑別
<ol><li>蛹はセックス (例えば、アウトブ リードの) でソートする場合、トレイの幼虫から蛹のピペット、男女 (図 2) に分割プラスチック容器 (図 1 a) 200 mL の水ですべての 24 h 各性の必要な数まで達しています。容器に蓋を配置して閉じておきます。</li>
	<li>大人は、容器に出てくるケージ (図 2) に解放する前に性別を確認します。性欲を刺激しない正しく出現の 24 h 内吸引で性的に成熟に達する前に大人を削除します。男女が確認した後は、すべての 24 h の檻に大人をリリースします。</li>
	<li>
ボルバキアを取得する-自然な人口に類似した遺伝的背景の感染したコロニー outcrossボルバキアを追加することによって-の人件によって収集された卵から感染していない男性のケージに植民地研究室から女性を感染フィールド39、人口あたりの 500 の個人の所定の密度を維持します。
	<ol>
<li>少なくとも 87.5% フィールド人口39遺伝的に類似のコロニーを生成する少なくとも 3 つの連続した世代の交雑を繰り返します。重要: この段階では、男女が正しいことことを確認 (手順 3.1 参照)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>女性Ae。 ネッタイシマカは、さらに受精交尾50時間以内に通常耐火物。コロニーをアウトブ リードとは、すべての男性に、平等な機会を提供する 2 日間別のケージの中で成熟し、オスのケージにメスを吸引の女性と男性を許可します。</li>
</ol>4. 吸血と産卵
<ol><li>
最後の女性は成熟する十分な時間を許可するように吸血の前に出現した後少なくとも 3 日間待ちます。血液は、過剰死亡率、特に悪影響を及ぼす長寿22,24,49ボルバキア感染症と蚊を防ぐために出現の 2 週間以内、女性をフィードしました。砂糖カップ供給率を改善するために供給する前に日を削除します。
	<ol>
<li>フィードにメスの蚊を許可するようにケージに前腕を挿入するボランティアを頼みなさい。ほとんどの女性が 5 分以内で腹いっぱいフィードしますが、遅いフィーダーに対して選択範囲を減らすために、15 分間またはすべての女性は充血目に見えて; までケージで前腕を残す刺されてから手を保護するためにラテックス手袋はオプションですが推奨されます。</li>
		<li>吸血後、2 日間は、卵を産むための女性のためケージに幼虫飼育水を含むとサンドペーパー (図 1) (またはろ紙 (図 1 H)) のストリップと並ぶ 2 つのプラスチック カップを配置します。部分的にそれを湿った保つ水サンドペーパー ストリップが水没します。その他女性が産卵カップ外卵を産むを防ぐために水の源を削除します。 注: は、カップで水道水を使用することがありますが、仔魚飼育水が産卵51,52を奨励し、女性はより同期的に彼らの卵を産みます。</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 卵のコレクションとコンディショニング
<ol><li>女性はサンドペーパー、水行のすぐ上に卵を産む収集し、ないより多くの卵を置いたまで紙やすりのストリップを毎日交換します。産卵したが 1 週間続けることがありますに注意してください。</li>
	<li>軽く 30 のペーパー タオルの上それらをしみが付くことによって部分的に乾燥サンドペーパー ストリップ s、卵が外れないように世話します。乾燥したペーパー タオルのシートでストリップをラップし、密閉式のビニール袋 (図 1I) に配置します。</li>
	<li>解剖顕微鏡 (図 3) の下で卵の状態を確認します。場合はサンドペーパーのストリップが余りにぬれて、水 (図 3 b)、水没する前に卵がありますが、卵も厳しく、乾燥した場合 (図 3) 崩壊するかもしれない。</li>
	<li>卵は 3 日後コレクションを超えていつでも孵化することができます。個人の大きなランダム プールから次世代をサンプリングするように水の同じコンテナーにすべての日にわたって収集、各コロニーからのすべての卵を孵化します。</li>
	<li>長期保存用は、20 ° c. のまわりで、(> 80%) 高湿度で密封された容器で卵をしてください。これらの条件の下で高いハッチ率53,54を維持しながら数ヶ月間卵ボルバキアなくを格納できます。</li>
	<li>いくつかのボルバキア感染年齢49,55卵の生存率を大幅に削減とボルバキアから卵を孵化-線関連の余分な死亡率を防ぐためにコレクションの 1 週間以内に感染しています。系統。血は 1 週間後に再度女性をフィード以上の卵が必要な場合。</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>日</td>
			<td colspan="3">ステップ</td>
		</tr>
<tr>
<td>0</td>
			<td colspan="3">ハッチ卵</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td colspan="3">トレイに数幼虫</td>
		</tr>
<tr>
<td>7</td>
			<td colspan="3">コロニーのケージに幼虫や蛹を転送します。</td>
		</tr>
<tr>
<td>17</td>
			<td colspan="3">血を養う雌成虫</td>
		</tr>
<tr>
<td>21</td>
			<td colspan="3">卵の収集を開始します。</td>
		</tr>
<tr>
<td>25</td>
			<td colspan="3">卵を収集完了します。</td>
		</tr>
<tr>
<td>28</td>
			<td colspan="3">ハッチ卵</td>
		</tr>
</tbody></table>表 1:26 でAe ネッタイシマカコロニー メンテナンス スケジュールの概要 ° c 。女性吸血、卵の孵化のタイミングは柔軟性が高く、しかし、ボルバキア、死亡率を最小限に抑えるため感染蚊のために特に、これらの段階での長い期間を避ける必要があります。このスケジュールは以下の幼虫が最適に供給されることは、高速または開発またはすべてのライフ ステージで成熟するが遅い蚊に対する選択を最小限にします。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig1.jpg"> 図 1: 機器Ae ネッタイシマカ研究室での飼育に使用します。 。(A) プラスチック容器、卵を孵化または 500 のボリュームで幼虫を飼育 (左から右へ) 750 と 5,000 mL。(B) トレイ 4 L の水に通常 500 幼虫管理密度で幼虫の飼育に使用します。(C) 19.7 L や 3 L (D) ケージ住宅大人に使われます。25 大人の密度またはリットル以下は十分なスペースを提供するために維持されるべき。(E) 35 mL カップに湿った脱脂綿大人への水の源として提供します。砂糖の原料としてコードまたは歯科芯を通じて提供されるショ糖 (F) 35 mL カップ。(G-H)カップ幼虫飼育水で満たされた、サンドペーパーまたはフィルター ペーパーの産卵基質が並ぶ (G H、それぞれ)。(私) Zip ロック袋サンドペーパー ストリップまたはろ紙のストレージに使用されます。サンドペーパーに黒い斑点が、蚊の卵です。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig2.jpg"> 図 2: 横 (A) と背 (B) ビューの蛹と (C) の性の二形性を示す大人ネッタイシマカ Ae 。 。男性は、左右の各パネルの右上の女性に配置されます。オスとメスの蛹がサイズによって区別される最適供給されるとき女性男性 (A) よりも大きく、比較的球根の頭胸部平坦な側面 (B) のある男性と比較しています。成人男性は、環状アンテナと長い palps によって主にすべての飼育条件下での女性と簡単に区別されます。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig3.jpg"> 図 3。異なる条件下で 4 日間の古いAe。 ネッタイシマカの卵。(A) そのまま卵サンドペーパー ストリップ、可視可能な湿気ではなく (> 80%) 高湿度を維持します。正しく維持される場合ハッチ率は野生型Ae。 ネッタイシマカの 90% を超えるはずです。(早熟な孵化) 水に浸漬されている前にハッチ (B) 卵は、戸建の卵の帽子と目に見える幼虫によって区別されます。これはサンドペーパー ストリップだったあまりにも湿った保たれることを示します。厳しく乾燥 (C) 卵に崩壊するかもしれないと凹面外見で明確に表示されます。サンドペーパーは堅くなる場合は、卵が乾燥しすぎてかもしれないことをこれを示します。<a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

著者は、彼らは競合する金銭的な利益があることを宣言します。

ボルバキアのメンテナンスはここで説明したプロトコルに従う-感染したAe。 ネッタイシマカするように一貫した品質の健康的な蚊実験に対して生成されますフィールド リリースを開きます。(参照57を参照) 蚊の大量の生産を優先する他のプロトコルとは対照的メソッド、フィットネス、リラックスの飼育条件を実装することによって、全体の世代の両方を最大...

ネッタイシマカ蚊はデング熱、ジカ、チクングニア1を含む世界で最も重要なアルボ ウイルスの一部を送信するために責任があります。これらのウイルスは、熱帯地方でAe。 ネッタイシマカの広範な分布は2,3、4を展開し続けている地球規模の健康にさらなる脅威になっています。女性Ae。 ネッタイシマカ優先的に人間の血液5フィードし、従って人間、特に人口が最も密な都会の近くに住んでいる傾向にあります。この人間と密接な関係を彼らはまたタイヤやポット、溝、水タンク6,7を含む人工生息地で繁殖を適応しています。ネッタイシマカ Ae。は、どこ彼らはヤブカ属8、いくつかの他の種とは異なり、フィールドから直接収集される後要件を特別なことがなく維持することができます研究室環境にも容易に適応します。 9,10。メンテナンスの容易さは幅広い分野の研究所で広く研究それらを見ている、送信可能性があります最終的に病気蚊を制御することを目指しています。
伝統的に、arboviral コントロールは、蚊の個体数を減らすために殺虫剤の使用に大きく依存しています。ただし、組み換え蚊の飼育し、自然集団にそれから解放されるどこのアプローチに関心が高まっています。遺伝子11,12,13, 生物学的14,15、照射まで16、化学治療17,18, リリースされた蚊を変更することがあります。または結合テクニック19蚊の個体数を抑制または arboviral 伝送20に難治性蚊でそれらを置換します。
ボルバキアは現在.アルボ ウイルスの生物防除剤として使用されている細菌です。いくつかの系統のボルバキア最近Ae。 ネッタイシマカ胚マイクロインジェクション21,22,23,24を用いて実験導入されました。これらの系統はアルボ ウイルスを発信し、その伝送潜在的な23,25,26,27,28 を減少、蚊で複製の容量を減らす.しかし、感染した男性は、感染していない女性22と交尾するとき特定の菌株が不妊を誘発するボルバキア感染症は母からの子孫に送信されます。ボルバキア-自然な蚊の個体数、最近他ヤブカ属種15,29で実証を抑える大量に感染した男性を解放できます。ただし、ボルバキアはまたAe。 ネッタイシマカにおける arboviral 伝送を阻害する、ので、蚊は貧しいベクトル ネイティブ集団に置き換えるにも解放します。Ae。 ネッタイシマカボルバキアに感染は、この後者のアプローチ14,30,31を使用していくつかの国のフィールドに今リリースされています。
ボルバキア-arboviral コントロール ベースのアプローチがボルバキア蚊と環境間の相互作用の正しい理解に依存します。ボルバキアは昆虫の広い範囲で自然発生して蚊に導入された系統の効果32に多様であります。新しいボルバキア感染型がAe。 ネッタイシマカ24に導入し、各蚊フィットネス、複製および条件の範囲の下で arboviral の干渉に及ぼすひずみの特性評価に必要です。実験室での厳密な実験は、ボルバキア系統分野で成功するための潜在性を評価するため必要です。
オープン フィールド リリースAe。 ネッタイシマカのボルバキア感染症はしばしば数千から数万するリリース ゾーンごとの蚊の飼育各週14,30,31を要求できます。初期リリースの成功は、多産33と交尾成功34,35最大限に大型の蚊を解放することによって改善できます。蚊は、動作とフィールド性能36,37に影響を与えることができる生理学の変更を引き起こす可能性があります。 ただし長期研究所子育てにおいて必要となる条件に合わせる必要があります。 38。
基本的な機器を使用して実験室でAe。 ネッタイシマカを飼育用簡易プロトコルについて述べる。このプロトコルに適して両方の野生型とボルバキアの後者では、いくつかの系統のボルバキア蚊生活史形質39,に対する相当な効果を持っていると、特に注意が必要ことができます蚊を感染40飼育状況を過密とベクトル能力およびフィットネス実験に不可欠です、蚊がフィールド リリース41 健康確保されます一貫性のあるサイズの蚊を生成する食糧のための競争を避ける。.また選択的な圧力を減らすことによって研究所適応と近親交配を最小限に抑えるための予防策をとるし、大きなランダム プールからサンプリングは次の世代を確保すること。ただし、研究室環境は明らかに異なる圃場条件、リラックスした条件の下での長期的な保守は、フィールド37,42,43 にリリース時に蚊のフィットネスを減らすことができます。.我々 はこのため、フィールド収集の男性で、定期的に検査ラインから実験的比較のため遺伝的に類似しているし、ターゲット フィールド人口39に適応しており、植民地の女性を越えます。メソッドは、特別な機器を必要としないし、フィールド リリース週個人の何千もの数十奥にスケール アップすることができます。プロトコルはまた蚊内および世代間のフィットネス、自然集団の設立宛ての昆虫のための重要な考慮事項を優先します。プロトコルは、特に蚊やフィールドに relatability の一貫した品質が重要な実験的比較のためのAe。 ネッタイシマカメンテナンスが必要なほとんどの所に適しています。

<table><tbody><tr><td>Wild type &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Collected from field locations in Queensland, Australia, see Yeap and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;39&lt;/sup&gt; for details</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; Mel-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to Walker and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;23&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; AlbB-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to Xi and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;21&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; MelPop-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to McMeniman and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;22&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>Instant dried yeast</td><td>Lowan</td><td></td><td>Stimulates egg hatching. Found in general grocery stores. Other brands may be used</td></tr><tr><td>5 L plastic tub</td><td>Quadrant</td><td>Q110950</td><td>Used for hatching and rearing larvae. Other products may be used</td></tr><tr><td>Fish Food (Tetramin Tropical Tablets)</td><td>Tetra</td><td>16152</td><td>Provided to larvae as a source of food. Web address: https://www.amazon.com/Tetra-16152-TetraMin-Tropical-10-93-Ounce/dp/B00025Z6SE</td></tr><tr><td>Plastic containers</td><td></td><td></td><td>Used for rearing larvae. Any plastic container above 500 mL should be suitable</td></tr><tr><td>Glass pipette</td><td></td><td></td><td>Used for transferring larvae and pupae between containers. Web address: https://www.aliexpress.com/item/10Pcs-Durable-Long-Glass-Experiment-Medical-Pipette-Dropper-Transfer-Pipette-Lab-Supplies-With-Red-Rubber-Cap/32704471109.html?spm=2114.40010308.4.2.py4Kez</td></tr><tr><td>Clicker counter</td><td>RS Pro</td><td>710-5212</td><td>Used to assist in the counting of larvae, pupae and eggs. Web address: http://au.rs-online.com/web/p/products/7105212/?grossPrice=Y</td></tr><tr><td>Rearing trays</td><td>Gratnells</td><td></td><td>Used for rearing larvae. Web address: http://www.gratnells.com</td></tr><tr><td>Nylon mesh</td><td></td><td></td><td>Used to transfer larvae and pupae to containers of fresh water. Other brands may be used. Web address: https://www.spotlightstores.com/fabrics-yarn/specialty-apparel-fabrics/nettings-tulles/nylon-netting/p/BP80046941001-white</td></tr><tr><td>Cages</td><td>BugDorm</td><td>DP1000</td><td>Houses adult mosquitoes. Alternative products may be used. Web address: http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html</td></tr><tr><td>35 mL plastic cup</td><td>Huhtamaki</td><td>AA272225</td><td>Used to provide water or sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used</td></tr><tr><td>35 mL plastic cup lid</td><td>Huhtamaki</td><td>GB030005</td><td>Used to provide sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used</td></tr><tr><td>Cotton wool</td><td>Cutisoft</td><td>71841-13</td><td>Moist cotton wool is provided as a source of water to adults. Other brands may be used</td></tr><tr><td>White Sugar</td><td></td><td></td><td>Provided as a source of sugar to adult mosquitoes. Found in general grocery stores</td></tr><tr><td>Rope</td><td>M Recht Accessories</td><td>C323C/W</td><td>Used to provide sucrose solution to adults. Other brands may be used. Web address: https://mrecht.com.au/haberdashery/braids-cords-and-tapes/cords/plaited-cord/cotton/</td></tr><tr><td>Plastic cup (large)</td><td></td><td></td><td>Used as an oviposition container. Any plastic cup that holds 100 mL of water should be suitable</td></tr><tr><td>Sandpaper</td><td>Norton Master Painters</td><td>CE015962</td><td>Provided as an oviposition substrate. Alternative products may be used, but we use this brand because it is relatively odorless. Lighter colors are used for contrast with eggs. Web address: https://www.bolt.com.au/115mm-36m-master-painters-bulk-roll-p80-medium-p-9396.html</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>Whatman</td><td>1001-150</td><td>Used as an alternative oviposition substrate. Other brands may be used</td></tr><tr><td>Latex gloves</td><td>SemperGuard</td><td>Z560979</td><td>Prevents mosquito bites on hands when blood feeding. Other brands may be used. Web address: http://www.sempermed.com/en/products/detail/semperguardR_latex_puderfrei_innercoated/</td></tr></tbody></table>

maintaining aedes aegypti mosquitoes infected with wolbachia

ボルバキア感染ネッタイシマカ蚊はデング熱、チクングニア、ジカなどアルボ ウイルスの広がりを制御するためのプログラムで利用されています。ボルバキア-互換性のない交配による人口サイズを減らすか、またはウイルスの伝播に難治性蚊個体群に変換するフィールドに感染した蚊を解放ことができます。成功するためにこれらの戦略は、実験室からフィールドに蚊がネイティブ蚊と競争力のある必要があります。ただし、実験室で蚊を維持、近親交配や遺伝的浮動フィールドに自分の体力を減らすことができるし、実験の結果を混同するかもしれない研究所適応誤る。フィールドの配置のための別のボルバキア感染症の適合性をテストするため複数世代にわたって管理されたラボ環境で蚊を維持するために必要です。我々 は両方のボルバキアに適している所にAe。 ネッタイシマカ蚊を維持するための単純なプロトコルを記述する-感染し、野生型の蚊。メソッド研究所適応を最小限にし、実験フィールド蚊との関連性を高めるためアウトブ リードを実装します。さらに、植民地は、オープン フィールドのリリースのための自分の体力を最大化する最適な条件の下で維持されます。

図 4は、 Ae。 ネッタイシマカ幼虫の発育に最適な栄養の影響を示しています。ときコンテナー幼虫 1 日あたりの食品の 0.25 mg または以下の両方の男性と女性、開発時間が増加は容器のより少ない同期提供 0.5 mg 食品の。幼虫の発育期間を通して十分な食糧を指定しない場合このメンテナンス スケジュールに悪影響があります。遅い開発個?...

Watch this Scientific Journal Video about Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia at JoVE.com

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

ネッタイシマカ蚊ボルバキアに感染維持

ボルバキアに感染しているネッタイシマカ蚊はアルボ ウイルスの伝達を抑制する自然集団にリリースされています。我々 は研究所適応と選択範囲を最小限に抑えるための対策を講じて実験およびフィールド ・ リリース、ボルバキア感染症研究室と後部Ae。 ネッタイシマカに方法を説明します。

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

maintaining-aedes-aegypti-mosquitoes-infected-with-wolbachia

Research

JoVE Journal

Biology

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

14.1K ビュー.  Bio21 Institute and University of Melbourne. ボルバキアに感染しているネッタイシマカ蚊はアルボ ウイルスの伝達を抑制する自然集団にリリースされています。我々 は研究所適応と選択範囲を最小限に抑えるための対策を講じて実験およびフィールド ・ リリース、ボルバキア感染症研究室と後部Ae。 ネッタイシマカに方法を説明します。

ビデオ: Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

New techniques and methods are being sought to try to win the battle against mosquitoes. Recent advances in molecular techniques have led to the development of new and innovative methods of mosquito control based around the Sterile Insect Technique (SIT)1-3. A control method known as RIDL&#160;(Release of Insects carrying a Dominant Lethal)4, is based around SIT, but uses genetic methods to remove the need for radiation-sterilization5-8. A RIDL&#160;strain of Ae. aegypti was successfully tested in the field in Grand Cayman9,10; further field use is planned or in progress in other countries around the world.
Mass rearing of insects has been established in several insect species and to levels of billions a week. However, in mosquitoes, rearing has generally been performed on a much smaller scale, with most large scale rearing being performed in the 1970s and 80s. For a RIDL&#160;program it is desirable to release as few females as possible as they bite and transmit disease. In a mass rearing program&#160;there are several stages to produce the males to be released: egg production, rearing eggs until pupation, and then sorting males from females before release. These males are then used for a RIDL&#160;control program,&#160;released as either pupae or adults11,12.
To suppress a mosquito population using RIDL&#160;a large number of high quality male adults need to be reared13,14. The following describes the methods for the mass rearing of OX513A, a RIDL&#160;strain of Ae. aegypti 8, for release and covers the techniques required for the production of eggs and mass rearing RIDL&#160;males for a control program.

Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

To achieve population suppression of Aedes aegypti using the RIDL&#174; (Release of Insects carrying a Dominant Lethal) system, large numbers of male mosquitoes need to be released. This requires the use of mass rearing techniques and technology to provide reliable systems to obtain the maximum number of high quality male mosquitoes.

ブラジルにおけるフィールドリリースのための遺伝子組み換え Aedes aegypti の大量生産

New techniques and methods are being sought to try to win the battle against mosquitoes. Recent advances in molecular techniques have led to the ...

環境学

Maintaining Wolbachia in Cell-free Medium

In this video protocol, procedures are demonstrated to (1) purify Wolbachia symbionts out of cultured mosquito cells, (2) use a fluorescent assay to ascertain the viability of the purified Wolbachia and (3) maintain the now extracellular Wolbachia in cell-free medium.  Purified Wolbachia remain alive in the extracellular phase but do not replicate until re-inoculated into eukaryotic cells.  Extracellular Wolbachia purified in this manner will remain viable for at least a week at room temperature, and possibly longer.  Purified Wolbachia are suitable for micro-injection, DNA extraction and other applications. 


This video describes a method for purifying Wolbachia pipientis from an Anopheles gambiae cell line and then culturing the endosymbiont in cell-free medium. An assay for viability of the bacterium is demonstrated.

無細胞培地でボルバキアの維持

In this video protocol, procedures are demonstrated to (1) purify Wolbachia symbionts out of cultured mosquito cells, (2) use a fluorescent assay to ...

生物学

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, Eastern equine encephalitis, lymphatic filariasis, and Saint Louis encephalitis. Notably, avian malaria has played a major role in the extinction of numerous endemic island bird species, while WNV has become an important vector-borne disease in the United States. To gain further insight into C. quinquefasciatus biology and expand their genetic control toolbox, we need to develop more efficient and affordable methods for genome engineering in this species. However, some biological traits unique to Culex mosquitoes, particularly their egg rafts, have made it difficult to perform microinjection procedures required for genome engineering. To address these challenges, we have developed an optimized embryo microinjection protocol that focuses on mitigating the technical obstacles associated with the unique characteristics of Culex mosquitoes. These procedures demonstrate optimized methods for egg collection, egg raft separation and other handling procedures essential for successful microinjection in C. quinquefasciatus. When coupled with the CRISPR/Cas9 genome editing technology, these procedures allow us to achieve site-specific, efficient and heritable germline mutations, which are required to perform advanced genome engineering and develop genetic control technologies in this important, but currently understudied, disease vector.

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

This protocol describes microinjection procedures for Culex quinquefasciatus embryos that are optimized to work with CRISPR/Cas9 gene editing tools. This technique can efficiently generate site-specific, heritable, germline mutations that can be used for building genetic technologies in this understudied disease vector.

キュレックス・キンケファシアトゥスにおける効率的な部位特異的変異誘発のための胚微小注入技術

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, ...

遺伝学

Small-Cage Laboratory Trials of Genetically-Engineered Anopheline Mosquitoes

Control of mosquito-borne pathogens using genetically-modified vectors has been proposed as a promising tool to complement conventional control strategies. CRISPR-based homing gene drive systems have made transgenic technologies more accessible within the scientific community. Evaluation of transgenic mosquito performance and comparisons with wild-type counterparts in small laboratory cage trials provide valuable data for the design of subsequent field cage experiments and experimental assessments to refine the strategies for disease prevention. Here, we present three different protocols used in laboratory settings to evaluate transgene spread in anopheline mosquito vectors of malaria. These include inundative releases (no gene-drive system), and gene-drive overlapping and non-overlapping generation trials. The three trials vary in a number of parameters and can be adapted to desired experimental settings. Moreover, insectary studies in small cages are part of the progressive transition of engineered insects from the laboratory to open field releases. Therefore, the protocols described here represent invaluable tools to provide empirical values that will ultimately aid field implementation of new technologies for malaria elimination.

The protocols reported here illustrate three alternative ways to assess the performance of genetically-engineered mosquitoes destined for vector control in laboratory-contained small cage trials. Each protocol is tailored to the specific modification the mosquito strain bears (gene drive or non-gene drive) and the types of parameters measured.

遺伝子組み換えアノフェリン蚊の小さいケージ実験室の試験

Control of mosquito-borne pathogens using genetically-modified vectors has been proposed as a promising tool to complement conventional control ...

Detecting Wolbachia Strain wAlbB in Aedes albopictus Cell Lines

As a maternally harbored endosymbiont, Wolbachia infects large proportions of insect populations. Studies have recently reported the successful regulation of RNA virus transmission using Wolbachia-transfected mosquitoes. Key strategies to control viruses include the manipulation of host reproduction via cytoplasmic incompatibility and the inhibition of viral transcripts via immune priming and competition for host-derived resources. However, the underlying mechanisms of the responses of Wolbachia-transfected mosquitoes to viral infection are poorly understood. This paper presents a protocol for the in vitro identification of Wolbachia infection at the nucleic acid and protein levels in Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) Aa23 cells to enhance the understanding of the interactions between Wolbachia and its insect vectors. Through the combined use of polymerase chain reaction (PCR), quantitative PCR, western blot, and immunological analytical methods, a standard morphologic protocol has been described for the detection of Wolbachia-infected cells that is more accurate than the use of a single method. This approach may also be applied to the detection of Wolbachia infection in other insect taxa.

Detecting Wolbachia Strain wAlbB in Aedes albopictus Cell Lines

Four methods were used to detect intracellular Wolbachia, which complemented each other and improved the detection accuracy of Wolbachia infection of Aedes albopictus-derived Aa23 and Aa23-T&#160;cured of native Wolbachia infection using antibiotics.

ヒトスジシマカ細胞株における ボルバキア 株 wAlbBの 検出

As a maternally harbored endosymbiont, Wolbachia infects large proportions of insect populations. Studies have recently reported the successful regulation ...

免疫・感染学

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, most notably developmental arrest and reduced metabolism. Global gene expression profiling via RNA-Seq can provide important insights into the transcriptional mechanisms of photoperiodic diapause. The Asian tiger mosquito, Aedes albopictus, is an outstanding organism for studying the transcriptional bases of diapause due to its ease of rearing, easily induced diapause, and the genomic resources available. This manuscript presents a general experimental workflow for identifying diapause-induced transcriptional differences in A. albopictus. Rearing techniques, conditions necessary to induce diapause and non-diapause development, methods to estimate percent diapause in a population, and RNA extraction and integrity assessment for mosquitoes are documented. A workflow to process RNA-Seq data from Illumina sequencers culminates in a list of differentially expressed genes. The representative results demonstrate that this protocol can be used to effectively identify genes differentially regulated at the transcriptional level in A. albopictus due to photoperiodic differences. With modest adjustments, this workflow can be readily adapted to study the transcriptional bases of diapause or other important life history traits in other mosquitoes.

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

RNA-Seq analyses are becoming increasingly important for identifying the molecular underpinnings of adaptive traits in non-model organisms. Here, a protocol to identify differentially expressed genes between diapause and non-diapause Aedes albopictus mosquitoes is described, from mosquito rearing, to RNA sequencing and bioinformatics analyses of RNA-Seq data.

アジアのタイガーモスキートにおける日長休眠のRNA-seqの分析のための実験とバイオインフォマティクス·プロトコル、<em&gt;ヒトスジシマカ</em

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, ...

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates (EAgaL Plates)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness parameters, in particular egg production and hatch rates at the individual level, conventional methods have put a substantial burden on investigators due to high labor intensity and laboratory space requirements. Described is a simple method using 24 well tissue culture plate with agarose in each well and digital imaging of each well to determine egg numbers and hatch rates at an individual level with substantially reduced time and space requirements.

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates EAgaL Plates

Described is a time and space-saving method to count eggs and determine hatch rates of individual mosquitoes using 24 well tissue culture plates, which can substantially increase the scale and speed of fecundity and fertility assays.

24ウェル組織培養プレート(EAgaLプレート)を用いた Aedes aegypti のフェクアンディティと不妊治療アッセイの改善

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness ...

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no prevention. Control of mosquito vectors can rely on chemicals applied to the immature and adult stages, which can contribute to the mortality of non-targets and more importantly, lead to insecticide resistance in the vector. The sterile insect technique (SIT) is a method of controlling populations of pests through the release of sterilized adult males that mate with wild females to produce non-viable offspring. This paper describes the process of producing sterile males for use in an operational SIT program for the control of Aedes aegypti mosquitoes. Outlined here are the steps used in the program including rearing and maintaining a colony, separating male and female pupae, irradiating and marking adult males, and shipping Aedes aegypti males to the release site. Also discussed are procedural caveats, program limitations, and future objectives.

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

The sterile insect technique (SIT) is used to control specific, medically important mosquito populations that may be resistant to chemical controls. Here, we describe a method of mass rearing and preparation of sterile male mosquitoes for release in an operational SIT program targeting the Aedes aegypti mosquito.

照射され、マークされたオスの ネッタイシマカ を、操作可能な滅菌昆虫技術プログラムで放出するための準備

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no ...

Using the Fluorescent Dye, Rhodamine B, to Study Mating Competitiveness in Male Aedes aegypti Mosquitoes

The success of sterile or incompatible insect technique-based population suppression programs depends on the ability of released males to compete for wild-type females and induce sterility in the target population. Hence, laboratory assessment of male mating competitiveness is essential for evaluating the release strain&#8217;s fitness before field release. Conventionally, such an assay is performed by determining the proportion of viable eggs produced by the females after being simultaneously exposed to two sets of males (wild-type and release strains) for copulation. However, this process is time-consuming and laborious due to the need to first blood-feed the females for egg production and then hatch and enumerate the hatched eggs to determine egg viability.&#160;
Moreover, this method cannot discern the degree of competitiveness between two sterile or Wolbachia-infected mosquito lines as wild-type female mosquitoes will only produce non-viable eggs upon mating with both. To circumvent these limitations, this paper describes a more direct method of measuring male mosquito mating competitiveness in laboratory settings using the fluorescent dye, rhodamine B (RhB), which can be used to mark males by feeding them in sucrose solution containing RhB. After the mating assay, the presence of fluorescing sperms in the spermathecae of a female can be used to determine her mating partner. This method is cost-effective, reduces the experimental time by 90% and allows comparison of mating fitness between two sterile or Wolbachia-infected lines.&#160;

Using the Fluorescent Dye, Rhodamine B, to Study Mating Competitiveness in Male Aedes aegypti Mosquitoes

Here, we present a protocol for studying mating competitiveness of male Aedes aegypti using fluorescent dye as a marker. Female mosquitoes are exposed to both marked and unmarked males for copulation. Post mating, their spermathecae are examined under a fluorescence microscope to determine their mating partner.

蛍光色素、ローダミンBを用いて、オス のアエデスアエジプティ 蚊の交配競争力を研究する

The success of sterile or incompatible insect technique-based population suppression programs depends on the ability of released males to compete for ...

Quantifying Fitness Costs in Transgenic Aedes aegypti Mosquitoes

Transgenic mosquitoes often display fitness costs compared to their wild-type counterparts. In this regard, fitness cost studies involve collecting life parameter data from genetically modified mosquitoes and comparing them to mosquitoes lacking transgenes from the same genetic background. This manuscript illustrates how to measure common life history traits in the mosquito Aedes aegypti, including fecundity, wing size and shape, fertility, sex ratio, viability, development times, male contribution, and adult longevity. These parameters were chosen because they reflect reproductive success, are simple to measure, and are commonly reported in the literature. The representative results quantify fitness costs associated with either a gene knock-out or a single insertion of a gene drive element. Standardizing how life parameter data are collected is important because such data may be used to compare the health of transgenic mosquitoes generated across studies or to model the transgene fixation rate in a simulated wild-type mosquito population. Although this protocol is specific for transgenic Aedes aegypti, the protocol may also be used for other mosquito species or other experimental treatment conditions, with the caveat that certain biological contexts may require special adaptations.

Quantifying Fitness Costs in Transgenic Aedes aegypti Mosquitoes

The present protocol describes how to measure common life parameter data in Aedes aegypti mosquitoes, including fecundity, wing size, fertility, sex ratio, viability, development times, male contribution, and adult longevity. These measurements can be used to assess the fitness of transgenic mosquitoes.

トランスジェニック ネッタイシマカ の適応コストの定量化

Transgenic mosquitoes often display fitness costs compared to their wild-type counterparts. In this regard, fitness cost studies involve collecting life ...

ネッタイシマカ蚊ボルバキアに感染維持

要約

さらに動画を探す

この動画の章

ブラジルにおけるフィールドリリースのための遺伝子組み換え Aedes aegypti の大量生産

無細胞培地でボルバキアの維持

キュレックス・キンケファシアトゥスにおける効率的な部位特異的変異誘発のための胚微小注入技術

遺伝子組み換えアノフェリン蚊の小さいケージ実験室の試験

ヒトスジシマカ細胞株におけるボルバキア株 wAlbBの検出

アジアのタイガーモスキートにおける日長休眠のRNA-seqの分析のための実験とバイオインフォマティクス·プロトコル、

24ウェル組織培養プレート(EAgaLプレート)を用いた Aedes aegypti のフェクアンディティと不妊治療アッセイの改善

照射され、マークされたオスのネッタイシマカを、操作可能な滅菌昆虫技術プログラムで放出するための準備

蛍光色素、ローダミンBを用いて、オスのアエデスアエジプティ蚊の交配競争力を研究する

トランスジェニックネッタイシマカの適応コストの定量化

ネッタイシマカ蚊ボルバキアに感染維持

要約

さらに動画を探す

この動画の章

ブラジルにおけるフィールドリリースのための遺伝子組み換え Aedes aegypti の大量生産

無細胞培地でボルバキアの維持

キュレックス・キンケファシアトゥスにおける効率的な部位特異的変異誘発のための胚微小注入技術

遺伝子組み換えアノフェリン蚊の小さいケージ実験室の試験

ヒトスジシマカ細胞株における ボルバキア 株 wAlbBの 検出

アジアのタイガーモスキートにおける日長休眠のRNA-seqの分析のための実験とバイオインフォマティクス·プロトコル、

24ウェル組織培養プレート(EAgaLプレート)を用いた Aedes aegypti のフェクアンディティと不妊治療アッセイの改善

照射され、マークされたオスの ネッタイシマカ を、操作可能な滅菌昆虫技術プログラムで放出するための準備

蛍光色素、ローダミンBを用いて、オス のアエデスアエジプティ 蚊の交配競争力を研究する

トランスジェニック ネッタイシマカ の適応コストの定量化

ヒトスジシマカ細胞株におけるボルバキア株 wAlbBの検出

照射され、マークされたオスのネッタイシマカを、操作可能な滅菌昆虫技術プログラムで放出するための準備

蛍光色素、ローダミンBを用いて、オスのアエデスアエジプティ蚊の交配競争力を研究する

トランスジェニックネッタイシマカの適応コストの定量化