Name: osteoarthritis pain model induced by intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats
Uploaded: 2020-05-20T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 9 s
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この研究は、中国浙江省自然科学財団(助成金番号:LY17H270016)、中国国家自然科学財団(助成金番号:81774331、81873049、および81673997)、および浙江省中国伝統中国医学科学技術プロジェクト(助成金番号:2013ZQ007および2016ZZ011)から資金提供を受けました。

動物を対象とする手順は、浙江中国医科大学の医療規範および倫理委員会によって承認されており、実験動物の使用と世話に関する中国の法律に準拠しています。
1.膝へのモノヨードアセテートの関節内注射
<ol><li>1週間の順応後、体重180〜200 g(4〜5週齢)の雄のSprague-Dawleyラット40匹をランダムかつ均等に4つのグループ(n = 10匹/グループ)に分けます。. 注:対照群のラットは関節内注射されます 50μLの生理食塩水、実験群のラットは0.5、1.5、または3mgのMIAで治療されます それぞれ50μLの生理食塩水に溶解しました。</li>
	<li>注射当日、15、30、60 mg / mL濃度の滅菌生理食塩水(0.9%NaCl)中のMIA溶液と、滅菌生理食塩水(0.9%NaCl)中の10%ペントバルビタール溶液を新たに調製します。 注意:MIAは、粘膜、上気道、眼、皮膚、その他の組織に非常に破壊的な影響を及ぼします。したがって、溶液を調製するときはマスクと手袋をお勧めします。</li>
	<li>60 mg / kgのケタミンと5 mg / kgのキシラジン(どちらも生理食塩水で調製)の腹腔内注射によってラットを麻酔します。.ラットのつま先をピンセットでそっと固定して麻酔を確認します。</li>
	<li>ラットを背中を下に向けて置きます。膝を剃り、膝関節の周囲をアルコールで拭きます。</li>
	<li>膝を90°の角度に保ち、膝蓋骨の下の白い膝蓋骨腱を明らかにします。膝蓋骨腱を指先で押して、膝蓋骨の下の隙間を見つけます。</li>
	<li>注入部位としてギャップと外側膝蓋腱の接合部を選択します。次に、26Gの針を約5mmの部位に垂直に挿入します。針が関節腔にあるときは抵抗を感じないでください。 注意: 針を注射部位に対して垂直に保つことが重要です。</li>
	<li>50 μLの生理食塩水またはMIA溶液を関節腔に注入します。ゆっくりと針を引き出し、逆流と漏れを最小限に抑えるために注射部位にガーゼを巻き付けます。麻酔が回復したら、ガーゼを外します。</li>
	<li>セクション2で説明されているように、注射後1、7、14、21、28、および35日目に痛みに関連する行動をテストします。</li>
</ol>2.行動評価
<ol><li>機械的引き出ししきい値(MWT) 注:MWTはフォンフライテスト13 によって測定され、観察者は動物が受けた注射を知らされていませんでした。<ol><li>ラットを、テーブルから50 cm上に吊り下げられた金網のベースを備えた高架プラスチックケージ(17 cm x 11 cm x 13 cm)に入れます。テスト環境が静かであることを確認し、ラットに環境に適応するために30分を与えます。</li>
		<li>フォンフレイ針を各ラットの後足の足底面に垂直に押します。足の持ち上げまたは足の舐めが発生するまで、圧力を徐々に(約20 g / s)直線的に上げます。</li>
		<li>前のしきい値よりも低い力を使用して、しきい値が最小の撤退力であることを確認します。各ラットを少なくとも3〜5分間隔で3回以上テストします。</li>
		<li>足の離脱反射を誘発する最小の力を記録します。ラットのMWTとしてデータを平均します。</li>
	</ol></li>
	<li>熱離脱遅延 (TWL) 注:TWLは足底試験装置(材料表)を使用して測定され、観察者は動物が受けた注射を知らされていませんでした。<ol><li>プレキシガラスの箱(60 cm x 20 cm x 14 cm、6つのコンパートメントに分けて)を厚さ3 mmのガラス板に置き、ラットを箱に入れます(各コンパートメントに1つずつ)。環境が静かで、室温が一定であることを確認してください。</li>
		<li>テスト環境に適応するためにラットに30分を与えます。</li>
		<li>赤外線放射計を介して熱刺激を校正します。希望の赤外線強度を70単位に設定します。</li>
		<li>赤外線エミッター/検出器を、テストする足の中央の真下の容器に置きます。</li>
		<li>スタートボタンを押します。タイマーが自動的に開始されます。コントローラーは、足の動きが発生するとすぐに赤外線を自動的にオフにし、タイマーを完全に停止します。</li>
		<li>足の撤退と足の舐めの出現時の反応時間を記録します。 注:テストの肯定的な反応は、足の撤退と足の舐めと見なされます。足の離脱のみが起こる場合、それは肯定的な反応ではなくラットの随意運動と見なされるべきです。</li>
		<li>テストを3回以上繰り返します。ラットのTWLとしてデータを平均します。 注意: 輻射熱の各暴露は20秒を超えてはなりません。同じ後足での赤外線刺激は、少なくとも3〜5分離れている必要があります。</li>
	</ol></li>
	<li>歩行パターン分析 注:歩行パターン分析はイメージングシステム(材料表)を使用して測定され、観察者は動物が受けた注射を知らされていませんでした。<ol><li>歩行コンパートメントの両端にあるノブを使用して、ウォーキングコンパートメントの長さをラットに適した長さ(61 cmなど)に調整します。</li>
		<li>ラットを歩行コンパートメントに入れ、正式な実験の前に、18 cm / sの速度で少なくとも5ステップサイクル中断することなく走るようにラットを訓練します。 注:ラットを最初に歩行コンパートメントに配置すると、速度は約20 cm / sに設定され、約2秒走るときに停止できます。次に、速度を18 cm / sに設定します。ラットが歩行中に一時停止または後退する場合は、パーティションでラットの背中をそっとタップします。速度を18 cm / sから10 cm / sに徐々に下げてみてください。ラットが最終的にテストを実行できない場合は、テスト用に別のラットを選択することが許容されます。</li>
		<li>トレッドミルが目標速度(18 cm / s)に達するまで、トレッドミルの速度をゆっくりと上げます。透明なトレッドミルベルトの下に取り付けられた高速デジタルビデオカメラを使用して、ラットの連続的な動きの少なくとも5秒のビデオをキャプチャします。</li>
		<li>各ラットを少なくとも5分間隔でテストして、少なくとも3回の中断のない実行を取得します。</li>
		<li>「バウンディングボックス」を描画して、イメージングソフトウェアで動物の散歩画像の境界を定義し、各ビデオの実行速度を入力します。ビデオをグループとして選択し、ソフトウェアによってビデオを自動的に処理します。ビデオを処理した後、ソフトウェアはいくつかのスプレッドシートを出力して、スタンス、スイング、ブレーキ、推進力、ケイデンス、ステップシーケンスなどの歩行インデックスを報告します。</li>
		<li>総足面積(cm2)、平均歩幅(cm)、および歩幅を結合します。 注:総足面積は、ラットの各グループの4つの足の総面積の平均であり、足面積は、ステップサイクルのスタンスフェーズ中にトレッドミルと接触する最大足面積として定義されます。ストライドの長さは、1つの完全なストライドにおける同じ足の最初の接触間の距離です。単位歩幅=平均歩幅(cm)/体長(cm)。</li>
	</ol></li>
</ol>3. 病理組織学的・免疫組織化学的解析
<ol><li>ペントバルビタールナトリウムを150 mg / kg(生理食塩水で調製)で腹腔内注射することにより、ラットを安楽死させます。.組織学的分析のためにすぐに膝関節を切除します。</li>
	<li>関節を10%ホルマリンで24時間固定し、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)中の10%EDTAで8週間脱灰してから、関節をパラフィンに埋め込みます。 注意: ホルマリンは、目、皮膚、気道の炎症を引き起こす可能性があります。.フードで取り扱う必要があります。</li>
	<li>パラフィン包埋接合部をミクロトームで厚さ3 mmで切片化し、蒸留水を入れた40°Cの水浴に浮かべます。</li>
	<li>セクションをスライドガラスに移します。スライドを一晩乾燥させ、スライドを室温(RT)で保存して、次の染色を継続します。</li>
	<li>スライドを60°Cのオーブンに4時間入れて脱パラフィンします。</li>
	<li>スライドをキシレン、キシレン、100%エタノール、100%エタノール、95%エタノール、80%エタノール、75%エタノールにそれぞれRTで5分間連続して浸します。</li>
	<li>ステップ3.8−3.12に記載されているように、ヘマトキシリンおよびエオジン(H&E)、サフラニン-O(SO)およびアルシアンブルーヘマトキシリン(ABH)、ならびにラットII型コラーゲン(Col2)、X型コラーゲン(Col10)およびマトリックスメタロプロテイナーゼ13(MMP13)に対する抗体で切片を染色する。</li>
	<li>H&E染色<ol><li>スライドを脱イオンH2Oで3分間すすぎます。スライドをヘマトキシリンで3〜5分間染色します。</li>
		<li>ヘマトキシリンが表面に残らなくなるまで、脱イオンH2O 3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドをエオジンで30秒間染色します。次に、表面にエオジンが残らなくなるまで、脱イオンH2O 3xでそれぞれ1分間スライドします。</li>
		<li>スライドを0.1%アンモニアに10〜20秒間浸します。次に、スライドを脱イオンH2O3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを95%エタノール、100%エタノール、キシレン、キシレン、キシレンにそれぞれ1分間連続して浸します。</li>
		<li>スライドを中性樹脂で覆います。</li>
	</ol></li>
	<li>SO染色<ol><li>スライドを脱イオンH2Oで3分間すすぎます。スライドをヘマトキシリンで3〜5分間染色します。</li>
		<li>1%酸性アルコール(約3秒)ですばやく区別します。次に、ヘマトキシリンが表面に残らなくなるまで、脱イオンH2O 3xでそれぞれ1分間スライドします。</li>
		<li>スライドをファストグリーン(FCF)溶液で5分間染色します。次に、スライドを脱イオンH2O3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドをSOで1〜2分間染色します。次に、スライドを脱イオンH2O3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを1%酢酸で1〜2分間すすぎ、残留FCFを除去します。スライドを脱イオンH2Oで1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを95%エタノール、100%エタノール、キシレン、キシレン、キシレンにそれぞれ1分間連続して浸します。</li>
		<li>スライドを中性樹脂で覆います。</li>
	</ol></li>
	<li>ABH染色<ol><li>スライドを脱イオンH2Oで3分間すすぎます。スライドを1%酸性アルコールに30秒間浸し、ペーパータオルで簡単に水気を切ります(すすがないでください)。</li>
		<li>スライドをABHに1時間浸します。次に、ABHが表面に残らなくなるまで、脱イオンH2O3xでスライドをそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>1%酸性アルコール(約3秒)ですばやく区別します。スライドを脱イオンH2O 3x、それぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを0.5%アンモニウム水に15秒間浸します。次に、スライドを脱イオンH2O3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを95%エタノールに1分間浸します。スライドをエオシン/オレンジG溶液に1.5分間浸します。</li>
		<li>スライドを95%エタノール、100%エタノール、キシレン、キシレン、キシレンにそれぞれ1分間連続して浸します。</li>
		<li>スライドを中性樹脂で覆います。</li>
	</ol></li>
	<li>すべてのスライドを顕微鏡で調べ、マンキンのスコアリングシステム14に従って、二重盲検観察によって0〜13のスケールで統計的に等級付けします。</li>
	<li>免疫組織化学<ol><li>スライドを脱イオンH2Oで3分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを0.1 Mクエン酸ナトリウムに浸し、スライドを60°Cのオーブンに4時間入れて抗原を回収します。</li>
		<li>スライドをPBSの0.3%トリトンX-100に10分間浸します。次に、スライドをPBSで2回、それぞれ3分間すすぎます。</li>
		<li>RTのメタノール中の3%H2 O2溶液中で切片を10分間インキュベートして、内因性ペルオキシダーゼ活性を遮断します。スライドをPBSで2回、それぞれ3分間すすぎます。</li>
		<li>切片をPBS中の5%ヤギ血清でRTで30分間インキュベートし、非特異的結合をブロックします。スライドをPBSで2回、それぞれ3分間すすぎます。</li>
		<li>ラットII型コラーゲン(Col2)、X型コラーゲン(Col10)、およびマトリックスメタロプロテイナーゼ13(MMP13)に対する100 μLのPBS希釈(1:1,000)一次抗体を用いて、切片を4°Cで一晩インキュベートします。スライドをPBSで2回、それぞれ3分間すすぎます。</li>
		<li>100 μLのPBS希釈(1:1,000)二次抗体(ヤギ抗マウス二次抗体またはヤギ抗マウス二次抗体)で切片をRTで20分間インキュベートします。 スライドをPBSで2回、それぞれ3分間すすぎます。</li>
		<li>切片を100 μLの3,3′-ジアミノベンジジン(DAB)作業溶液でインキュベートします。発色反応がエピトープ部位を茶色に変えるので、反応を監視します。 注意:DABは発がん性物質です。DABを使用するときは、常に手袋を着用し、フードをかぶって作業してください。 注意: 発色の時間は数秒から10分までさまざまです。</li>
		<li>切片に茶色が発達したらすぐに、脱イオンH2O 2x、それぞれ3分でスライドをすすぎます。</li>
		<li>スライドをヘマトキシリンに1〜2分間浸して、スライドを対比染色します。次に、スライドを脱イオンH2O3xでそれぞれ1分間すすぎます。</li>
		<li>スライドを95%エタノール、100%エタノール、キシレン、キシレン、キシレンにそれぞれ1分間連続して浸します。</li>
		<li>スライドを中性樹脂で覆います。</li>
		<li>切片の抗体染色の色を顕微鏡で観察します。</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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B., Zaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+constitutes+an+"animal+model+of+osteoarthritis"--the+need+for+consensus.">What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).</li></ol>

著者は開示するものは何もありません。

MIAによって誘発されるOAのラットモデルは、十分に確立され、広く使用されているモデルです。MIAの関節内注射は、最初に重度で急性の炎症を引き起こし、OA17,18のより長く変性段階を引き起こします。本研究では、MWTとTWLによる侵害受容感度を測定し、イメージングシステムで歩行変化を評価しました。以前の報告では、MIAの注射が求心性膝関節?...

変形性関節症(OA)は世界で最も一般的な関節疾患であり、成人の推定10〜12%の人口に影響を及ぼします1。最も一般的に関与する関節は膝であり、OAは高齢者、特に女性の発生率が高くなっています2。慢性疾患として、OAは数十年にわたって徐々に進行し、軟骨喪失、滑膜炎症、骨植物症、機能低下、慢性疼痛などの症状を伴う関節不全に発展します3。世界保健機関(WHO)によると、OAは女性で4番目に蔓延している病気であり、男性で8番目に蔓延している病気です。2020年までに、OAはヒトで4番目に障害のある病気になる可能性があります4。しかし、現在利用可能なOA療法は症状のみに対処し、関節置換術までの時間を延長します5。
ヒト患者の自発的OAは、関節関連疼痛などの臨床症状を引き起こすのに長い時間がかかることが多い6。OAの初期段階では、痛みは通常断続的であり、病気が進行するにつれてより頻繁かつ重篤になり、患者の主な不満になります7。そのため、疼痛緩和療法を促進するために、過去半世紀にわたってOA疼痛の広範な動物モデルが開発されてきました。OAモデルは、古典的に自発モデルと誘発モデルに分けられてきた。自発的モデルには、自然発生モデルと遺伝子組み換えモデルが含まれ、ヒトの一次OAの経過をより厳密にシミュレートできます8。誘発モデルは、一般に2つのカテゴリーに分けることができる:1)手術または他の外傷によって誘発される心的外傷後OA;または2)軟骨毒性または炎症誘発性物質の関節内注射3。これらのモデルはOAの病態生理学的研究の基礎を築き、疼痛軽減や機能向上のための薬剤開発に大きく貢献しています。
最近、OAモデリングに最も広く使用されている誘導物質はモノヨードアセテート(MIA)です。グリセルアルデヒド-3-リン酸デヒドロゲナーゼの阻害剤であるMIAは、軟骨基質の変化、分解、軟骨の喪失、滑膜炎、およびヒト変形性関節症の病理学的変化と同様のその他の変化を引き起こす可能性があります9。MIAの関節内注射は、MIA投与後28日目に継続的な疼痛を誘発したことが注目されており、MIAモデルが慢性侵害受容性疼痛の調査に有用である可能性があることを示している10、11、12。この研究では、雄のSprague-Dawleyラットは、膝関節に0.5、1.5、または3 mgのMIAを含む関節内注射を受けました。MIA誘発性関節痛の重症度は、注射後1、7、14、21、28、および35日目の機械的および熱的感受性の評価によって測定されました。これに基づいて、注射後28日目の歩行パターンと組織学的変化を評価するための最終濃度として1.5 mgのMIAが選択されました。

<table><tbody><tr><td>Anti-Collagen II antibody</td><td>Abcam(UK)</td><td>34712</td><td>Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)</td></tr><tr><td>Anti-Collagen X (Col10) antibody</td><td>Abcam(UK)</td><td>49945</td><td>Primary antibody for IHC</td></tr><tr><td>DigiGait Imaging System</td><td>Mouse Specifics (Boston, MA, USA)</td><td></td><td>Equipment for gait patterns analyses</td></tr><tr><td>Eosin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861006</td><td>The dye for HE staining</td></tr><tr><td>Fast Green FCF</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7252</td><td>The dye for SO staining</td></tr><tr><td>Goat anti-mouse antibody</td><td>ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td><td>PV-9002</td><td>Secondary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Goat anti-rabbit antibody</td><td>ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td><td>PV-9001</td><td>Secondary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Hematoxylin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3163</td><td>The dye for HE staining</td></tr><tr><td>MIA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I4386-10G</td><td>powder</td></tr><tr><td>MMP13</td><td>Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>69926</td><td>Primary antibody for IHC</td></tr><tr><td>Modular tissue embedding center</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>EC 350</td><td>Produce paraffin blocks.</td></tr><tr><td>Plantar Test apparatus</td><td>UgoBasile (Italy)</td><td>37370</td><td>Equipment for TWL assay</td></tr><tr><td>PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time)</td><td>TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China)</td><td>RR037A</td><td>Extracte total RNA from cultured cells</td></tr><tr><td>Rotary and Sliding Microtomes</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Precise paraffin sections.</td></tr><tr><td>Safranin-O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2255</td><td>The dye for SO staining</td></tr><tr><td>Tissue-Tek VIP 5 Jr</td><td>Sakura (Japan)</td><td></td><td>Vacuum Infiltration Processor</td></tr></tbody></table>

osteoarthritis pain model induced by intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats

変形性関節症(OA)の現在の動物モデルは、自発モデルと誘発モデルに分けることができ、どちらもヒトOAの病態生理学的変化をシミュレートすることを目的としています。しかし、OA後期の主な症状として、痛みは患者の日常生活に影響を与え、利用可能なモデルは多くありません。モノヨードアセテート(MIA)誘発モデルは、最も広く使用されているOA疼痛モデルであり、主にげっ歯類で使用されます。MIAはグリセルアルデヒド-3-リン酸デヒドロゲナーゼの阻害剤であり、軟骨細胞死、軟骨変性、骨棘、および動物の行動の測定可能な変化を引き起こします。さらに、マトリックスメタロプロテイナーゼ(MMP)および炎症誘発性サイトカイン(IL1 βおよびTNF α)の発現変化は、MIA誘発モデルで検出できます。これらの変化は、ヒトにおけるOA病態生理学的状態と一致しており、MIAが測定可能で成功したOA疼痛モデルを誘発し得ることを示している。この研究は、ラットにおけるMIAの関節内注射の方法論を説明し、結果として生じる痛みに関連する行動と組織病理学的変化について議論することを目的としています。

この方法論を用いて、ラットのOA疼痛モデルを確立し、結果として生じる変化を検出した。MWTおよびTWLは、それぞれ機械的異痛症および熱痛覚過敏を反映した。 図1に示されるように、MIAは、用量依存的に存在する機械的異痛症および熱痛覚過敏を誘発する。驚くべきことに、MWTの減少は21日から28日にかけてピークに達し、その後リバウンドし、この段階で関節修復が?...

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Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

本研究では、ラットにおけるモノヨード酢酸の関節内注射法について述べ、結果として生じる疼痛関連行動および組織病理学的変化について議論し、将来の応用の参考となる。

ラットにおけるモノヨードアセテートの関節内注射により誘発される変形性関節症疼痛モデル

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

osteoarthritis-pain-model-induced-intra-articular-injection-mono

Research

JoVE Journal

Medicine

8.1K ビュー.  Zhejiang Chinese Medical University. 本研究では、ラットにおけるモノヨード酢酸の関節内注射法について述べ、結果として生じる疼痛関連行動および組織病理学的変化について議論し、将来の応用の参考となる。

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Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

ラットの坐骨神経と疼痛過敏テストの慢性的なくびれ

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

医学

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

ヒアルロン酸ナトリウムの網膜下注入によるげっ歯類における網膜剥離モデル

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

磁気マイクロスフェアの眼注射によって誘発実験緑内障

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

Inflammatory TMJ Pain Mouse Model: Bite Force and Von Frey Filament Assessments

Temporomandibular Joint Pain Measurement by Bite Force and Von Frey Filament Assays in Mice

Temporomandibular joint (TMJ) pain and osteoarthritis (OA) are common and debilitating disorders that impair patients' quality of life. The mechanisms driving diseases-related pain are poorly understood, and current treatments fail to provide effective and long-term therapeutic effects. Additionally, pain assessment in research, particularly orofacial pain, poses several challenges that complicate studies in both clinical and basic science settings. Therefore, we have established an inflammatory TMJ pain mouse model via intra-articular injection of CFA (Complete Freund's Adjuvant) and evaluated pain behaviors by bite force measurement and the von Frey filament test. Mice with CFA injection exhibited orofacial pain behaviors compared to PBS injection, including reduced bite force and head withdrawal threshold in the von Frey filament test. These methods are relatively easy to execute to have reproducible results and can be potentially extended to pain studies for other disease models related to TMJ disorders. Together, bite force, and the von Frey filament tests are reliable in measuring orofacial pain, as demonstrated in CFA injection-induced painful TMJOA mouse models.

This protocol describes how measuring bite force and head withdrawal threshold can capture pain behavior in Complete Freund's Adjuvant (CFA)-induced inflammatory temporomandibular joint (TMJ) pain.

Temporomandibular joint (TMJ) pain and osteoarthritis (OA) are common and debilitating disorders that impair patients' quality of life. The mechanisms ...

行動学

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

マウスにおける変形性関節症の痛みのMonoiodoacetateモデル

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

ラットおよびマウスの Circumlimbal 縫合による緑内障のモデル

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

Spontaneous and Evoked Measures of Pain in Murine Models of Monoarticular Knee Pain

Pain is the main cause of disability from arthritis. There is currently an unmet need for adequate treatments for arthritis pain. Pre-clinical models are necessary and useful for studying the mechanisms of pain and for evaluating efficacy of arthritis therapies. Measuring pain in animal models of arthritis is challenging. We have developed methods for measuring evoked and spontaneous pain in three models of murine arthritis. We quantitate the evoked pain responses of mice subjected to firm palpation of a painful knee. We also evaluate spontaneous pain by the proportion of weight and the amount of time placed on each of their 4 limbs after induction of arthritis pain in one knee. Joint pain in these mouse models produces a significant increase in evoked pain responses and an alteration in weight bearing. Since mice are quadrupeds, they offload the painful limb to the contralateral limb, to the forelimbs, or some combination. These methods are simple, require minimal equipment, and are reproducible and sensitive for detecting pain. They are useful for studying both disease-modifying arthritis treatments and analgesics in mice.

We have developed an evoked measure of arthritis pain and coupled it with a standardized method for measuring spontaneous pain in different murine models of chemically induced arthritis. These measures are sensitive and reproducible for different types of joint pain.

自発および誘発単膝痛症マウスモデルでの痛み対策

Pain is the main cause of disability from arthritis. There is currently an unmet need for adequate treatments for arthritis pain. Pre-clinical models are ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

膝変形性関節症リハビリテーションのための下半身ポジティブ圧力トレッドミル

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

修正Videman法を用いたウサギのKOAモデルの確立

Application of Acupotomy in a Knee Osteoarthritis Model in Rabbit

Knee osteoarthritis (KOA) is one of the most frequently encountered diseases in the orthopedic department, which seriously reduces the quality of life of people with KOA. Among several pathogenic factors, the biomechanical imbalance of the knee joint is one of the main causes of KOA. Acupotomology believes that restoring the mechanical balance of the knee joint is the key to treating KOA. Clinical studies have shown that acupotomy can effectively reduce pain and improve knee mobility by reducing adhesion, contracture of soft tissues, and stress concentration points in muscles and tendons around the knee joint. 
In this protocol, we used the modified Videman method to establish a KOA model by immobilizing the left hindlimb in a straight position. We have outlined the method of operation and the precautions related to acupotomy in detail and evaluated the efficacy of acupotomy in conjunction with the theory of "Modulating Muscles and Tendons to Treat Bone Disorders" through the detection of the mechanical properties of quadriceps femoris and tendon, as well as cartilage mechanics and morphology. The results show that acupotomy has a protective effect on cartilage by adjusting the mechanical properties of the soft tissues around the knee joint, improving the cartilage stress environment, and delaying cartilage degeneration.

著者スポットライト:変形性膝関節症の治療における鍼切術の作用機序の調査

In this protocol, a knee osteoarthritis model was prepared using the modified Videman method, and the operation procedures and precautions of acupotomy are detailed. The effectiveness of acupotomy has been demonstrated by testing the mechanical properties of quadriceps femoris and tendon and the mechanical and morphological properties of cartilage.

ウサギの変形性膝関節症モデルにおける鍼切開術の適用

Knee osteoarthritis (KOA) is one of the most frequently encountered diseases in the orthopedic department, which seriously reduces the quality of life of ...

ラットにおけるモノヨードアセテートの関節内注射により誘発される変形性関節症疼痛モデル

要約

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ラットの坐骨神経と疼痛過敏テストの慢性的なくびれ

ヒアルロン酸ナトリウムの網膜下注入によるげっ歯類における網膜剥離モデル

磁気マイクロスフェアの眼注射によって誘発実験緑内障

Temporomandibular Joint Pain Measurement by Bite Force and Von Frey Filament Assays in Mice

マウスにおける変形性関節症の痛みのMonoiodoacetateモデル

ラットおよびマウスの Circumlimbal 縫合による緑内障のモデル

自発および誘発単膝痛症マウスモデルでの痛み対策

膝変形性関節症リハビリテーションのための下半身ポジティブ圧力トレッドミル

ウサギの変形性膝関節症モデルにおける鍼切開術の適用

ウサギの変形性膝関節症モデルにおける鍼切開術の適用