마우스의 소설 미세 수술 이소성 모델, 욕실 공산권 가슴 벽, 흉선, 및 심장 이식

요약

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

초록

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.^1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

서문

Cardiac transplantation is the treatment of choice for end-stage heart failure. Both technical advancements and pharmacological innovations have propelled the field to early graft acceptance rates above 90%.^12,13 Despite this, 60-80% 5-year graft survival is at a standstill and chronic rejection, characterized by transplant vasculopathy, remains inevitable.^14-16 Furthermore, patients are subjected to multiple surgical procedures and lifelong immunosuppression, which are associated with chest wall deformities and medical sequelae and toxicities, respectively. The need for innovative approaches to extend allograft survival, minimize the immunosuppressive requirements, and offer reconstructive options for anatomical deformities is pressing.

Vascularized composite allotransplantation offers a unique strategy for improving heart transplant outcomes both from an immunological aspect as well as a reconstructive perspective.¹⁷ Vascularized composite allografts are also unique in a way that they have an inherent source of donor-derived hematopoietic stem cells which has shown a favorable ability to reduce immunosuppression and induce and sustain mixed chimerism.^1-8 Additionally, co-transplantation of the thymus has shown to prolong survival of both, solid organ transplants and vascularized composite allografts.^2,9-11 Combining these strategies with heart transplantation offers a novel solution to the aforementioned challenges facing heart transplantation.¹⁸

Murine models serve as excellent platforms for mechanistic in vivo investigation because of the availability of antibodies and well-defined inbred and knockout strains.^19-21 Although heart transplantation in mice is commonly studied using a heterotopic intraabdominal microsurgical suture transplant model^22-25, a heterotopic, cervical, non-suture cuff technique model has shown to be extremely replicable, reliable, and carries fewer rates of thrombosis.^19,26,27 The goal of this study is to develop a heterotopic en bloc osteomyocutaneous chest wall, thymus, and heart transplant technique in mice to study the immunological mechanisms of combined solid organ and vascularized composite allotransplantation using a cervical non-suture cuff technique. This cluster allograft is perfused through the anastomosis of the donor descending aorta to the right common carotid artery and the donor pulmonary artery to the right external jugular vein. Preservation of the internal thoracic vessels and associated thymus branches is paramount to perfusing the chest wall (sternum, ribs, muscles, and skin) and thymus.

프로토콜

모든 수술 절차는 존스 홉킨스 대학과 미국 농무부와 보건 서비스에 대한 요구 사항을 준수 완료했다. 이 프로토콜은 존스 홉킨스 대학 동물 관리 및 사용위원회를 다음과 제도적 검토 보드 (프로토콜 번호 M013M490) 가이드 라인을 승인했다. 최종 생존 데이터는 후술하는 수술 절차에 대해 기록 하였다. 모두 기증자와받는 사람 동물 0.1 밀리그램에서 부 프레 노르 핀을 사용하여 선제 마취를 수신 / kg SC 일시간 수술 전에 수신자 동물 프레 노르 핀에 이식 한 후 동일한 용량으로 투여 다시 첫 번째 48 시간 동안 필요에 따라 다시 투여한다 수술 후.

1. 기증자 동종 이식 복구

주 : 수신자 마취 시간을 최소화하기 위해 이전보다받는 이식 이식 40 분의 공여 부분을 시작하고 동시에 종료 시간 또는 약간 귀를 용이받는 사람 준비 대 Lier의 종료 시간.

1. 절차는 표준 멸균 미세 수술기구 및 멸균 장갑을 사용합니다. 우리 연구실은 미세 수술기구의 오토 클레이브 멸균을 사용합니다.
2. 4 % 이소 플루 란으로 유도 기화기를 사용 도너 마우스 (수컷)을 마취. 사용 외상성 기계 가위는 자궁 경부, 흉부에서 머리와 복부를 제거합니다. 앙와위에서 동물을 놓고 코 콘을 통해 1 ~ 2 %에 이소 플루 란을 유지한다. 주기적으로 발가락 핀치 철수 반사를 평가하여 절차 전반에 걸쳐 적절한 마취를 확인합니다.
3. 피부 절개에 앞서, 널리 멸균 면봉을 사용하여, 이소 프로필 알코올이어서 방부제 포비돈 요오드를 적용하여 동작을 준비한다.
4. 자궁과 복부 피부에서 가위로 표면 가로 피부 절개로 시작합니다. 양측 midaxillary 라인을 따라 모두 절개를 연결합니다.
5. 미세 수술 집게를 사용하여6-0 실크 봉합사와 가위 외부 경정맥을 식별 결찰 및 분할 양측 자궁 지역을 해부하다. 그런 다음 사용하는 전기 소는 양자, 내부 경정맥과 경동맥을 노출 흉쇄 근육을 나눕니다. 왼쪽면과 일괄 방식으로 경동맥 내부 경정맥 오른쪽 양면에서 6-0 실크 봉합사를 전달합니다.
   참고 : 그들은 묶여 단계 1.9 이후에 구분됩니다.
6. 급격히 자궁 지역의 나머지 첨부 파일을 무료로 가위를 사용하여, 기관에 전방에 위치한 스트랩 근육과 관련된 느슨한 유륜 조직을 나눕니다.
7. 양극성 전기 소와 날카로운 해부를 사용하여 쇄골 하 혈관 결찰 (6-0 실크 봉합사)를 노출하고 근위 분할 pectoralis 주요 근육과 쇄골을 나눕니다.
8. 다음, 부드럽게 잡고 동물의 성기를 철회. 음경의 배부 함께 음경의 배부 정맥을 시각화 및 소독이소 프로필 알코올과 지역. 30 G 바늘을 사용하여, 정맥 등의 정맥을 통해 헤파린의 30,000 단위를 주입하고 성기가 다시 원래의 위치로 반동 할 수 있습니다. 주변 조직에 헤파린 솔루션의 일부 누수가 발생할 수 있습니다.
9. 경동맥과 경정맥 주위의 이전 배치 대량의 관계를 이용하여, 양자, 결찰 및 구조를 나눕니다.
10. 다음 사용 가위는 가로 intrabdominal 절개를합니다. infrahepatic 하대 정맥을 노출하고 infrahepatic 하대 정맥에 감기 유로 콜린스 심정지 용액 2 ㎖를 주입하는 장을 절개. 전에 다음 단계로 진행에 간 변색과 심장 박동의 정지를 시각화하여 적절한 주사를 확인합니다.
    참고 : 유로 콜린스 솔루션은, 우리의 실험실에서 제조 된 특정 시약 및 장비의 표를 참조한다.
11. 사용 가위는 양자 diaph를 통해 흉부 공동 액세스노출 된 복부에서 ragmatic 절개. 늑간 근육과 갈비뼈를 통해 cephalad 절개를 확장 할 수 있습니다. 동시에 가슴 벽을 따라 내부 흉부 혈관의 보존을 보장하면서 심장, 흉선, 큰 혈관을 노출 가슴 벽을 반영한다.
12. 감기 유로 콜린스 심정지 액 4 mL로 suprahepatic 하대 정맥 주입한다.
13. 대동맥의 루트를 확인하고 하행 대동맥에 원심 추적. 급격하게 하행 대동맥 (최대 길이 보존)를 잘라.
14. 폐 트렁크를 확인하고 (최대 길이 보존)의 분기점에 바로 인접 나눕니다. 냉간 유로 콜린스 심정지 용액 2 ㎖를 사용하여, 폐동맥의 루멘으로 부드러운 플라스틱 카테터 팁을 배치하여 폐동맥 심장 플러시.
15. 6-0 실크 봉합, 결찰을 사용하고, 폐 혈관의 합류를 하대 정맥을 분할하고, 양자 간 상대 정맥의 액세서리 분기합니다. 그런 다음 상승그리고기도를 입력하지 않도록주의 주요 줄기 기관지와 기관에 따라 첨부 파일에서 심장 cephalad을 해부하다. 날카로운 양극성 전기 소를 사용하여 가슴 벽, 흉선, 심장이 완전히 기증자 마우스에서 해방 해부.
16. 마지막으로, 흉골 및 측면 costae 함께 가위를 사용하여 작은 크기로 이식 가슴 벽 생체 트림주의 내흉 혈관 (그림 1A)을 방해하지. 재관류 다음과 출혈을 최소화하기 위해, osteomusculocutaneous 흉골의 경계를 따라 바이폴라 electrocauterization를 사용합니다.
17. 받는 사람이 삽입을 위해 준비되어 있지 않은 경우 유로 콜린스 솔루션을 초기 (4 ^오 섭씨) 10 ㎖의 동종 이식을 놓습니다. 수신자가 삽입을위한 준비한다면, 바로받는 수술 분야에 동종 이식을 전송합니다.

2.받는 사람 준비

참고 :받는 사람 마취 시간을 최소화하기 위해,별도의 수술 역에서 전에 기증자 이식 수확의 완료까지 약 40 분을받는 준비를 시작합니다.

1. 표준 멸균 미세 수술기구 및 절차에 대한 멸균 장갑의 별도의 세트를 사용합니다.
2. 4 %에서 이소 플루 란 유도 기화기를 사용하여 (남성 또는 여성)받는 사람 마우스를 마취. 외상성 기계 가위를 사용하면 오른쪽 자궁 경부와​​ 흉부 지역에서 머리를 제거합니다.
3. 부정사 위치와 각도 오른쪽 상지 약간 하방 머리와 우측 상지 사이에 110도 각도를 형성 마우스를 놓습니다. 코 콘을 통해 1 ~ 2 %의 이소 플루 란에 마취를 유지한다.
4. 면 팁 어플리케이터를 사용하여 마우스 눈에 석유 안과 연고를 놓습니다. 피부 절개에 앞서, 이소 프로필 알콜 널리이어서 방부제 포비돈 요오드를 사용하여 수술 부위를 준비한다.
5. 가위를 사용하면, 오른쪽 열등한 BOR 따라 중간 선에서 피부 절개를하악의 데르 오른쪽 흉부 지역 infero-측면 절개를 확장 할 수 있습니다. 미세 혈관 집게로 무딘 절개를 사용하여, 부드러운 조직과 외막에서 원주 자유로운 선박에 의해 외부 경정맥을 동원. 전기 소를 사용하여 모든 지점을 분할하고, 동종 이식을위한 여유 공간에 날카로운 해부 및 전기 소를 사용하여 악하선의 오른쪽 엽을 제거합니다.
6. 커프를 통해 에버트하기 위해 외부 경정맥의 충분한 길이를 확인하고 6-0 실크 봉합사를 사용하여 정 맥 외부 경정맥을 결찰. 미리 절단 폴리이 미드 커프의 루멘을 통해 정맥을 삽입하고 장소에 용기 즉석 복잡한 문제를 해결하기 위해 불독 미세 혈관 클램프를 사용합니다. 그런 다음 근위 에버트 커프를 통해, 외부 경정맥을 분할하고, 10-0 나일론 봉합사와 장소에 고정, 가위를 사용하여. (그림 1B)
7. 경동맥을 노출 양극성 전기 소와 오른쪽 흉쇄 근육을 나눈다. 원주 폭도자궁 경부 영역 내에서 말단 가장 포인트로 cephalad 동맥을 ilize. 이것은 부드러운 조직과 주변의 외막을 제거하기 위해 집게로 선박의 무딘 절개를 사용하여 수행 할 수 있습니다.
8. 6-0 실크 봉합사를 이용하여 결찰 및 경동맥을 나눈다. 미리 절단 폴리이 미드 커프의 루멘을 통해 동맥을 전달하고 가능한 한 흉부 입구에 가까운 불독 미세 혈관 클램프와 장소에 고정합니다. 부드럽게 에버트 커프 이상, 미세 수술 확장기를 이용하여 혈관을 팽창, 말단 혈관을 나누고 10-0 나일론 봉합사 제자리에 고정합니다. (그림 1B)
   주 : 특정 미세 수술 확장기는 특정 시약 및 장비의 표에 설명되어 있습니다.

3. 동종 이식 삽입 된

1. 거꾸로 및 경사 위치에받는 사람 자궁 지역 내 동종 이식을 배치하는 표준 멸균 계측 및 멸균 장갑을 유지한다.
2. 이어서, 상기 도너 하강 AOR 배치받는 사람의 동맥 커프 구조를 통해 TIC 루멘과 10-0 나일론 봉합사 (그림 1C 및 1D)와 장소를에 고정합니다.
3. 기증자 폐동맥과받는 사람 마우스 (그림 1C 및 1D)의 everted 외부 경정맥 즉석 구조 사이의 단계 3.2에서와 같은 문합을 패션.
4. 먼저 정맥 미세 혈관 클램프 (외부 경정맥 클램프)를 제거하고 동맥 클램프 (경동맥 클램프)를 놓습니다. 동맥 재관류 동안 어떤 출혈을 해결하기 위해 동종의 전체를 검사한다. 출혈이 가시화되면, 혈액 손실을 최소화하고 바이폴라 전기 소를 이용하여 출혈의 원인을 완화 동맥 클램프를 다시 적용.
5. 이식을 검사하고 지혈을 보장합니다. 해제하고 완전히 동맥 미세 혈관 클램프를 제거합니다. 심장 챔버의 급격한 부피 팽창으로 즉시 알 수있을 것이다 재관류의 흔적을 표시하는 마음을 관찰하고, B 기다립니다0.5 분 이내에 시작하는 식사. 마음을 축축 따뜻한 식염수 (35 ° 섭씨)를 사용합니다.
6. 문합에 어떠한 꼬임이나 긴장감을 유발하지 않도록 해부학 적 위치로 흉벽 드레이프. 6-0 연속 나일론 봉합사 (그림 1E)를 사용하는 수술 상처의 피부를 닫습니다.

4. 수술 후 케어

1. 유체 교체를 위해 즉시 수술 후 0.3 ml의 생리 식염수를 복강 액 덩어리를 관리.
2. 그리고 피하 각각 통증과 감염 예방을 위해 프레 노르 핀 (를 0.1 mg / kg)와 enrofloxacin (5 ㎎ / ㎏)을 주입.
3. 마취에서 각성 할 때까지 가열 램프 아래에있는 동물을 놓고 흉골 드러 누움로 돌아갑니다. 복구하는 동안, 적절한 동종 이식 관류을 보장 동종 이식의 피 브릴 하트 비트를 시각화하기 위해 목을 검사합니다.
4. 일단 깨어 누운 위치에, 다른 마우스의 회사없이 별도의 케이지 (마우스를 반환)는 음식과 임의 량의 물을 수신 할 수있는. 때문에 우측 상지의 임시 약간의 제한적인 움직임, 새장 바닥에 젤라틴 음식 소스를 둡니다.
5. 수술 후 1 시간 동안받는 마우스를 관찰 한 다음이 음식과 물을 임의로을받을 수 있으며, 활동과 영양 섭취에 대한 첫 24 시간 동안 하루에 세 번 검사하는 케이지 시설로 돌아갑니다. 처음 72 시간 동안 필요에 따라 하루에 두 번 피하 통증과 고통과 부 프레 노르 핀 (를 0.1 mg / kg)와 재 투여의 징후 마우스를 모니터링합니다. 매일 그 후 동물을 검사하고 매주을 단다.
6. 어떤 마우스는 고통, 고통의 흔적을 표시하거나 사료 섭취량이 감소하면 수의학 직원에게 문의하십시오. 초기 안락사를 고려 (우리의 프로토콜에서 안락사 기술은 자궁 경부 전위 다음, 7 분 동안 _{이산화탄소} 과다 복용을 사용).
7. 동종 이식 심장 박동의 정지는 S로 마우스를하라는​​ 특정 엔드 포인트로 정의된다acrificed.

결과

동계 C57BL가 / 6 이식 장기의 생존을 달성했다. 동종 이식 (도 1)의 설계는 동물 생존 관점 지속적인 동종 이식 생존을 평가하는 능력에서 성공적인 것으로 판명되었다. 이것은 가능한 액티브 지속 동종 육모 나머지 상부 피부를 통해 입증하고, 하트 비트는 시각화 및 손가락 촉진 평가 될 수 있었다. 생존 데이터는 동계 이식 된 쥐 그림 2에 표시됩니다. 평균 생존 시간은 초...

토론

포함 동종 이식의 면역 학적 조사에 고려하지만, 급성 및 만성 거부, 직접 및 간접 항원 제시받는 사람 과민성, 또는 혼합 키 메리 즘의 유도 메커니즘에 한정되지 않는다 현상의 다수가있다. ⁽¹⁹⁾ 동물 모델이되고있다 이식 면역학의 연구를위한 황금 표준 및 마우스 모델은 대중적으로 인해 상대적으로 낮은 수의학과 주택 수요를 감소 비용, 형질 전환 유전자 녹아웃 마우스의 가용성, 상?...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
Euro-Collins Solution			The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500 ml solution add the ingredient listed below to a 330 ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170 ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500 ml. Ingredients: 1.02 g KH2PO4, 3.66 g K2HPO4, 0.56 g KCl, 0.42 g NaHCO3, and 17.52 g of glucose.
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