NSF 교부금 0,920,060, NIH 교부금 DC004395, NHMRC 교부금 1,009,482, 과학 및 의학 연구의 NSW Office 및 가넷 예스 러운와 로드니 윌리엄스 기념 재단 지원.

1. 헤드 - 구속 개요 <ol><li> 맞춤식 헤드 게시물을 조립하기 위해 십자가를 형성 스테인레스 스틸 막대 &quot;32분의 3 년 뚫고 구멍에 수직 스테인레스 스틸은 롤 핀&quot;1 / 16 삽입합니다. 헤드 게시물의 수직 조각 약 20 mm와 15mm에 대한 수평 십자가 조각이어야합니다. # 1-72 나사를 받아들이도록 수직 막대의 한쪽 끝을 누릅니다. (그림 1). </li><li> 수술 및 녹음 중에는 헤드 게시물 # 1-72 나사 (그림 2)의 맞춤식 황동 또는 알루미늄 장착 표시줄에 보안이됩니다. 장착 막대의 긴 조각 약 90 mm 길고 폭이 5-10밀리미터 있어야합니다. 헤드 게시물 4​​5 있길에 직각되는 긴 막대 해제 15mm 연장에 홈 인하로 힘드 네요. 장착 막대의 아래쪽에 작은 홈에 머리 회전, 헤드 게시물 nestles의 가로대을 방지합니다. </li><li> 에 장착 막대 후 맞춤 알루미늄 마운팅 블록에 부착된K (그림 3). 마운트 블록은 약 30mm X 30mm X 25mm입니다. 이 마운트 블록은 정면 게시물의 위치가 정확하게 중간선을 따라와 Bregma에 배치할 수 있도록 micromanipulator에 첨부되어 있습니다. 마운팅 블록 나사 함께 들으며 두 가지로 구성되어 있습니다. 블록의 컷 아웃이 장착 표시줄에 밀어하고 나사로 고정 할 수 있습니다. 장착 막대가 테이블 표면에 평행이다. 녹음하는 동안 사용자 정의 stereotaxic 프레임 (그림 4)에서 막대를 확보. stereotax는 수술 중에 장착 블록에서 같은 위치에 막대를 탑재할 수 있도록 설계되었습니다. 이 배열은 마우스가 항상 실험적인 세션에 걸쳐 stereotaxic 프레임에 정렬된다는 보장합니다. </li><li> 45 °에서 약 1 밀리미터 구부러진으로 약 5 밀리미터 길이로 텅스텐 막대 (직경 0.010 &quot;)를 잘라.이 막대가 땅에 핀 (그림 1)로서의 역할을합니다. </li></ol> 2. Stereotaxic 알Craniotomy위한 ignment 참고 : 모든 절차는 아래 표준 무균 수술 테크닉을 따라 명시된와 워싱턴 주립 대학 동물 관리 및 사용위원회와 Garvan 연구소의 동물 윤리위원회의 승인되었습니다. <ol><li> 5% isoflurane으로 유도 챔버에 배치하여 마우스를 마취. 꼬리 및 / 또는 발가락 공략하기 위해 반응의 부족 동물 완전히 anesthetized임을 보장합니다. </li><li> 마우스 어댑터 (Stoelting)에 장착된 쥐 stereotaxic 프레임에 마우스를 놓습니다. 마우스를 올바르게 동양에, 물린 막대의 구멍 안쪽에 치아를 배치하고 아늑한되도록 코 클램프를 조입니다. 더할 나위없이 가능한 물린 바, 코를 클램프에서 마우스를 놓으십시오. 마우스의 코 위에 라텍스 장갑의 조각으로 만든 얼굴 마스크를 놓고 마우스의 호흡 속도가 약 1 숨결 / 초까지 5 % isoflurane 보관하십시오. 1.5 isoflurane를 켜고 - 2.0 %를. T를 사용하여 머리를 고정그는 귀, 바, 아니 찔린 고막에 신중하다고. 바 아늑한 있지만 귀 운하에 너무 깊이 침투해서는 안됩니다. </li><li> 마우스 밑에 가열 패드를 놓습니다. </li><li> 말리는에서 눈을 막기 위해 안과 연고를 바릅니다. </li><li> 최대 작은 면도기이나 미세 포인트 가위로 눈을에 귀 사이에서 두피 면도. </li><li> 청소 및 알코올 다음 chlor-hexidine (또는 betadine) 스크럽 3 회 반복 헹굼에게 함께 지울하여 두피를 소독. </li><li> 두개골의 맨 위에 피부를 제거하려면 머리 뒤쪽에서 눈을에 중간선을 따라 절개를합니다. </li><li> 메스로 절개의 가장자리에 골막을 다쳤어요. 필요한 경우 (실험 대상에 따라), 신중하게 근육이 출혈을 최소화하기 위해 fascicles 따라 철거 수 있도록 집게와 목 뒤쪽 근육을 접어야합니다. 수분을 최소화하고 두개골을 통해 이동으로부터 피부를 방지하기 위해 두피 조직 아래 gelfoam을 적용합니다. </li><li> 솜 스쳐지나 작은 주걱으로 두개골 표면은 두개골 랜드마크의 시각화을 향상시키기 위해 이소 프로필 알코올로 moistened 건조합니다. </li><li> 표준 stereotaxic 좌표 13 두개골을 맞춥니다. 전극 홀더에 훌륭한 포인트 프로브를 삽입하고 stereotaxic micromanipulator에 첨부해 주시기 바랍니다. 날카롭게 금속 봉이 목적 (그림 5)을 위해 잘 작동합니다. </li><li> 두개골에 Bregma (그림 5A)와 람다 (그림 5B)를 식별 포인트를 사용하십시오. 각 지역에 대한 측면 - 중간 좌표는 더 이상 50 μm의에 의해 차이가 있는지 확인,이 점 사이 - 및 - 앞뒤 프로브를 이동합니다. 신중 laterally 머리와 귀, 바를 이동하고, 귀, 바를 retightening, 귀, 바를 풀어하여 필요에 따라 머리를 재지정. </li><li> 각 위치에 지느러미-복부 높이가 더 이상 50 μm의에 의해 차이가 있는지 확인합니다. 코 - 클램프의 높이를 조절, 즉, 귀, 막대의 축 주위 두개골을 회전합니다두개골 필요한 경우의 높낮이를 날려합니다. 귀, 막대의 높이 또한 조정해야 할 수도 있습니다. </li><li> Bregma에 상대적으로 관심의 대상 (그림 5C)의 좌표를 식별하기 위해 아틀라스 13 사용합니다. 대상 위에있는 해골 마크 (예를 들어, &quot;x&quot;를 또는 사각형의 점이 곳곳에 인도 잉크 사용) craniotomy는 (그림 5D) 이루어집니다 어디. </li></ol> 3. 헤드 - 게시물과 접지 핀 설치 <ol><li> 두개골을 청소 에칭 젤을 사용하십시오. 표면 (10 초) 동안 에칭 젤을 씻어하고 확산하기 위해 작은 주걱을 사용합니다. 물로 씻고 완전히 건조시키십시오. 작은 주걱을 사용하여 두개골 표면에 치과용 시멘트에 대한 입문서를 적용합니다. 새로운 작은 주걱으로 접착제를 펴. 자외선 - 총 (1주기)과 접착제를 치료. </li><li> 대상 사이트에 대한 말초은 접지 핀의 위치를​​ 선택합니다. 조심스럽게 지상 P의 짧은 끝이 그냥 통과 충분한 # 65 miniblade 메스의 팁을 사용하여 두개골에 작은 구멍을 뚫다입력하고 meninges 따라 쉬어야합니다. 그것이 Bregma하고 (그림 6A) 헤드 게시물 미래에서 떨어져 포인팅되도록 접지 핀이 지향이어야합니다. </li><li> 장착 막대 헤드 게시물을 확보해서 차단하고 micromanipulator에 첨부해 주시기 바랍니다. 가로, 세로, 높이로 micromanipulator 이동하여 바로 두개골 (그림 6B)를 만지고, Bregma 위에 정면 게시물을 배치. 헤드 게시물의 기준은 두개골에 평평하게 누워 있습니다. </li><li> 해부 프로브 사용하여 헤드 게시물과 접지 핀 (그림 6C) 주위에 치과 시멘트의 작은 금액을 적용합니다. 두개골의 좋은 접촉을 보장하기 위해 시멘트를 누르십시오. 참고 : 너무 많은 시멘트를 사용하지하거나 균일하게 강화하지 않을 마십시오. 자외선 - 총 (여러 각도 3-4 사이클)와 시멘트를 치료. </li><li> 시멘트의 두 번째 단계를 적용하고 정면 포스트 주위에 기지를 구축하고 헤드 게시물 홈 (그림 6D)을 포괄합니다. </li></ol> 4. Craniotomy <ol><li> 부분적으로 프라이머로 덮여됩니다 craniotomy 참조 부호를 찾습니다. 본 사이트 주위 × 3 밀리미터 광장을 3mm를 표시하고 감도를 감소하고 출혈을 최소화하기 위해 lidocaine의 방울을 적용하기 # 65 메스를 사용하십시오. </li><li> (그림 7A) 뼈를 통해 두뇌로 침입하지 않도록주의되는 사각형의 각 측면 (많은 10)에 복수의 점수를 확인하십시오. </li><li> 뼈 플랩은 자유롭게된다되면 (그림 7B) 경질의 mater 그대로두고, 그것을 캐내려고 메스의 팁을 사용합니다. </li><li> 뼈 왁스와 함께 표지. </li></ol> 5. 이후 수술 <ol><li> 가스 마취를 끄고 stereotaxic 프레임에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 상처 주위에 센세이션을 달랠 때도에 노출 피부 주위 Lidocaine의 연고를 적용하는 솜 스쳐지나 작은 주걱을 사용하십시오. 노출된 피부에 Neosporin 적용할 수있는 또 다른 솜 스쳐지나 작은 주걱을 사용하십시오. 케토프로펜를 (개인 IACUC 수의사의 취향을 바탕으로 5 밀리그램 / kg 메신저 또는 IP)로 주사수술 후 진통제. 마우스는 일반적으로 최대 가스 정지의 분 이내에 이동됩니다. </li><li> 따뜻한 케이지와 모니터의 장소는 마우스가 동물의 주거로 돌아갈 준비가 될 때까지. </li><li> 그것이 수술로부터 복구되었습니다 후에 동물은 하루에 최소 한번에 확인하여야한다. 가난한 식생활 및 / 또는 음주와 마음이 내키지 않는 행동의 흔적을보세요. 고통이 의심되면 완화 전까지는 24 시간마다 (동일 선량 수술 끝에 등) 케토프로펜 제공합니다. Lidocaine은 로컬 동물 긁적 경우 상처에 적용하거나 불편의 흔적을 보여줍 수 있습니다. 동물은 일반적으로 합병증이나 통증없이 수술에서 회복. </li></ol> 6. 녹화 및 염료 분사 <ol><li> 녹음을 위해 마우스를 사용하기 전에 헤드 게시물 수술 후 최소한 1 일 이상 기다립니다. </li><li> 거품 - 접근 금지 장치 플레이스 마우스는 마우스의 시체에 맞는. 마우스는 이미으로써의 불안을 줄이고,이 장치에 맞게 조정되었습니다. 일반적인 적응은수술과 실험 이전의 이유 후 약 일주일 동안 매일 마우스를 처리하기 위해, 1~5분 위해 발포 장치에 마우스를 놓습니다. stereotaxic 프레임 (그림 4)에서 장치를 일시 중지합니다. </li><li> 지금 stereotaxic 프레임 (그림 4)에 고정 장착 표시줄에 정면 게시물 보안. </li><li> 뭉툭한 22-게이지 피하 주사 바늘 팁 때문에 종료 와이어와 접지 핀에 연결합니다. </li><li> craniotomy를 통해 뼈 왁스를 제거합니다. miniblade 메스의 팁을 사용하여 필요할 경우 경질을 제거합니다. </li><li> 적절한 stereotaxic 위치에 전극을 증가하고 (그림 8) 녹음을 시작합니다. 오직 electrophysiological 음반의 경우 전극의 다양한 사용하실 수 있습니다. 전극의 선택은 필요한 레코딩의 위치와 종류에 따라 다릅니다. 깨어 마우스 레코딩을위한 전극의 선택은 연구자가 anesthetized 마우스에 사용하는 것과 동일합니다. 과 결합 electrophysiological 녹음을 위해염료 / 추적기 주사, micropipette 전극 10 사용됩니다. micropipette은 그것이 iontophoretically electrophysiological 실험의 끝 부분에 주입 수 있도록 선택의 염료 / 트레 이서들로 가득 차 있습니다. Multibarrel 전극은 pharmacological 조작이 이루어질 수 있도록도 사용할 수 있습니다. multibarrel 전극은 단일 녹음 micropipette (그림 8)에 마운트됩니다. 이 기술은 문학에서 표준이며 anesthetized 대 깨어 레코딩에 대해 다른 않습니다. </li><li> 녹음은 3-4 연속적인 일 동안 4~5시간 위해 만들 수 있습니다. </li><li> 녹화 세션이 끝날 때, 염료 / 추적기는 주입 수 있습니다. 두뇌에는 통증 수용체가 없기 때문에 머리를 염색하거나 추적기의 iontophoretic 주사 불편을 일으킬 가능성이다. 주사는 만들 것이다 지역의 electrophysiological 응답 특성이 특징 일단 그러나, 동물 isoflurane F와 anesthetized 될 수또는 주사. 이것은 잠재적인 원치 않는 감각을 제거합니다. 염료 / 추적기가 micropipette에 이미 있기 때문에 활성 및 접지 리드는 iontophoretically 염료 / 추적기 삽입할 현재 발전기로 electrophysiological 녹화에서 설정 전환하실 수 있습니다. 전극의 염료 / 추적을위한 적절한 프로토콜을 사용합니다. headpost 구속 및 신체 구속으로부터 동물을 제거하고 홈 케이지로 돌아갑니다. </li><li> 실험이 끝나면, 안락사 및 사출 사이트 및 라벨링을 복구하기위한 조직 처리를위한 적절한 절차를 따르십시오. </li></ol> 7. 대표 결과 헤드 게시물의 성공적인 설치는 실험자가 여러 일 동안 unanesthetized, 깨어있는 마우스에서 단일 및 multiunit 답변을 녹화할 수 있습니다. 규제 시스템은 뇌의 한 뉴런의 안정 electrophysiological 녹음을 허용합니다. 하나의 단위와 강력한 대응 전술이 우수한 절연O의 자극은 마우스 열등 colliculus (; 9B 그림, 하루에 두세 그림 9A, 첫날)의 예를 들어, 여러 일 동안 같은 뇌 구조에서 기록될 수 있습니다. 좋은 헤드 사후 설치로 각 마우스는 일관되게 stereotaxic기구 및 특정 뇌 핵의 안정적인 지방화 결과 마우스 stereotaxic 아틀라스, 13로 정렬됩니다. 이것은 안정적인 지역화 여러 녹화 일 후에 특정 구조물에 염료 및 추적기의 주입을 허용합니다. 예를 들어, 청각 brainstem에 청각 midbrain에서 전망치를 내림차순 평가하기 위해, electrophysiologically 주사의 사이트에의 연결 응답 특성을 식별 후 마우스 열등 colliculus (그림 10A)에 주입 수 dextran 아민을 (chromagen와 같은 시각을 사용 diaminobenzidine) biotinylated (그림. 10A에서 신경 세포는 51 kHz에서 중 최고의 주파수로 녹음되었다), 그리고 조직 처리 후,contralateral 지느러미 와우각 핵에서 nterograde 라벨링은 시각과 (그림 10B) 꾸몄다되어 있습니다. 높은 해상도에서 Photomicrographs도 anterogradely 분류 axons 및 터미널 (그림 10C)를 볼 얻을 수있다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig1.jpg" /> 1 그림. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig2.jpg" /> 그림 2. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig3.jpg" /> 그림 3. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig4.jpg" /> 4 그림. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig5.jpg" /> 그림 5. <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig6.jpg" /> <strong&gt; 그림 6. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig7.jpg" /> 그림 7. <img alt="그림 8" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig8.jpg" /> 그림 8. <img alt="그림 9" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig9.jpg" /> 9 그림. <img alt="그림 10" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig10.jpg" /> 10 그림.

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	<li>Evans, E. F., Nelson, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+single+neurones+in+the+cochlear+nucleus+of+the+cat+as+a+function+of+their+location+and+the+anaesthetic+state.">The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state.</a> Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).</li><li>Joris, P. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+classes+in+the+dorsal+cochlear+nucleus+and+its+output+tract+in+the+chloralose-anesthetized+cat.">Response classes in the dorsal cochlear nucleus and its output tract in the chloralose-anesthetized cat.</a> J. Neurosci. 18, 3955-3966 (1998).</li><li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+change+the+excitation/inhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus.">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> J. Neurosci. 25, 5903-5914 (2005).</li><li>Young, E. D., Brownell, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+tones+and+noise+of+single+cells+in+dorsal+cochlear+nucleus+of+unanesthetized+cats.">Responses to tones and noise of single cells in dorsal cochlear nucleus of unanesthetized cats.</a> J. Neurophysiol. 39, 282-300 (1976).</li><li>Donoghue, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+properties+of+neurons+in+two+parts+of+the+primary+motor+cortex+of+the+awake+rat.">Contrasting properties of neurons in two parts of the primary motor cortex of the awake rat.</a> Brain Res. , 333-3173 (1985).</li><li>Westby, G. W., Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+floating+microwire+technique+for+multichannel+chronic+neural+recording+and+stimulation+in+the+awake+freely+moving+rat.">A floating microwire technique for multichannel chronic neural recording and stimulation in the awake freely moving rat.</a> J. Neurosci. Methods. 76, 123-133 (1997).</li><li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+neurons+sensitive+to+combinations+of+information-bearing+elements+of+biosonar+signals+in+the+mustache+bat.">Cortical neurons sensitive to combinations of information-bearing elements of biosonar signals in the mustache bat.</a> Science. 200, 778-781 (1978).</li><li>O'Neill, W. E., Suga, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target+range-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat.">Target range-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 69-73 (1979).</li><li>Suga, N., O'Neill, W. E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harmonic-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat.">Harmonic-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 270-274 (1979).</li><li>Portfors, C. V., Felix, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2nd+Spectral+integration+in+the+inferior+colliculus+of+the+CBA/CaJ+mouse.">2nd Spectral integration in the inferior colliculus of the CBA/CaJ mouse.</a> Neuroscience. , 136-1159 (2005).</li><li>Felix, R. A., Portfors, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory,+inhibitory+and+facilitatory+frequency+response+areas+in+the+inferior+colliculus+of+hearing+impaired+mice.">Excitatory, inhibitory and facilitatory frequency response areas in the inferior colliculus of hearing impaired mice.</a> Hear Res. 228, 212-229 (2007).</li><li>Portfors, C. V., Jonson, K. G., Roberts, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Over-representation+of+species-specific+vocalizations+in+the+awake+mouse+inferior+colliculus.">Over-representation of species-specific vocalizations in the awake mouse inferior colliculus.</a> Neuroscience. 162, 486-500 (2009).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li></ol>

우리는 공개 할게 없다.

마우스의 electrophysiological 및 neuroanatomical 실험을위한 헤드 게시물 구속 시스템의 장점은 실험 마취 약물로 인한 잠재적인 응답 오염을 제거, unanesthetized, 깨어있는 생쥐로 수행할 수있다는 것입니다. 또한, 세트까지보다 효율적인 동물 사용할 수 있도록 여러 일 동안 사용할 수 있습니다. 헤드 게시물에 대한 대부분의 구성 요소는 재고품이 가능합니다. 만이 헤드 게시물과 장...

<table border="1"><tbody><tr><td> 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> 치과 시멘트 이전에 두개골을 청소를위한 에칭 겔 </td><td> 헨리 Schein </td><td> 101-5396 </td><td> 1.2 ML의 주사기와 12/pk </td></tr><tr><td> 치과 시멘트에 대한 입문서 </td><td> 커 Optibond </td><td> 25,881 </td><td> 8 ML 병 </td></tr><tr><td> 치과 용 시멘트 접착제 </td><td> 커 Optibond </td><td> 25,882 </td><td> 8 ML 병 </td></tr><tr><td> 치과 시멘트에 대한 Applicators </td><td> 커 Optibond </td><td> 24,680 </td><td> 200/pk </td></tr><tr><td> 치과 시멘트 </td><td> 카리스마, Heraeus Kulzer </td><td> 66000085 </td><td> 4gm 주사기 리필 </td></tr><tr><td> 텅스텐로드 (접지 핀) </td><td> 오전 시스템 </TD&gt; <td> 717,200 </td><td> 0.010 &quot;직경 </td></tr><tr><td> 경제 자외선 경화 라이트 </td><td> 헨리 Schein </td><td> CU-80 </td><td></td></tr><tr><td> 헤드 포스트 </td><td> 자체 내장 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 마운팅 바 </td><td> 자체 내장 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 마운팅 블록 </td><td> 자체 내장 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Stereotaxic 프레임 </td><td> 데이비드 Kopf 인 스트 루먼트 </td><td> 902 </td><td></td></tr><tr><td> 마우스와 신생아 쥐 아답터 </td><td> Stoelting </td><td> 51,625 </td><td></td></tr><tr><td> 등온 패드를 Deltaphase </td><td> Braintree 과학 주식 회사 </td><td> 39DP </td><td></td></tr></tbody></table>

preparation of an awake mouse for recording neural responses and injecting tracers

그것은 잘 마취가 두뇌의 여러 지역에서 신경 반응 속성을 바꿀지도 모르겠어 것으로 알려져 있습니다. 13. 청각 시스템에서 임계값, 주파수 특이성 및 억제 sidebands 포함한 brainstem의 뉴런의 근본적인 응답 특성 1-2 마취하에 상당한 방법으로 변경됩니다. 이러한 관찰 physiologists은 마취의 오염 영향없이 하나의 뉴런에서 녹화할 수있는 방법을 모색하라는 메시지가 나타납니다. 한 결과는 brainstem 완전히 midbrain 4의 수준에서 그었습니다 decerebrate 준비했습니다. 이 준비의 단점 무서운 수술, forebrain의 전망을 내림차순의 철폐, 그리고 midbrain 위의 구조를 조사하는 감각 자극을 사용하는 무능력이다. 다른 전략은 동물이 깨어 및 / 또는 5,6를 행동 중에 하나의 뉴런과 multiunit 클러스터에서 녹음 만성 전극 배열을 이식해왔다 </suP&gt;. 이 기술은 그러나 첫번째 electrophysiologically 뇌 구조를 특성화 후 추적 염료를 주입과 호환되지 않습니다. 하나의 뉴런에서 electrophysiological 응답 특성을 기록하면서 anesthetics와 신경 반응 등록 정보를 변경하지 않도록하기 위해, 우리는 오랫동안 마우스를 10-12로 박쥐 7-9에서 사용 헤드 구속 기법을 적응했습니다. 이 방법을 사용하여, 우리는 unanesthetized 마우스에서 며칠 동안 electrophysiological 레코딩을 수행할 수 있습니다. 레코딩 세션의 끝에, 우리는 다음 전극 위치 및 녹음 사이트를 재구성하거나 및 녹화 loci의 경로가 결정 수 있도록 추적기 주입하는 염료를 주입하실 수 있습니다. 이 방법은 사용 anesthetics없이 여러 일 동안 잘 격리 단일 신경 세포 녹음을 허용합니다.

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Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

의 연결 응답 Electrophysiological 특성은 뇌의 기능을 이해와 경로 추적을위한 염료의 위치를​​지도 중요합니다. 그러나 많은 연구 anesthetized 동물에서 수행됩니다. anesthetics없이 뇌 기능을 이해하기 위해서, 우리의 연결 응답 특성을 기록하고 깨어있는 마우스에 염료를 주입하는 방법을 개발했습니다.

신경 응답을 녹음하고 추적하는 주사에 대한 깨어 마우스의 작성

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.3K 조회수.  Johns Hopkins University. 의 연결 응답 Electrophysiological 특성은 뇌의 기능을 이해와 경로 추적을위한 염료의 위치를​​지도 중요합니다. 그러나 많은 연구 anesthetized 동물에서 수행됩니다. anesthetics없이 뇌 기능을 이해하기 위해서, 우리의 연결 응답 특성을 기록하고 깨어있는 마우스에 염료를 주입하는 방법을 개발했습니다.

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Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

에어 - 상 Electroolfactogram 기록을 사용하여 마우스 강한 감각 뉴런의 분석 응답

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

연구

신경과학

Whole Cell Recording from an Organotypic Slice Preparation of Neocortex

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex. Because of the lack of specific pharmacological agents for these channels, we have taken a genetic approach to manipulating channel expression. We use an organotypic culture preparation (16) in order to maintain cell morphology and the laminar pattern of cortex. We typically isolate acute neocortical slices at postnatal days 8-10 and maintain the slices in culture for 3-7 days. This allows us to study neurons at a similar age to those in our work with acute slices and minimizes the development of exuberant excitatory connections in the slice. We record from visually-identified pyramidal neurons in layers II/III or V using infrared illumination (IR-) and differential interference contrast microscopy (DIC) with whole cell patch clamp in current- or voltage-clamp. We use biolistic (Gene gun) transfection of wild type or mutant potassium channel DNA to manipulate expression of the channels to study their function. The transfected cells are easily identified by epifluorescence microscopy after co-transfection with cDNA for green fluorescent protein (GFP). We compare recordings of transfected cells to adjacent, untransfected neurons in the same layer from the same slice.

This is a protocol to prepare and maintain a neocortical slice preparation in organotypic culture for the purpose of making electrical recordings from pyramidal neurons.

네크로 텍스의 Organotypic 슬라이스 준비에서 전체 셀 녹음

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex.  Because of the ...

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. Here we present a visualized experimental and methodological protocol to directly visualize microregional tissue hypoxia and to infer perivascular oxygen gradients in the mouse cortex. It is based on the non-linear relationship between nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) endogenous fluorescence intensity and oxygen partial pressure in the tissue, where observed tissue NADH fluorescence abruptly increases at tissue oxygen levels below 10 mmHg1. We use two-photon excitation at 740 nm which allows for concurrent excitation of intrinsic NADH tissue fluorescence and blood plasma contrasted with Texas-Red dextran. The advantages of this method over existing approaches include the following: it takes advantage of an intrinsic tissue signal and can be performed using standard two-photon in vivo imaging equipment; it permits continuous monitoring in the whole field of view with a depth resolution of ~50 &mu;m. We demonstrate that brain tissue areas furthest from cerebral blood vessels correspond to vulnerable watershed areas which are the first to become functionally hypoxic following a decline in vascular oxygen supply. This method allows one to image microregional cortical oxygenation and is therefore useful for examining the role of inadequate or restricted tissue oxygen supply in neurovascular diseases and stroke.

Here we describe a method to directly visualize microregional tissue hypoxia in the mouse cortex in vivo. It is based on concurrent two-photon imaging of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and the cortical microcirculation. This method is useful for high resolution analysis of tissue oxygen supply.

내생 NADH 형광의 2 광자 이미징에 의한 마우스 대뇌 피질의 Microregional Hypoxia의 탐지

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

전체 마운트 근육 분석에 의한 재현성 마우스 좌골 신경 크러시와 중생의 후속 평가

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

신경 회로 녹화 본래대로 바퀴벌레 신경계에서

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

깨어 마우스의 신경 활성 물질의 Microiontophoretic 응용 프로그램과 결합하여 신경 활동의 세포 외 기록

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

의 기록 세포 내 전압 응답에 대한 전기 생리 방법<em&gt; 초파리</em&gt; 빛 자극에 광수와의 interneurons<em&gt; 생체</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

녹화 및 자극 애플리케이션을위한 높은 접촉 밀도의 제작, 평면 인터페이스 신경 전극

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

쥐 행동에 대규모 신경 기록에 대 한 향상 된 멀티 Tetrode 하이퍼 드라이브의 건설

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

전압에 민감한 염료를 사용하여 뇌 슬라이스의 광자 광자 광기록

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...