이 작품은 NIH / NIBIB 보조금 R00 EB009105 (NFS로)와 P30 EB011317 (NFS에), NIH / NIBIB 훈련 보조금 T32 EB007509 (AMW에), 케이스 웨스턴 리저브 대학의 학제 연합 투자 기금 (NFS로)에 의해 지원되었다 및 사례 종합 암 센터 보조금 P30 CA043703 (NFS로). 우리는의 Steinmetz 연구실 학부 학생 연구원에게 감사 실질적인 지원 : 나디아 Ayat, 케빈 첸, Sourav (SID) 데이, 앨리스 양 샘 알렉산더, 크레이그 D&#39; 크루즈 스티븐 왜가리, 로렌 랜돌프, 브라이언 그래서 바울 Chariou .

1. VNP (CPMV, BMV, PVX, 그리고 TMV) 전파 <ol><li> 실내 식물 챔버 하루 15 시간 (100 % 등, 25 ° C, 65 % 습도)와 밤 9 시간 (0 % 등, 22 ° C, 60 % 습도)에 제어합니다. </li><li> 표 1의 타임 라인에 따라 식물의 예방. </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> CPMV </td><td> PVX, TMV, 그리고 BMV </td></tr><tr><td rowspan="2"> 일 0 : 공장 3 cowpea 씨앗 / 화분. </td><td> 일 0 : 공장 ~ 30 N. benthamiana 씨 / 냄비. 1 큰술 비료 / 5 L의 물을 일주일에 한 번 비옥. </td></tr><tr><td> 일 14 : 1 공장 / 냄비에서 다시 냄비 N. benthamiana. </td></tr><tr><td> 10 일 : 감염은 카보 런덤의 살충제 빛을 사용하여 기계 접종하여 CPMV (5 μg/50 μl / 잎)를 기본 잎을 남긴다. </td><td> 일 28 : 감염 3 F필자는 카보 런덤의 살충제 빛을 사용하여 기계 접종하여 PVX, TMV, 또는 BMV (5 μg/50 μl / 잎)로 출발합니다. </td></tr><tr><td> 일 20 : 수확 잎과 -80에 저장 ° C. </td><td> 일 42 : 수확 잎과 -80에 저장 ° C. </td></tr></tbody></table> 성장 감염, 그리고 잎을 수확을위한 표 1. 타임 라인. 참고 : CPMV 전파가 예제로 증명된다. 2. VNP (CPMV, BMV, PVX, 그리고 TMV) 정화 참고 : 모든 단계는 얼음 또는 4에서 수행되는 ° C. <ol><li> 추위 버퍼 2 볼륨을 (표 2 참조)를 사용하여 표준 믹서기에서 냉동 잎 100g을 균질화. 일종의 투박한 무명로부터 2-3 층을 통해 필터링 할 수 있습니다. </li><li> PVX를 들어, 1 M HCL을 사용하여 6.5에 pH를 조정합니다. 0.2 % (w / V) 아스코르브 산 및 0.2 % (w / V) 나트륨 sulfi을 추가테. </li><li> 20 분에 5,500 XG에서 원유 공장 homogenate를 원심 분리기. 표면에 뜨는 수집합니다. </li><li> BMV를 들어, 레이어 10 % (w / V) 자당 솔루션의 5 ML 이상 표면에 뜨는 25 ML. 38.5 % CsCl 용액 (w / V)의 3 시간과 resuspend 펠릿을위한 9,000 XG에서 원심 분리기. 5 시간에 진동에 의한 혼합 한 다음 단계 2.12를 계속합니다. </li><li> 1시 1분 (V / V) 클로로포름 :1-부탄올의 0.7 볼륨을 추가하여 식물 자료를 추출합니다. 30-60 분 동안 혼합물을 저어. </li><li> 20 분에 5,500 XG에서 솔루션을 원심 분리기. 위 수성 단계를 수집합니다. </li><li> 0.2 M와 8 % (w / V) PEG (MW 8000)에 NaCl을 추가합니다. TMV의 경우도 (V / V) 트라이 튼 X-100 1 %를 추가 할 수 있습니다. 적어도 1 시간에 저어, 최소한 1 시간에 앉아 보자. </li><li> 15 분에 15,000 XG에서 솔루션을 원심 분리기. 버퍼의 10 ML에 Resuspend 펠릿. PVX를 들어, 0.5 M.에 0.1 % β-메르 캅토 에탄올 및 요소를 추가 </li><li> 30 분에 8,000 XG에 원심 분리기와 표면에 뜨는 수집합니다. </li><li> 3 시간에 160,000 XG에 표면에 뜨는을 Ultracentrifuge. 5 ML 버퍼 O에 Resuspend 펠릿vernight. </li><li> 동일한 10 % 권, 20 %, 30 %, 및 버퍼에 40 % 자당을 (무거운 첫 번째)를 사용하여 10-40%의 자당 기울기를 준비합니다. 기울기가 실온에서 하룻밤 평형 할 수 있습니다. </li><li> Ultracentrifuge은 2 시간 (BMV 24 시간)에 100,000 XG에서 자당 기울기를 통해 펠릿을 resuspended. </li><li> 광 분산 밴드를 수집하고 버퍼에 대한 dialyze. </li><li> 4에 VNPs (아래)와 상점을 특징 ° C. 장기 저장을 위해, -80에 저장 ° C.를 </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> CPMV 및 TMV </td><td> 0.1 M의 칼륨 인산 버퍼 (산도 7.0) 38.5 MM KH 2 PO 4 61.5 MM K 2 HPO 4 </td></tr><tr><td> PVX </td><td> 0.5 M borate 버퍼 (산도 7.8) 0.5 M 붕소의 산성 NaOH로 pH를 조정 </td></tr><tr><td> BMV </td><td> 사마 버퍼 (산도 4.5) 250 MM 나트륨 아세테이트 10 MM MgCl 2 이 MM β-메르 캅토 에탄올 (신선한 추가) </td></tr></tbody></table> 표 2. 각 VNP에 대한 버퍼 및 요리법. 참고 : CPMV 전파가 예제로 증명된다. 3. VNP (CPMV, BMV, PVX, 그리고 TMV) 특성 <ol><li> VNPs의 농도를 결정하기 위해 UV / 눈에 보이는 분광을 수행합니다. <ol><li> NanoDrop 분광 광도계를 사용하여 샘​​플 2 μl의 흡광도를 측정합니다. </li><li> 맥주 램버트 법을 사용하여 입자와 염료의 농도를 결정 (A는 흡광도입니다 A = εcl, ε 흡광 계수이며, C는 농도이며, 전 경로 길이입니다.) 경로 길이는 NanoDrop에 0.1 cm입니다. VNP 별 흡광 계수는 다음과 같습니다 CPMV : 8.1 cm -1 MG -1 ML (260 nm의에서) PVX : 2.97 cm -1 MG -1 ML (260 nm의에서) TMV : 3.0 cm -1 MG -1 ML (260 nm의에서) BMV : 5.15 cm -1 MG -1 ML (260 nm의에서) </li></ol></li><li> 크기 제외 빠른 단백질 액체 크로마토 그래피 (FPLC)에 의해 입자를 분석합니다. <ol><li> Superose 6 크기 배제 컬럼과 악타 익스플로러, 0.1 M의 칼륨 인산 버퍼 (산도 7.0) 200 μl에 VNPs의 부하 50-100 μg을 사용합니다. </li><li> 260 나노 미터 (핵산), 280 nm의 (단백질), 그리고 연결된 염료의 여기 파장에 감지기를 설정합니다. </li><li> 72 분 동안 0.5 ML / 분의 유량으로 실행합니다. </li><li> 용출 프로필과 A260 : A280 나노 미터는 VNP 준비가 순수 여부와 입자가 온전하고 조립 있는지 여부를 나타냅니다. 다음 A260 : 280 비율이 순수한 VNP 준비를 나타냅니다 : CPMV : 1.8 ± 0.1 PVX : 1.2 ± 0.1 TMV :1.1 ± 0.1 BMV : 1.7 ± 0.1 </li></ol></li><li> 개별 코트 단백질에 준비 및 활용의 순도를 분석 할 (예정 주물 NuPAGE) 비스 - 트리스의 polyacrylamide 4-12% 기울기 겔 전기 영동을 denaturing 수행합니다. <ol><li> 인산 칼륨 버퍼의 9 μl에있는 입자의 10 μg에 4X LDS 샘플 버퍼 3 ML을 추가합니다. 이황화 채권의 높은 수를 줄이기 위해 BMV에 4X LDS 샘플 버퍼와 β-메르 캅토 에탄올 3 μl의 추가 1 μl를 추가합니다. </li><li> 100 5 분에 열 블록에 품다 ° C. </li><li> SDS 젤에 샘플을로드합니다. </li><li> 버퍼를 실행 1X 걸레에 1 시간에 대해 200 V에서 샘플을 실행합니다. </li><li> 형광 코트 단백질을 시각화하기 위해 UV 빛 아래에있는 젤을 문서화. </li><li> 비 형광 단백질의 경우 1 시간에 Coomassie 블루 (0.25 % (w / V) Coomassie 브릴리언트 블루 R-250, 30 % (V / V) 메탄올, 10 % (V / V) 아세트산 산)와 얼룩. </li><li> 밤새 30 % 메탄올, 10 % 아세트산과 Destain. 찬GE는이 솔루션이 필요합니다. </li><li> 하얀 빛 아래 젤을 문서화. </li></ol></li><li> 전송 전자 현미경 (TEM)에 의한 입자의 무결성을 분석합니다. <ol><li> 0.1-1 MG / DI 물을 20 μl의 ML에 샘플을 희석. </li><li> Parafilm에있는 샘플의 20 μl 방울을 넣으십시오. </li><li> TEM 그리드와 방울을 커버 2 분 동안 앉아 보자. 필터 종이 그리드에 초과 솔루션을 위크. </li><li> 드라이 wicking 후 DI 워터 드롭 배치하여 격자를 씻으십시오. </li><li> 2 % 20 μl 드롭 (w / V) 2 분에 대한 uranyl 아세트산에 배치하여 격자를 청바지. 필터 종이 얼룩 초과를 위크. </li><li> 물에 한 번 더 그리드를 씻으십시오. </li><li> 전송 전자 현미경으로 격자를 관찰. </li></ol></li></ol> 4. PEG와 Fluorophores, 정제 및 특성과 VNPs의 화학 결합 <ol><li> 아래의 반응에 대한 계산은 VNPs의 몰 질량은 다음과 같습니다 CPMV : 5.6X 10 6 G / 몰 PVX : 35 X 10 6 G / 몰 TMV : 41 X 10 6 G / 몰 BMV : 4.6 X 10 6 G / 몰 </li><li> 한 단계 N-하이드 록시 succinimide 커플 링 반응을 이용하여 CPMV과 PVX의 표면 lysines에 염료와 PEG를 공액 : 알렉사 형석 647 succinimidyl 에스테르 및 4500 등가물의 2500 몰 등가물 (모든 어금니 과도한는 VNP 당 어금니를 초과 참조) 추가 NHS를 PEG (MW 5,000) 0.1 M의 칼륨 인산 버퍼에 CPMV에 DMSO에 용해. PVX와 함께 작업 할 경우 NHS-염색 및 NHS-PEG의 만 몰 초과를 추가합니다. CPMV와 PVX의 최종 농도가 2 밀리그램 / ML 및 DMSO 콘텐츠가 전체 반응 부피의 10 %입니다 그러한 버퍼와 DMSO 볼륨을 조정합니다. 빛으로부터 보호 상온에서 반응 혼합물은 하루 아침에 품다. CPMV 및 PVX는 각각 300 및 1270 번지 lysines 있습니다. (독자가에 대한 추가 읽기를 위해 다음과 같은 참조라고합니다CPMV 및 PVX의 화학 수정 : 13-15). </li><li> diazonium 커플 링에 의한 TMV의 tyrosines에 공액 염료와 PEG는 구리 (I) 촉매 azide - alkyne cycloaddition이 나타납니다. <ol><li> 0.3 M P-toluenesulfonic의 산성 일 수화물, 3.0 M의 아질산 나트륨의 25 μl, 그리고 0.68 M 소주 1 시간에 대해 4 ° C에서 아세토 니트릴에 용해 3 ethynylaniline의 75 μl 400 μl를 혼합하여 diazonium 염 (alkyne)를 준비합니다. </li><li> TMV의 1.25 ML (20 MG / ML 주식 솔루션)에 NaCl 100 MM를 포함하는 borate 버퍼, 산도 8.8의 3.3 ML를 추가합니다. </li><li> alkyne 결합이 diazonium 커플 링으로 TMV에 처리 추가하는 3 시간에 얼음 욕조에서 diazonium 염 (alkyne) 솔루션 450 μl로 TMV를 반응한다. 이 솔루션은 밝은 갈색 컬러로 돌아갈 것입니다. TMV는 활용을위한 2140 사용할 수 tyrosines 있습니다. </li><li> 단계 4.4에 설명 된대로 자당의 쿠션을 사용하여 최종 제품을 정화. </li><li> azide - 기능 알렉사 형석 647 및 PEG-azide (MW 5,000) 쓰겠다고를 첨부g의 구리 (I) 촉매 azide - alkyne의 cycloaddition (CuAAC). 1 ㎜ CuSO 4, 2 MM의 AMG, 그리고 15 분 동안 실온에서 2 MM 나트륨 아스 코브 산으로 코트의 단백질과 품다 당 염료 및 PEG-azide 2 동등을 추가합니다. TMV의 최종 반응 농도가 2 밀리그램 / ML이라는 버퍼 볼륨 등 조정합니다. (: 16,17 리더는 TMV의 화학 수정에 대한 추가 읽기를 위해 다음과 같은 참조라고합니다.) </li></ol></li><li> lysines 및 BMV 시스테인 돌연변이 (cBMV)의 cysteine​​s에 PEG에 염료를 변화시키다 : <ol><li> 0.1 M TNKM 버퍼 (50 MM 트리스베이스, 50 MM NaCl, 10 MM KCl, 5 MM MgCl 2, 산도 7.4)에 cBMV에 DMSO에 용해 오레곤 그린 488 succinimidyl 에스테르 2,000 몰 동등을 추가합니다. BMV의 최종 농도가 1 MG / ML 및 DMSO 콘텐츠가 전체 반응 부피의 10 %입니다 그러한 버퍼와 DMSO 볼륨을 조정합니다. 4에서 하룻밤 반응 혼합물을 품어 ° C 빛으로부터 보호되고 있습니다. </li><li> centri를 사용하여 정화 입자같은 fugal 필터는 단계 4.4에 설명되어 있습니다. </li><li> 이전과 동일한 반응 조건을 사용하여 PEG-maleimide (MW 2000)의 2000 몰 초과를 추가하고 4시에 2 시간의 반응 혼합물을 품어 ° C. cBMV 180 반응 lysines과 cysteine​​s 있습니다. (: 18 리더는 BMV의 화학 수정에 대한 추가 읽기를 위해 다음과 같은 참조라고합니다.) </li></ol></li><li> 정제 : 2.5 시간에 160,000 XG의 40 % (w / V) 자당의 쿠션을 통해 솔루션을 전달합니다. 버퍼에 펠렛를 다시 분해. 또한, 10 kDa 컷 - 오프 스핀 필터를 사용 적절한 버퍼에 대한 dialyze. </li><li> 특성화 : PEGylated과 휘황-라벨 VNPs은 위에서 설명한 방법 사용 분석 : 표시 / UV 분광, SDS 겔 전기 영동, FPLC, 그리고 TEM (미도 그러나,도 6 및 7 참조). </li></ol> 5. 마우스 이종 이식 모델을 사용하여 종양 타겟팅 및 이미징<ol><li> 문화 HT-29 RPMI 매체에서 인간 대장 암 세포는 175cm이 세포 배양 플라스크를 사용하여 5 % CO 2 5 % FBS, 37시 1퍼센트 페니실린 - 스트렙토 마이신, 그리고 1% L-글루타민 ° C로 보충. </li><li> 5 분에 37 ° C에서 트립신 - EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산)의 5 ML과 잠복기에 의해 멸균 PBS와 수확을 두 번 세포를 씻으십시오. RPMI 매체의 5 ML과 트립신을 비활성화. 5 분 500 XG에 centrifuging하여 세포를 수집합니다. 4에 5x10 6 cells/50 μl 매체 (trypan 파랑과 hemocytometer를 사용하여 총 세포 수를 결정)에 신선한 RPMI에서 ° C와 resuspend. 주사 (모든 솔루션 및 시약은 멸균 유지) 이전에 matrigel의 동일한 볼륨으로 섞는다. </li><li> 조달 6 주 이전 NCR 뉴 / 뉴 마우스, 2 주 알팔파 무료로 다이어트를을 유지하고 있습니다. [참고 :. 모든 동물 절차는 IACUC 승인해야합니다]의 피하 주입하여 종양 xenografts을 유발 5x10 6 cells/100 멸균 18 2분의 1 게이지를 사용하여 측면에서 μl / 종양 (2 종양 / 마우스)바늘. 정기적으로 동물을 모니터링 할 수 있습니다. 캘리퍼스를 사용하여 종양 크기를 측정하고 종양 20mm 3 (향후 12 일 이내)의 평균 볼륨으로 성장 할 수 있습니다. PBS와 VNP (N = 3 동물 / 그룹 / 시간 점) : 무작위로 두 개의 서로 다른 그룹에 쥐를 지정합니다. 1 ML 28 게이지 인슐린 주사기를 사용 정맥 주사 멸균 PBS의 꼬리 정맥 주입 100 μl 또는 10 밀리그램 / kg V​​NP 제제에 의해 관리 할 수​​ 있습니다. </li></ol> 참고 : 라이브 동물과 조직 문화 실험과 연구가 증명되지 않습니다. 손 -에 시범 조직 처리 및 데이터 수집으로 제한됩니다. HT-29 종양의 이종 이식 모델에서 참조를 들어, 리더는 심판이라고합니다. 19 세 기술은 VNPs의 유도 종양을 평가하는 데 사용됩니다 : <ol start="4"><li> CO 2를 사용하여 다른 시간 지점 (2, 24, 72 시간)에 희생 마우스 : 마에스트로 이미징 시스템을 사용하여 형광 이미징가스. 측면에있는 종양과 함께 동물과 소비세 모든 주요 기관 (뇌, 심장, 폐, 비장, 신장, 간) 해부, parafilm에 조직을 배치하고, (800 밀리 노란색 여기와 방출 필터를 사용 형광 이미징 장비와 분석 조직에서 형광 신호 (VNPs에 복합 A647 레이블에서 파생)의 존재를 감지 노출). 이미지를 저장하고 ImageJ 1.44o 소프트웨어 (사용 형광 농도 분석 <a href="http://imagej.nih.gov/ij" target="_blank">http://imagej.nih.gov/ij을</a> ). 시간이 주요 조직과 종양의 VNPs의 이해의 패턴을 비교합니다. </li><li> 이미징 후, 반으로 각 조직을 잘라 cryo-sectioning 및 공 촛점 분석 10월 화합물에 반을 삽입 할 수 있습니다. 미리 무게 cryo-병에 나머지 절반을 수집하고 즉시 액체 N 2를 사용 동결. 스토어 -80 ° C에서 추가 처리를위한 준비가 될 때까지. </li><li> 형광 정량화 : 재코드는 조직 가중치를. 실온에서 냉동 조직을 해동하고 PBS 1 ML을 포함하는 별도의 50 ML 팔콘 튜브에 배치합니다. 휴대용 조직 균질를 사용하여 PBS에서 2-3 분을위한 조직을 균질화 한 후 microfuge 튜브에 homogenate를 전송합니다. 비 무균 조직을 제거하는 13,000 XG에서 10 분의 homogenates을 원심 분리기. </li><li> 384도 검은 색 UV 판에 각 그룹 (PBS 및 VNP 공법 / 시간 점)에서 조직의 표면에 뜨는의 Pipet 100 μl. 접시 리더를 사용하여 형광 강도를 (예 / EM 파장 665분의 600) 평가합니다. 조직 가중치에 의해 얻은 형광 값을 정상화. </li><li> Immunohistochemistry : -20 ° C.에 cryo-마이크로톰 섹션 (10 μm)와 상점을 준비 세포 핵 (DAPI)과 내피 세포 마커 (CD31 항체 안티 - 마우스 FITC-라벨)에 대한 조직 섹션을 청바지. 휘황 - 라벨 VNP의 혈관과 간 tumoral 현지화를 매핑 할 공 촛점 현미경 분석을 수행s입니다. </li></ol> 참고 :이 절차는 증명되지 않습니다 대리인 데이터는 그림 8에 표시됩니다. immunohistochemistry와 설명 착색 방법에 대한 참조를 들어, 리더는 심판이라고합니다. 19

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	<li>Carrillo-Tripp, M., Shepherd, C. M., Borelli, I. A., Venkataraman, S., Lander, G., Natarajan, P., Johnson, J. E., Brooks, C. L., Reddy, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VIPERdb2:+an+enhanced+and+web+API+enabled+relational+database+for+structural+virology.">VIPERdb2: an enhanced and web API enabled relational database for structural virology.</a> Nucl. Acids Res. 37, 436-442 (2009).</li><li>Pokorski, J. K., Steinmetz, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+art+of+engineering+viral+nanoparticles.">The art of engineering viral nanoparticles.</a> Mol. Pharm. 8, 29-43 (2011).</li><li>Steinmetz, N. F., Lin, T., Lomonossoff, G. P., Johnson, J. 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G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Icosahedral+virus+particles+as+addressable+nanoscale+building+blocks.">Icosahedral virus particles as addressable nanoscale building blocks.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 41, 459-462 (2002).</li><li>Bruckman, M. A., Kaur, G., Lee, L. A., Xie, F., Sepulveda, J., Breitenkamp, R., Zhang, X., Joralemon, M., Russell, T. P., Emrick, T., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+modification+of+tobacco+mosaic+virus+with+"click"+chemistry.">Surface modification of tobacco mosaic virus with "click" chemistry.</a> Chembiochem. 9, 519-523 (2008).</li><li>Schlick, T. L., Ding, Z., Kovacs, E. W., Francis, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual-surface+modification+of+the+tobacco+mosaic+virus.">Dual-surface modification of the tobacco mosaic virus.</a> J. Am. Chem. Soc. 127, 3718-3723 (2005).</li><li>Yildiz, I., Tsvetkova, I., Wen, A. M., Shukla, S., Masarapu, M. H., Dragnea, B., Steinmetz, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+Brome+mosaic+virus+for+biomedical+applications.">Engineering of Brome mosaic virus for biomedical applications.</a> RSC Advances. , (2012).</li><li>Brunel, F. M., Lewis, J. D., Destito, G., Steinmetz, N. F., Manchester, M., Stuhlmann, H., Dawson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hydrazone+ligation+strategy+to+assemble+multifunctional+viral+nanoparticles+for+cell+imaging+and+tumor+targeting.">Hydrazone ligation strategy to assemble multifunctional viral nanoparticles for cell imaging and tumor targeting.</a> Nano Lett. 10, 1093-1097 (2010).</li><li>Shukla, S., Ablack, A., Wen, A., Lee, K., Lewis, J., Steinmetz, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+tumor+homing+and+tissue+penetration+of+the+filamentous+plant+viral+nanoparticle+Potato+virus+X.">Increased tumor homing and tissue penetration of the filamentous plant viral nanoparticle Potato virus X.</a> Molecular Pharmaceutics. , (2012).</li><li>Chatterji, A., Ochoa, W., Shamieh, L., Salakian, S. P., Wong, S. M., Clinton, G., Ghosh, P., Lin, T., Johnson, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+conjugation+of+heterologous+proteins+on+the+surface+of+Cowpea+mosaic+virus.">Chemical conjugation of heterologous proteins on the surface of Cowpea mosaic virus.</a> Bioconjug. Chem. 15, 807-813 (2004).</li></ol>

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이 프로토콜은 생체 종양 이미징에 대한 VNPs 및 응용 프로그램의 화학 조작을위한 접근 방식을 제공합니다. 여기에 제시된 동물 형광 이미징, 형광 정량화 및 immunohistochemistry 기술 biodistribution을 공부하고 종양 추적 평가하는 데 유용합니다. 이 기술은 EPR 효과를 통해 종양에 나노 입자의 접근에 관한 귀중한 정보를 제공합니다. 다양한 분석 방법의 결과를 결합하여, 우리는 VNPs의 지?...

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Material Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>VNP production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Indoor plant chamber</td>
			<td>Percival Scientific</td>
			<td>E-41L2</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>V. unguiculata seeds (California black-eye no. 5)</td>
			<td>Burpee</td>
			<td>51771A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N. benthamiana seeds</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>N. benthamiana seeds were a gift from Salk Institute. Seeds are produced through plant propagation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carborundum</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>C192-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pro-mix BX potting soil</td>
			<td>Premier Horticulture</td>
			<td>713400</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jack's Professional 20-10-20 Peat-Lite Fertilizer</td>
			<td>JR Peters</td>
			<td>77860</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50.2 Ti rotor</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>337901</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SW 32 Ti rotor</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>369694</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optima L-90K ultracentrifuge</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>365672</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SLA-3000 rotor</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>07149</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SS-34 rotor</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>28020</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sorvall RC-6 Plus centrifuge</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>46910</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene bottle</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>355607</td>
			<td>For SLA-3000 rotor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate bottle</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>357002</td>
			<td>For SS-34 rotor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Clear tube</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>344058</td>
			<td>For sucrose gradient and SW 32 Ti rotor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate bottle</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>355618</td>
			<td>For pelleting and 50.2 Ti rotor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoDrop spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>NanoDrop2000c</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerEase 500 pre-cast gel system</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>EI8675EU</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superose 6 10/300 GL (24 ml) size-exclusion column</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>17-5172-01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&Auml;KTA Explorer 100 Chromatograph</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>28-4062-66</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Allegra X-12R</td>
			<td>Beckman</td>
			<td>392302</td>
			<td>Benchtop centrifuge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1850</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Maestro 2</td>
			<td>Caliper Life Sciences</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>In vivo imaging system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tearor</td>
			<td>Biospec Products</td>
			<td>985370-395</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>Tecan</td>
			<td>Infinite-200</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transmission electron microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>Libra 200FE</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoView laser scanning confocal microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>FV1000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Chemicals and Reagents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-ethynylaniline</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>498289-5G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>384 well black plate</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>353285</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-12% Bis-Tris NuPAGE SDS gel</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>NP0321BOX</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4X LDS sample buffer</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>NP0008</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic Acid</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A385-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>271004-1L</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647 azide</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A10277</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 647 carboxylic acid, succinimidyl ester</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A20006</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amicon Ultra-0.5 ml Centrifugal Filters</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>UFC501096</td>
			<td>10 kDa cut-off</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aminoguanidine hydrochloride</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>36891-0250</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boric acid</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A74-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie Brilliant Blue R-250</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP101-25</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CsCl</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>42285-1000</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>157574</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP231-100</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter paper</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>09-801K</td>
			<td>P5 grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC anti-mouse CD31</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>102406</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16210-064</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP366-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-ascorbic acid sodium salt</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>35268-0050</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>A412P-4</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP214-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-544-3</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope cover glass</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366-277</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MOPS buffer</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>NP0001</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mPEG-mal</td>
			<td>Nanocs</td>
			<td>PG1-ML-2k</td>
			<td>MW 2000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mPEG-N3</td>
			<td>Nanocs</td>
			<td>PG1-AZ-5k</td>
			<td>MW 5000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mPEG-NHS</td>
			<td>Nanocs</td>
			<td>PG1-SC-5k</td>
			<td>MW 5000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP358-212</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oregon Green 488 succinimidyl ester *6-isomer*</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>O-6149</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>p-toluenesulfonic acid monohydrate</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>13902-0050</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permount</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>SP15-100</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate dibasic</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP363-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP362-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium acetate</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP333-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium nitrite</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>42435-0050</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium sulfite</td>
			<td>Amresco</td>
			<td>0628-500G</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>S6-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TEM grid</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>FCF-400Cu</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris base</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP152-500</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>EMD Chemicals</td>
			<td>TX1568-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&beta;-mercaptoethanol</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>O3446I-100</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Tissue Culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>12483-020</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>0267110</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HT-29 cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-38</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25030-080</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Cellgro</td>
			<td>21-040-CV</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-streptomycin</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>10378-016</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI-1640</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>31800-089</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture flasks</td>
			<td>Corning</td>
			<td>431080</td>
			<td>175 cm2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>SV30084.01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin, 0.05% (1X) with EDTA 4Na, liquid</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25300-054</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Animal Studies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18% Protein Rodent Diet</td>
			<td>Harlan Teklad</td>
			<td>Teklad Global 2018S</td>
			<td>Alfalfa free diet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>329410</td>
			<td>28 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>AHN3637</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Matrix basement membrane</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>356234</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NCR nu/nu mice</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>CWRU School 
			of Medicine Athymic Animal and Xenograft Core Facility</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile syringe</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td>18 1/2 gauge</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek CRYO-OCT Compound</td>
			<td>Andwin Scientific</td>
			<td>4583</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

viral nanoparticles for in vivo tumor imaging

나노 소재의 사용은 재료 과학 및 의학에 혁명을 할 수있는 가능성이 있습니다. 현재, 서로 다른 나노 입자의 수​​는 이미징 및 치료에 응용 프로그램에 조사하고 있습니다. 식물에서 파생 바이러스 성 나노 입자 (VNPs)가 정의 크기와 모양으로 자기 조립 bionanomaterials으로 간주 할 수 있습니다. Steinmetz 연구실에서 조사중인 공장 바이러스는 직경 30 nm의 아르 둘 다 Cowpea 모자이크 바이러스 (CPMV)와 Brome 모자이크 바이러스 (BMV)에 의해 형성 icosahedral 입자가 포함되어 있습니다. 우리는 또한 다음과 같은 식물 바이러스로부터 파생 된 막대 모양과 filamentous 구조를 개발하고 있습니다 : 18 나노 미터로 300 nm의 크기, 그리고 filamentous 입자 515를 형성 감자 바이러스 X (PVX)로 강성 봉을 형성 담배 모자이크 바이러스 (TMV), 길이, 폭 13 나노 미터의 나노 미터는 (독자는 심판이 판결이라고합니다. VNPs에 대한 자세한 내용은 1, 2). planta에 대규모로 쉽게 제작 할 수 매우 안정적이고 biocompatible 있습니다. 또한, VNPs는 특히 유전자 변형 또는 화학 bioconjugation 방법 3을 사용 설계 할 수 있습니다 &quot;프로그램&quot;단위입니다. VNPs의 구조는 원자 해상도로 알려져 있으며, 수정은 원자 레벨 4, 현재의 최첨단 기술과 합성 나노 소재를 사용하여 달성 할 수없는 제어 수준의 공간적 정밀도로 수행 할 수 있습니다. 이 논문에서, 우리는 CPMV, PVX, TMV, 그리고 Vigna ungiuculata와 Nicotiana benthamiana 공장에서 BMV의 전파에 대해 설명합니다. 각 VNP에 대한 추출 및 정제 프로토콜은 주어집니다. 정화되고 화학적으로 라벨이 표시된 VNPs의 특성에 대한 방법은 설명되어 있습니다. 본 연구에서는, 우리는 채널에 초점을emical fluorophores과 VNPs의 라벨 (예를 들면, 알렉사 형석 647) 및 폴리에틸렌 글리콜 (PEG). 염료는 추적 및 5-10 VNPs의 확인을 용이하게하고, 자신의 pharmacokinetics 8,11을 향상하는 동안 PEG는 proteinaceous 나노 입자의 immunogenicity을 감소시킨다. 우리는 마우스 이종 이식 종양 모델을 사용 PEGylated VNPs의 유도 종양을 보여줍니다. 마에스트로 이미징 시스템을 사용하여 조직 예 생체의 형광 이미징, 균질 조직의 형광 정량화하고, 공 촛점 현미경의 조합이 biodistribution을 연구하는 데 사용됩니다. VNPs는 reticuloendothelial 시스템 (RES)를 통해 해제되며, 추적 종양이 향상된 투자율 및 유지 (EPR) 효과를 통해 수동적으로 12 달성된다. VNP의 나노 기술은 강력한 플러그 앤 플레이 이미지에 기술하고 생체 내 질병의 사이트를 취급합니다. 우리는 더에 약물 cargos 및 임상 - 관련 영상 moieties뿐만 아니라 조직 별 리간드를 수행 할 VNPs를 개발하고 있습니다암과 심장 혈관 질환에 overexpressed 분자 수용체를 타겟팅합니다.

<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4352/4352fig1.jpg" /> 
 Figure 1. Plant virus-infected plants. Vigna unguiculata plants infected with CPMV (A). Nicotiana benthamiana plants infected with PVX (B), TMV (C), and BMV (D). The pictures were taken about 10 days post infection by mechanical inoculation.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/4352...

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Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

공장 바이러스 나노 입자 (VNPs)은 생물 의약의 응용 프로그램 플랫폼을 약속하고 있습니다. 여기, 우리는 공장 VNP 전파, 정화, 특성화 및 bioconjugation에 대한 절차를 설명합니다. 마지막으로, 우리는 마우스 이종 이식 모델과 형광 이미징을 사용하여 종양 추적 및 이미징을위한 VNPs의 응용 프로그램을 보여줍니다.

에 대한 바이러스 나노 입자<em&gt; 생체에</em&gt; 종양 이미징

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being ...

viral-nanoparticles-for-in-vivo-tumor-imaging

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

17.1K 조회수.  Case Western Reserve University. 공장 바이러스 나노 입자 (VNPs)은 생물 의약의 응용 프로그램 플랫폼을 약속하고 있습니다. 여기, 우리는 공장 VNP 전파, 정화, 특성화 및 bioconjugation에 대한 절차를 설명합니다. 마지막으로, 우리는 마우스 이종 이식 모델과 형광 이미징을 사용하여 종양 추적 및 이미징을위한 VNPs의 응용 프로그램을 보여줍니다.

비디오: Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

에 대한 간단한 마이크로 유체 장치<em&gt; 생체 내</em의&gt; 이미징<em&gt; C. elegans</em&gt;<em&gt; Drosophila</em&gt;와 Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

연구

생체공학

Analysis of Targeted Viral Protein Nanoparticles Delivered to HER2+ Tumors

The HER2+ tumor-targeted nanoparticle, HerDox, exhibits tumor-preferential accumulation and tumor-growth ablation in an animal model of HER2+ cancer. HerDox is formed by non-covalent self-assembly of a tumor targeted cell penetration protein with the chemotherapy agent, doxorubicin, via a small nucleic acid linker. A combination of electrophilic, intercalation, and oligomerization interactions facilitate self-assembly into round 10-20 nm particles. HerDox exhibits stability in blood as well as in extended storage at different temperatures. Systemic delivery of HerDox in tumor-bearing mice results in tumor-cell death with no detectable adverse effects to non-tumor tissue, including the heart and liver (which undergo marked damage by untargeted doxorubicin). HER2 elevation facilitates targeting to cells expressing the human epidermal growth factor receptor, hence tumors displaying elevated HER2 levels exhibit greater accumulation of HerDox compared to cells expressing lower levels, both in vitro and in vivo. Fluorescence intensity imaging combined with in situ confocal and spectral analysis has allowed us to verify in vivo tumor targeting and tumor cell penetration of HerDox after systemic delivery. Here we detail our methods for assessing tumor targeting via multimode imaging after systemic delivery.

This article details the procedures for optical imaging analysis of the tumor-targeted nanoparticle, HerDox. In particular, detailed use of the multimode imaging device for detecting tumor targeting and assessing tumor penetration is described here.

표적으로 바이러스 성 단백질의 분석은 HER2 + 종양에 전달 나노 입자

The HER2+ tumor-targeted nanoparticle, HerDox, exhibits tumor-preferential accumulation and tumor-growth ablation in an animal model of HER2+ cancer. ...

PLGA Nanoparticles Formed by Single- or Double-emulsion with Vitamin E-TPGS

Poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) is a biocompatible member of the aliphatic polyester family of biodegradable polymers. PLGA has long been a popular choice for drug delivery applications, particularly since it is already FDA-approved for use in humans in the form of resorbable sutures. Hydrophobic and hydrophilic drugs are encapsulated in PLGA particles via single- or double-emulsion. Briefly, the drug is dissolved with polymer or emulsified with polymer in an organic phase that is then emulsified with the aqueous phase. After the solvent has evaporated, particles are washed and collected via centrifugation for lyophilization and long term storage. PLGA degrades slowly via hydrolysis in aqueous environments, and encapsulated agents are released over a period of weeks to months. Although PLGA is a material that possesses many advantages for drug delivery, reproducible formation of nanoparticles can be challenging; considerable variability is introduced by the use of different equipment, reagents batch, and precise method of emulsification. Here, we describe in great detail the formation and characterization of microparticles and nanoparticles formed by single- or double-emulsion using the emulsifying agent vitamin E-TPGS. Particle morphology and size are determined with scanning electron microscopy (SEM). We provide representative SEM images for nanoparticles produced with varying emulsifier concentration, as well as examples of imaging artifacts and failed emulsifications. This protocol can be readily adapted to use alternative emulsifiers (e.g. poly(vinyl alcohol), PVA) or solvents (e.g.&#160;dichloromethane, DCM).

We describe the production and characterization of nanoparticles and microparticles composed of poly(lactic-co-glycolic acid) using vitamin E-TPGS as an emulsifier. By varying formulation parameters such as the concentration of emulsifier, it is possible to produce nanoparticles with mean diameters ranging from 220 nm to&#160;1.98 &#181;m.

Poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) is a biocompatible member of the aliphatic polyester family of biodegradable polymers. PLGA has long been a popular ...

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an integral part of normal tissue renewal, excessive amount of remodeling activity is involved in tumors, arthritis, and many other pathological conditions. During collagen remodeling, the triple helical structure of collagen molecules is disrupted by proteases in the extracellular environment. In addition, collagens present in many histological tissue samples are partially denatured by the fixation and preservation processes. Therefore, these denatured collagen strands can serve as effective targets for biological imaging. We previously developed a caged collagen mimetic peptide (CMP) that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands by forming triple helical structure, which is unique to collagens. The overall goals of this procedure are i)&#160;to image denatured collagen strands resulting from normal remodeling activities in vivo, and ii) to visualize collagens in ex vivo tissue sections using the photo-triggered caged CMPs. To achieve effective hybridization and successful in vivo and ex vivo imaging, fluorescently labeled caged CMPs are either photo-activated immediately before intravenous injection, or are directly activated on tissue sections. Normal skeletal collagen remolding in nude mice and collagens in prefixed mouse cornea tissue sections are imaged in this procedure. The imaging method based on the CMP-collagen hybridization technology presented here could lead to deeper understanding of the tissue remodeling process, as well as allow development of new diagnostics for diseases associated with high collagen remodeling activity.

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

This procedure demonstrates in vivo near IR fluorescence imaging of collagen remodeling activities in mice as well as ex vivo staining of collagens in tissue sections using caged collagen mimetic peptides that can be photo-triggered to hybridize with denatured collagen strands.

변성 콜라겐 물가 이미징<em&gt; 생체 내</em&gt;와<em&gt; 예 생체 내</em&gt; 리테이너 타입 콜라겐 미메시스 펩티드의 사진 트리거 하이브리드를 통해

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

Harmonic Nanoparticles for Regenerative Research

In this visualized experiment, protocol details are provided for in vitro labeling of human embryonic stem cells (hESC) with second harmonic generation nanoparticles (HNPs). The latter are a new family of probes recently introduced for labeling biological samples for multi-photon imaging. HNPs are capable of doubling the frequency of excitation light by the nonlinear optical process of second harmonic generation with no restriction on the excitation wavelength.
Multi-photon based methodologies for hESC differentiation into cardiac clusters (maintained as long term air-liquid cultures) are presented in detail. In particular, evidence on how to maximize the intense second harmonic (SH) emission of isolated HNPs during 3D monitoring of beating cardiac tissue in 3D is shown. The analysis of the resulting images to retrieve 3D displacement patterns is also detailed.

Protocol details are provided for in vitro labeling human embryonic stem cells with second harmonic generating nanoparticles. Methodologies for hESC investigation by multi-photon microscopy and their differentiation into cardiac clusters are also presented.

재생 연구를위한 고조파 나노 입자

In this visualized experiment, protocol details are provided for in vitro labeling of human embryonic stem cells (hESC) with second harmonic generation ...

Biofunctionalized Prussian Blue Nanoparticles for Multimodal Molecular Imaging Applications

Multimodal, molecular imaging allows the visualization of biological processes at cellular, subcellular, and molecular-level resolutions using multiple, complementary imaging techniques. These imaging agents facilitate the real-time assessment of pathways and mechanisms in vivo, which enhance both diagnostic and therapeutic efficacy. This article presents the protocol for the synthesis of biofunctionalized Prussian blue nanoparticles (PB NPs) - a novel class of agents for use in multimodal, molecular imaging applications. The imaging modalities incorporated in the nanoparticles, fluorescence imaging and magnetic resonance imaging (MRI), have complementary features. The PB NPs possess a core-shell design where gadolinium and manganese ions incorporated within the interstitial spaces of the PB lattice generate MRI contrast, both in T1 and T2-weighted sequences. The PB NPs are coated with fluorescent avidin using electrostatic self-assembly, which enables fluorescence imaging. The avidin-coated nanoparticles are modified with biotinylated ligands that confer molecular targeting capabilities to the nanoparticles. The stability and toxicity of the nanoparticles are measured, as well as their MRI relaxivities. The multimodal, molecular imaging capabilities of these biofunctionalized PB NPs are then demonstrated by using them for fluorescence imaging and molecular MRI in vitro.

This protocol describes the synthesis of biofunctionalized Prussian blue nanoparticles and their use as multimodal, molecular imaging agents. The nanoparticles have a core-shell design where gadolinium or manganese ions within the nanoparticle core generate MRI contrast. The biofunctional shell contains fluorophores for fluorescence imaging and targeting ligands for molecular targeting.

멀티 모달 분자 이미징 애플리케이션을위한 Biofunctionalized 프 러시안 블루 나노 입자

Multimodal, molecular imaging allows the visualization of biological processes at cellular, subcellular, and molecular-level resolutions using multiple, ...

Microwave-driven Synthesis of Iron Oxide Nanoparticles for Fast Detection of Atherosclerosis

A fast and reproducible microwave-driven protocol has been developed for the synthesis of neridronate-functionalized nanoparticles. Starting from the synthesis of hydrophobic nanoparticles, our method is based on an adaptation from thermal decomposition method to microwave driven synthesis. The new methodology produces a decrease in the reaction times in comparison with traditional procedures. Moreover, the use of the microwave technology increases the reproducibility of the reactions, something important from the point of view of clinical applications. The novelty of this iron oxide nanoparticle is the attachment of Neridronate. The use of this molecule leads a bisphosphonate moiety towards the outside of the nanoparticle that provides Ca2+ binding properties in vitro and selective accumulation in vivo in the atheroma plaque. The protocol allows the synthesis and plaque detection in about 3 hr since the initial synthesis from organic precursors. Their accumulation in the atherosclerotic area in less than 1 hr provides a contrast agent particularly suitable for clinical applications.

Microwave technology enables extremely fast synthesis of iron oxide nanoparticles for atherosclerosis plaque characterization. The use of an aminobisphosphonate in the external side of the nanoparticle provides a fast accumulation in the atherosclerotic area.

동맥 경화의 빠른 검색을위한 산화철 나노 입자의 전자 레인지 중심의 합성

A fast and reproducible microwave-driven protocol has been developed for the synthesis of neridronate-functionalized nanoparticles. Starting from the ...

Visualizing Angiogenesis by Multiphoton Microscopy In Vivo in Genetically Modified 3D-PLGA/nHAp Scaffold for Calvarial Critical Bone Defect Repair

The reconstruction of critically sized bone defects remains a serious clinical problem because of poor angiogenesis within tissue-engineered scaffolds during repair, which gives rise to a lack of sufficient blood supply and causes necrosis of the new tissues. Rapid vascularization is a vital prerequisite for new tissue survival and integration with existing host tissue. The de novo generation of vasculature in scaffolds is one of the most important steps in making bone regeneration more efficient, allowing repairing tissue to grow into a scaffold. To tackle this problem, the genetic modification of a biomaterial scaffold is used to accelerate angiogenesis and osteogenesis. However, visualizing and tracking in vivo blood vessel formation in real-time and in three-dimensional (3D) scaffolds or new bone tissue is still an obstacle for bone tissue engineering. Multiphoton microscopy (MPM) is a novel bio-imaging modality that can acquire volumetric data from biological structures in a high-resolution and minimally-invasive manner. The objective of this study was to visualize angiogenesis with multiphoton microscopy in vivo in a genetically modified 3D-PLGA/nHAp scaffold for calvarial critical bone defect repair. PLGA/nHAp scaffolds were functionalized for the sustained delivery of a growth factor pdgf-b gene carrying lentiviral vectors (LV-pdgfb) in order to facilitate angiogenesis and to enhance bone regeneration. In a scaffold-implanted calvarial critical bone defect mouse model, the blood vessel areas (BVAs) in PHp scaffolds were significantly higher than in PH scaffolds. Additionally, the expression of pdgf-b and angiogenesis-related genes, vWF and VEGFR2, increased correspondingly. MicroCT analysis indicated that the new bone formation in the PHp group dramatically improved compared to the other groups. To our knowledge, this is the first time multiphoton microscopy was used in bone tissue-engineering to investigate angiogenesis in a 3D bio-degradable scaffold in vivo and in real-time.

Visualizing Angiogenesis by Multiphoton Microscopy In Vivo in Genetically Modified 3D-PLGA/nHAp Scaffold for Calvarial Critical Bone Defect Repair

Here, we present a protocol to visualize blood vessel formation in vivo and in real-time in 3D scaffolds by multiphoton microscopy. Angiogenesis in genetically modified scaffolds was studied in a murine calvarial critical bone defect model. More new blood vessels were detected in the treatment group than in controls.

Calvarial 중요 한 뼈 결함 수리 다 현미경 Vivo에서 유전자 변형 3D-PLGA/nHAp 비 계에 의해 신생 시각화

The reconstruction of critically sized bone defects remains a serious clinical problem because of poor angiogenesis within tissue-engineered scaffolds ...

Initial Evaluation of Antibody-conjugates Modified with Viral-derived Peptides for Increasing Cellular Accumulation and Improving Tumor Targeting

Antibody-conjugates (ACs) modified with virus-derived peptides are a potentially powerful class of tumor cell delivery agents for molecular payloads used in cancer treatment and imaging due to increased cellular accumulation over current ACs. During early AC in vitro development, fluorescence techniques and radioimmunoassays are sufficient for determining intracellular localization, accumulation efficiency, and target cell specificity. Currently, there is no consensus on standardized methods for preparing cells for evaluating AC intracellular accumulation and localization. The initial testing of ACs modified with virus-derived peptides is critical especially if several candidates have been constructed. Determining intracellular accumulation by fluorescence can be affected by background signal from ACs at the cell surface and complicate the interpretation of accumulation. For radioimmunoassays, typically treated cells are fractionated and the radioactivity in different cell compartments measured. However, cell lysis varies from cell to cell and often nuclear and cytoplasmic compartments are not adequately isolated. This can produce misleading data on payload delivery properties. The intravenous injection of radiolabeled virus-derived peptide-modified ACs in tumor bearing mice followed by radionuclide imaging is a powerful method for determining tumor targeting and payload delivery properties at the in vivo phase of development. However, this is a relatively recent advancement and few groups have evaluated virus-derived peptide-modified ACs in this manner. We describe the processing of treated cells to more accurately evaluate virus-derived peptide-modified AC accumulation when using confocal microscopy and radioimmunoassays. Specifically, a method for trypsinizing cells to remove cell surface bound ACs. We also provide a method for improving cellular fractionation. Lastly, this protocol provides an in vivo method using positron emission tomography (PET) for evaluating initial tumor targeting properties in tumor-bearing mice. We use the radioisotope 64Cu (t1/2 = 12.7 h) as an example payload in this protocol.

Viral-derived peptides coupled to antibody-conjugates (ACs) is an approach gaining momentum due to the potential of delivering molecular payloads with increased tumor cell accumulation. Utilizing common methods to evaluate peptide conjugation, AC and payload intracellular accumulation, and tumor targeting, this protocol helps researchers during the key initial development phases.

세포 축적을 증가 하 고 종양을 대상으로 개선에 대 한 바이러스 성 파생 된 펩 티 드 항 체 어원이 같은 말의 초기 평가 수정

Antibody-conjugates (ACs) modified with virus-derived peptides are a potentially powerful class of tumor cell delivery agents for molecular payloads used ...

Correlative Light Electron Microscopy (CLEM) for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing virus-infected or transfected cells via EM are the low efficiencies of infection or transfection, hindering the examination of these cells. In order to overcome this difficulty, light microscopy (LM) can be performed first to allocate the subpopulation of infected or transfected cells. Thus, taking advantage of the use of fluorescent proteins (FPs) fused to viral proteins, LM is used here to record the positions of the "positive-transfected" cells, expressing a FP and growing on a support with an alphanumeric pattern. Subsequently, cells are further processed for EM via high pressure freezing (HPF), freeze substitution (FS) and resin embedding. The ultra-rapid freezing step ensures excellent membrane preservation of the selected cells that can then be analyzed at the ultrastructural level by transmission electron microscopy (TEM). Here, a step-by-step correlative light electron microscopy (CLEM) workflow is provided, describing sample preparation, imaging and correlation in detail. The experimental design can be also applied to address many cell biology questions.

Correlative Light Electron Microscopy CLEM for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

A correlative light electron microscopy (CLEM) method is applied to image virus-induced intracellular structures via electron microscopy (EM) in cells that are previously selected by light microscopy (LM). LM and EM are combined as a hybrid imaging approach to achieve an integrated view of virus-host interactions.

상호 빛 전자 현미경 검사 법 (클레 멘 타인) 추적 하 고 바이러스 성 단백질을 이미징 관련 Cryo 움직일 셀 구조

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing ...